زرع مصفوفة تخطيط كهربية القشرية الرخوة تحت الجافية (ECoG) والتسجيل القشري طويل الأمد في الخنازير الصغيرة
Summary
هنا ، نقدم طريقة لتقييم الأداء والسلامة على المدى الطويل لمصفوفات الأقطاب الكهربائية تحت الجافية اللينة في نموذج صغير ، مع وصف الطريقة والأدوات الجراحية ، والتصوير بالرنين المغناطيسي بعد العملية الجراحية ، والفيزيولوجيا الكهربية للقشرة السمعية ، والخصائص الكهروكيميائية للزرع ، والكيمياء المناعية بعد الوفاة.
Abstract
يمكن تشخيص الإعاقات العصبية والأمراض أو علاجها باستخدام مصفوفات تخطيط كهربية القلب (ECoG). في الصرع المقاوم للأدوية ، تساعد هذه في تحديد منطقة الصرع المراد استئصالها. في التطبيقات طويلة المدى مثل واجهات الدماغ والحاسوب ، تستخدم هذه الأقطاب الكهربائية فوق القشرية لتسجيل نية حركة الدماغ ، للتحكم في الأطراف الروبوتية للمرضى المصابين بالشلل. ومع ذلك ، فإن شبكات الأقطاب الكهربائية الصلبة الحالية لا تلبي الحاجة إلى تسجيلات الدماغ عالية الدقة والتكامل الحيوي على المدى الطويل. في الآونة الأخيرة ، تم اقتراح صفائف أقطاب كهربائية متوافقة لتحقيق استقرار الزرع على المدى الطويل مع الأداء العالي. ومع ذلك ، هناك حاجة إلى دراسات ما قبل السريرية لتقنيات الزرع الجديدة هذه للتحقق من وظائفها على المدى الطويل وملف تعريف السلامة لترجمتها إلى المرضى من البشر. في هذا السياق ، يتم استخدام نماذج الخنازير بشكل روتيني في تطوير الأجهزة الطبية نظرا لأحجام أعضائها الكبيرة وسهولة التعامل مع الحيوانات. ومع ذلك ، يتم وصف عدد قليل فقط من تطبيقات الدماغ في الأدبيات ، ويرجع ذلك في الغالب إلى قيود الجراحة وتكامل نظام الزرع على حي.
هنا ، نبلغ عن طريقة الزرع طويل الأمد (6 أشهر) وتقييم صفائف ECoG اللينة في نموذج minipig. تقدم الدراسة أولا نظام الزرع ، الذي يتكون من مجموعة أقطاب كهربائية دقيقة الصنع ناعمة مدمجة مع منفذ بوليمري عبر الجلد متوافق مع التصوير بالرنين المغناطيسي (MRI) يضم موصلات أجهزة لتسجيلات الفيزيولوجيا الكهربية. ثم تصف الدراسة الإجراء الجراحي ، من الزرع تحت الجافية إلى تعافي الحيوانات. نحن نركز على القشرة السمعية كمثال على المنطقة المستهدفة حيث يتم تحفيز الإمكانات المستثارة عن طريق التحفيز الصوتي. وصفنا أخيرا تسلسل الحصول على البيانات الذي يتضمن التصوير بالرنين المغناطيسي للدماغ بأكمله ، والتوصيف الكهروكيميائي للزرع ، والفيزيولوجيا الكهربية أثناء العملية والحركة الحرة ، وتلطيخ الكيمياء المناعية للأدمغة المستخرجة.
يمكن استخدام هذا النموذج للتحقيق في سلامة ووظيفة التصميم الجديد للأطراف الاصطناعية القشرية. دراسة إلزامية قبل السريرية لتصور الترجمة للمرضى من البشر.
Introduction
يمكن تشخيص الإعاقات العصبية والأمراض أو علاجها باستخدام مصفوفات تخطيط كهربية القلب (ECoG). يتم زرع شبكات الأقطاب الكهربائية هذه على سطح الدماغ وتسمح بتسجيل أو تحفيز القشرة البشرية1. في حالة الصرع المقاوم للأدوية ، على سبيل المثال ، فإنها تساعد في تحديد منطقة الصرع لاستئصال2. في التطبيقات طويلة المدى مثل واجهات الدماغ والحاسوب ، تستخدم هذه الأقطاب الكهربائية فوق القشرية لتسجيل نية حركة الدماغ ، للتحكم في الأطراف الروبوتية للمرضى المصابين بالشلل3. ومع ذلك ، فإن شبكات الأقطاب الكهربائية الحالية مصنوعة من كتل معدنية صلبة مدمجة في ركائز بوليمرية صلبة ولا تجيب على الحاجة إلى تسجيلات دماغية عالية الدقة والتكامل الحيوي تحت الجافية على المدى الطويل (>30 يوما). بدلا من ذلك ، فإنها تخلق تفاعلات الأنسجة المحلية التي تؤدي إلى تغليف ليفي للجهاز المزروع ، مما يؤدي إلى أداء أسوأ بمرور الوقت. في الآونة الأخيرة ، تم اقتراح صفائف أقطاب كهربائية مرنة أو قابلة للتمدد باستخدام ركائز بوليمرية رقيقة مصنعة بواسطة تقنيات التصنيع الدقيق لتحقيق أداء عال في عمليات الزرع طويلة المدى عن طريق الحد من تفاعل الأنسجة 4,5. ومع ذلك ، هناك حاجة إلى دراسات ما قبل السريرية لتقنيات الزرع الجديدة هذه للتحقق من وظائفها على المدى الطويل وملف تعريف السلامة ، بحيث يمكن تصور الترجمة إلى المرضى من البشر. في هذا السياق ، يتم استخدام نماذج الخنازير الصغيرة والخنازير بشكل روتيني في تطوير الأجهزة في سياقات طبية أخرى (على سبيل المثال ، أنظمة القلب والأوعية الدموية أو الهيكل العظمي أو المعدة) نظرا لأحجام أعضائها الكبيرة وسهولة التعامل مع الحيوانات6،7،8. ومع ذلك ، تم وصف عدد قليل فقط من التطبيقات التي تستهدف الدماغ للفيزيولوجيا العصبية في الأدبيات ، ويرجع ذلك في الغالب إلى قيود النهج الجراحي وتكامل نظام الزرع على حي9،10،11،12. غالبا ما تكون هذه غير متوافقة مع الزرع المزمن في الحيوانات الحية ، لأنها تتطلب ، على سبيل المثال ، تطوير أجهزة معقدة مثل الإلكترونيات المدمجة القابلة للزرع. بالإضافة إلى ذلك ، لا يحققون في تأثير نظام الزرع على الأنسجة المستهدفة ، وهو أمر بالغ الأهمية لجانب السلامة البيولوجية في الدراسات الانتقالية. نموذج الخنازير قريب من تشريح الإنسان من حيث البنية القشرية وعظم الجمجمة وسمك الجلد13. علاوة على ذلك ، فإن قدرتهم على تعلم المهام السلوكية تجعلهم نموذجا قويا للتحقيق في استراتيجيات إعادة التأهيل الوظيفي أو التصورات الحسية14.
تتطلب ترجمة التقنيات والعلاجات الجديدة للبشر تقييم السلامة والفعالية ، كما هو مطلوب من قبل السلطات الطبية المختصة. عادة ما يتم وصفها في المستندات الفنية والمعايير15 ، ومع ذلك فهي تتطلب فقط اجتياز هذه الاختبارات ولا تحقق في التأثير الفعلي لزرع الجهاز أو جمع بيانات مفيدة أخرى بالتوازي مع دراسة السلامة. للحصول على دراسة كاملة للسلامة البيولوجية والأداء على الدماغ ، نقدم هنا مجموعة طولية ومنهجية من بيانات تصوير الدماغ ، والقياسات الكهربية ، وتقييم الخصائص الكهروكيميائية للأقطاب الكهربائية المزروعة ، والأنسجة بعد الوفاة في نموذج الخنازير. لتحقيق ذلك ، يجب مراعاة العديد من الجوانب ، من أجل إنشاء نموذج تجريبي كامل: (i) الوصول الجراحي طفيف التوغل لزرع الجهاز مع منفذ عبر الجلد مستقر ميكانيكيا للاتصال بالأقطاب الكهربائية ، (ii) نموذج تسجيل فيزيولوجي كهربي قوي يعمل كإخراج أداء للأقطاب الكهربائية المزروعة تحت التخدير وفي ظروف الحركة الحرة ، (iii) التصوير في الجسم الحي (التصوير المقطعي المحوسب [CT] و / أو التصوير بالرنين المغناطيسي [MRI]) في نقاط زمنية مختلفة لمتابعة تطور الدماغ والزرع ، وكذلك توافق النظام المزروع مع معدات التصوير ، و (iv) خط أنابيب تحضير الأنسجة لاستخراج الدماغ للتحليل النسيجي.
هنا ، نقدم تقريرا عن طريقة الزرع طويل الأمد (6 أشهر) وتقييم صفائف ECoG اللينة في نموذج minipig (كما هو موضح بشكل تخطيطي في الشكل 1). تم تقديم صفائف الأقطاب الكهربائية الناعمة في تقاريرنا السابقة وهي مصنوعة من أغشية سيليكون رقيقة تتضمن أغشية رقيقة من الذهب المرن تستخدم كمسارات كهربائية16,17. يتم الاتصال بالأنسجة من خلال مزيج من جسيمات البلاتين النانوية المضمنة في مصفوفة سيليكون للحصول على واجهة كهروكيميائية ناعمة وفعالة لأنسجة المخ18. يتم توصيل الغرسات من خلال كابل مرن يتم نفقه تحت الجافية عبر الجمجمة والجلد إلى منفذ عبر الجلد يضم الموصلات الموجودة على رأس الحيوان. يمكن تخصيص حجم وشكل الغرسة وفقا للهدف واحتياجات الدراسة. تعكس شرائط القطب الحالية في هذه الدراسة الحجم الحقيقي للشرائط السريرية. تم استخدام الشرائط والشبكات تحت الجافية المتاحة سريريا كمقارنة باستخدام نفس النهج. يتم وضع المنفذ عبر الجلد المتوافق مع التصوير بالرنين المغناطيسي البوليمري على الجمجمة باستخدام نظام صفيحة القدم الذي يثبته بقوة في الجمجمة. هنا ، وصفنا بالتفصيل الإجراء الجراحي ، من زرع تحت الجافية لنصفي الكرة الأرضية إلى استعادة الحيوان. نحن نركز على القشرة السمعية كمثال على المنطقة المستهدفة ، حيث يتم تحفيز الإمكانات المستثارة عن طريق التحفيز الصوتي في كل من ظروف التخدير والحركة الحرة. في نقاط زمنية مختلفة ، يتم تصوير دماغ الحيوان في التصوير بالرنين المغناطيسي (أو التصوير المقطعي المحوسب للأقطاب السريرية) تحت التخدير ويتم قياس الخصائص الكهروكيميائية للأقطاب الكهربائية. تستخدم طرق توصيف الأقطاب الكهربائية لمتابعة تطور الغرسة وواجهة نسيج القطب (انظر Schiavone et al.19 لمزيد من التفاصيل). وتشمل هذه الكرونوأمبيرومترية للتحقيق في قدرات التحفيز لملامسة القطب ، والتحليل الطيفي للمعاوقة الكهروكيميائية (EIS) التي يمكن أن تشير إلى تطور المكونات المقاومة والسعة للقطب ، وقياسات المقاومة بين القنوات للتحقيق في فشل التغليف المحكم. أخيرا ، قمنا بتطوير خط أنابيب لاستخراج الأنسجة لاختراق الدماغ بعد القتل الرحيم ، واستبداله بالأقطاب الكهربائية في مكانها ، وتقسيمها ، وإجراء التحليل النسيجي باستخدام علامات التهاب مختلفة. بشكل عام ، ستسمح هذه الطريقة بإجراء دراسات قبل السريرية مع جمع بيانات قوية متعددة الوسائط للترجمة السريرية المستقبلية للتقنيات والعلاجات الجديدة على الدماغ.
Protocol
Representative Results
Discussion
نبلغ هنا عن طريقة لزرع وتقييم صفائف ECoG اللينة على المدى الطويل. في هذه الدراسة ، قمنا بتصميم نهج جراحي متسق وطفيف التوغل للزرع الثنائي لشبكات الأقطاب الكهربائية الوظيفية فوق الفص الصدغي (هنا ، استهداف القشرة السمعية). قمنا أولا بتقييم وظائف الشبكة من خلال تسجيل الجهود المثارة بنجاح على مدار فترة الدراسة (6 أشهر) وتتبع الخواص الكهروكيميائية للأقطاب الكهربائية (انظر الشكل 6). ثانيا ، قمنا بتقييم السلامة الحيوية للشبكات ، في الجسم الحي باستخدام التصوير بالرنين المغناطيسي وإنشاء نظام متوافق تماما مع التصوير بالرنين المغناطيسي ، وبعد الوفاة من خلال تصميم بروتوكول لجمع الأنسجة والبقع المناعية.
لتقليل الغزو ، قمنا بتحسين حجم نافذة حج القحف. من أجل الوصول إلى القشرة السمعية الموجودة على الفص الصدغي وتجنب استئصال العضلة الصدغية ، قمنا بتطوير تقنية لتحريك الغرسة تحت الجافية. تسمح هذه التقنية بتقليل سطح الدماغ المكشوف بشكل كبير والوصول إلى أهداف بعيدة. في حين أن هذا النوع من الزرع قد يبدو أعمى ، فإن تنفيذ علامات ظليل للأشعة على الأجهزة التي يتم تصورها في الأشعة السينية المستوية أثناء العملية يسمح بالتحقق من تحديد المواقع ، ويضمن عدم طي المصفوفة تحت الأم الجافية. أثبت الانزلاق تحت الجافية أنه آمن في معظم التكرارات التي أجريناها. بالإضافة إلى ذلك ، فإن بضع الرحم في نهج الشق يقلل من انتفاخ الدماغ خلال الوقت الذي يكون فيه حج القحف مفتوحا ويسهل الإغلاق حول الغرسة دون الحاجة إلى مواد إضافية مثل الأم الجافية الاصطناعية ، والتي يمكن أن تنحاز إلى الاستجابة الالتهابية. أخيرا ، تكمن قوة هذا النهج الجراحي في قدرته على الانتقال إلى مناطق قشرية مختلفة. يتيح اللعب بالإحداثيات وموضع حج القحف وحجم الجهاز ، والتي يمكن تعديلها جميعا ، هذه الطريقة لاستهداف معظم منطقة القشرة.
لا تقتصر الطريقة الجراحية المعروضة هنا ، جنبا إلى جنب مع التقييم الوظيفي والتحقيق في التكامل الحيوي بمرور الوقت ، على تقنية القطب الناعم المستخدمة في هذا التقرير. يمكن تقييم الأقطاب الكهربائية الأخرى تحت الجافية التي يتم تطويرها للترجمة البشرية بنفس البروتوكول. تعتمد قوة هذه الطريقة على حقيقة أن معظم القطع ، مثل الكابل والقاعدة ، معيارية وقابلة للتخصيص ويمكن تكييفها مع الجهاز المحدد قيد الاختبار. بالإضافة إلى ذلك ، يمكن أيضا استخدام مجسات داخل القشرة أو اختراق عميق بدلا من أو بالاشتراك مع الأقطاب الكهربائية تحت الجافية ، لأن هذا يتطلب فقط ضبط حج القحف وهندسة بضع الأذن. يمكن بعد ذلك مقارنة النتائج طويلة المدى بنظيراتها السريرية ، كما فعلنا هنا.
أحد القيود الرئيسية للطريقة المقدمة هو وجود الجيوب الأنفية في الجمجمة في الخنازير الصغيرة ، والتي تتطور على مدار السنة الأولى12. في هذا الصدد ، تشمل الجوانب المهمة التي يجب مراعاتها عمر الزرع وكذلك حجم الحيوان. إجراء حج القحف في جمجمة البالغين يكسر سلامة الجيوب الأنفية ويؤدي إلى ارتفاع خطر الإصابة بعدوى كبيرة في الأماكن المزمنة. هذه الجيوب مرئية في الأشعة السينية الطائرة والأشعة المقطعية قبل الجراحة. من ناحية أخرى ، فإن إجراء الزرع المزمن في وقت مبكر جدا ، في صغير جدا ، ليس هو الأمثل أيضا عندما تمر الجمجمة بنمو هائل وإعادة تشكيل. افترضنا أن “حركات الجمجمة” هذه بعد الجراحة يمكن أن تتسبب في تحريك الغرسة وطيها ، وهو ما يضر في النهاية بالتجربة. لقد وجدنا هنا أن خنازير غوتنغن الصغيرة ، التي يبلغ عمرها حوالي 5-6 أشهر (و 8 كجم) في وقت الزرع ، يجب أن تعطي أفضل النتائج.
لتقييم أداء ECoG المزروع للتسجيلات الفيزيولوجية الكهربية ، قمنا بإعداد بروتوكول سريع لتسجيل الجهد السمعي المستثار (AEP) الذي يمكن استخدامه في الحيوانات التي تتحرك بحرية وتحت التخدير. وهو يتألف من تقديم سلسلة من رشقات النغمات الصوتية على ترددات محددة على مدار بضع دقائق. تتمثل ميزة هذا البروتوكول في حقيقة أنه يمكن ضبطه على طول التسجيل المتاح عن طريق تقليل عدد الترددات التي تم فحصها. أحد التحديات عند تسجيل الإشارات القشرية تحت التخدير هو أن مستوى وعي الحيوان يجب أن يؤخذ في الاعتبار عند تحليل البيانات ومقارنتها.
تم تعديل بروتوكول التروية بمرور الوقت من خلال مراقبة جودة الدماغ المستخرج. في الواقع ، وجدنا أنه من الأسهل قسطرة الشريان السباتي فقط ، وليس الوريد الوداجي. في البداية ، تقدم الأدبيات طرقا يتم فيها قسطرة الوريد الوداجي لتصريف النفايات20. من الناحية العملية ، يحد هذا من تدفق الدماغ ويؤدي إلى ضعف استخراج الدم والجودة الشاملة للتروية. عن طريق قطع الوريد الوداجي وترك السائل للهروب في وعاء كبير حيث يكمن الحيوان ، تزداد كفاءة التروية.
لقد طورنا طريقة قوية لإعداد الأنسجة تعمل مع الأجسام المضادة المستخدمة بشكل روتيني لتتبع الالتهاب. لقد فصلنا نصفي الكرة الأرضية لأسباب عملية ، حيث يتناسب نصف دماغ الخنزير مع شرائح المجهر القياسية وبالتالي فهو متوافق مع معظم معدات التصوير المتوفرة في مختبرات الأنسجة. عن طريق قطع الدماغ في كتل ، أصبح الوصول المباشر إلى منطقة الاهتمام ممكنا دون الحاجة إلى مزيد من القطع للدماغ بأكمله أو تقليم أجزاء واسعة من الأنسجة. يمكن تجميع شرائح الدماغ عند 40 ميكرومتر في ألواح الآبار القياسية وتلطيخها بطريقة عائمة دون تغييرات كبيرة في البروتوكول من الصبغات المناعية للأنواع الأخرى. يمكن أيضا تصور التلوين المناعي الكامل للدماغ باستخدام ، على سبيل المثال ، طرق CLARITY21.
بشكل عام ، هذا البروتوكول ، الذي يغطي تصميم الزرع الشخصي للزرع ، ومتابعة الوظائف ، وتقييم السلامة البيولوجية ، قوي ومتسق. لقد أثبتنا هنا جدواه في دراسة النظام السمعي ، ولكن يمكن نقله لاختبار وظائف فسيولوجية أخرى. علاوة على ذلك ، تكمن قوة طريقتنا في حقيقة أنها لا تقتصر على الخنازير الصغيرة ، ولكنها قابلة للنقل بالكامل إلى أنواع أخرى مثل الأغنام أو الماعز أو الرئيسيات غير البشرية. إلى حد ما ، يمكن أيضا تكييفها بسهولة مع الفئران.
Disclosures
The authors have nothing to disclose.
Acknowledgements
يود المؤلفون أن يشكروا الدعم المالي المقدم من مؤسسة Bertarelli ومنحة SNSF Sinergia CRSII5_183519. يود المؤلفون أيضا أن يشكروا كاتيا جالان من EPFL على مساعدتها في تطوير بروتوكول التلوين للأنسجة ، والموظفين في منصة الأنظمة العصبية الدقيقة التابعة لمركز Wyss للهندسة الحيوية والعصبية في جنيف لمساعدتهم في عمليات التصنيع ، وموظفي منصة الحيوانات في المركز الطبي الجامعي (CMU) في جامعة جنيف (UNIGE) لرعاية الحيوان ، المساعدة الجراحية ، وإدارة ما بعد الجراحة للخنزير الصغير (جون حفاضات ، كزافييه بيلين ، فابيان فونتاو ، ووليد حبري) ، وأعضاء فريق مركز التصوير الطبي الحيوي (CIBM) في جامعة جنيف (جوليان سونجيون ، فرانسوا لازيراس ، ورايريس سالومير) ، وأعضاء هيئة التدريس في قسم علم الأمراض في مستشفى جامعة جنيف (HUG) (سامي شرانز ، فرانشيسكا فيرسيلي ، روبن سوتو ، وكورالين إيجر) ، وبليز إيفرت من جامعة غرينوبلز ألب لمدخلاته وتبادلاته حول تجارب الخنازير الصغيرة المزمنة. يود المؤلفون أن يشكروا على مساعدة موظفي Neurosoft Bioelectronics SA ، لمساعدتهم في عملية التصنيع ومساعدتهم في تجارب minipig (Benoit Huguet و Margaux Roulet).
Materials
| Bone drill | BBraun | Elan 4 with GA861 handpiece | |
| Bone drill bit | BBraun | Neurocutter GP204R | |
| Bonewax | Ethicon | W31G | |
| Catheter | Venisystems | Abbocath 14G | |
| Confocal Microscope | Zeiss | LSM 880 | |
| Cryostat | Leica | CM1950 | |
| Gelfoam | Pfizer | Gelfoam | |
| Insert speakers | Etymotic | Etymotic ER2 insert Earphones | |
| Multimeter | Fluke | Fluke 1700 | |
| Oscilloscope | Tektronix | MDO3014 Mixed Domain Oscilloscope | |
| Perfusion pump | Shenzen | LabS3/UD15 | |
| Potentiostat | Gamry Instruments | Reference 600 | |
| Primary Antibody Anti-GFAP | Thermofischer | Anti-GFAP, Rat, # 13-0300 | |
| Primary Antibody Anti-Iba1 | Fujifilm | Anti Iba1, Rabbit, 019-19741 | |
| Primary Antibody Anti-NeuN | SigmaAldrich | Anti-NeuN, GuineaPig, ABN90 | |
| Pulse Generator | AM Systems | Model 2100 Isolated Pulse Stimulator | |
| Recording headstage | Multichannel systems | W2100-HS32 | |
| Recording system | Multichannel systems | W2100 | |
| Screwdriver | Medtronic | Handle: 001201, Shaft: 8001205 | |
| Secondary Antibody 488 | Thermofischer | Goat anti-Rat IgG (H+L) Cross-Adsorbed Secondary Antibody, Alexa Fluor 488, # A-11006 | |
| Secondary Antibody 555 | Thermofischer | Goat anti-Guinea Pig IgG (H+L) Highly Cross-Adsorbed Secondary Antibody, Alexa Fluor 555, # A-21435 | |
| Secondary Antibody 647 | Thermofischer | Goat anti-Rabbit IgG (H+L) Highly Cross-Adsorbed Secondary Antibody, Alexa Fluor 647, # A-21245 | |
| Slide Scanner | Olympus | VS120 | |
| Snapfrost | Excilone | Excilone Snapfrost | |
| Stab knife | Fine Science Tools | 10316-14 | |
| Suture wire dermal | Ethicon | Vicryl 2-0 | |
| Suture wire dura mater | Ethicon | Mersilk 5-0 | |
| Suture wire for catheter | Ethicon | Vycril 3-0 without needle | |
| Suture wire for lifting dura | Ethicon | Prolene 6-0 with BV-1 needle | |
| Suture wire subcutaneous | Ethicon | Vicryl 4-0 | |
| Titanium bridge | Medtronic | TiMesh 015-2001-4 | Cut out the required size |
| Titanium screws | Medtronic | 9001635, 9001640 | |
| X-ray system | GE | GE OEC 9800 Plus C-Arm |
References
- Ritaccio, A. L., Brunner, P., Schalk, G. Electrical stimulation mapping of the brain: Basic principles and emerging alternatives. Journal of Clinical Neurophysiology. 35 (2), 86-97 (2018).
- Mullin, J. P., Sexton, D., Al-Omar, S., Bingaman, W., Gonzalez-Martinez, J. Outcomes of subdural grid electrode monitoring in the stereoelectroencephalography era. World Neurosurgery. 89, 255-258 (2016).
- Vansteensel, M. J., et al. Fully implanted brain-computer interface in a locked-in patient with ALS. The New England Journal of Medicine. 375 (21), 2060-2066 (2016).
- Lacour, S. P., Courtine, G., Guck, J. Materials and technologies for soft implantable neuroprostheses. Nature Reviews. Materilas. 1, 16063 (2016).
- Fallegger, F., Schiavone, G., Lacour, S. P. Conformable hybrid systems for implantable bioelectronic interfaces. Advanced Materials. 32 (15), 1903904 (2019).
- Pearce, A. I., Richards, R. G., Milz, S., Schneider, E., Pearce, S. G. Animal models for implant biomaterial research in bone: A review. European Cells & Materials. 13, 1-10 (2007).
- Swindle, M. M., Makin, A., Herron, A. J., Clubb, F. J., Frazier, K. S. Swine as models in biomedical research and toxicology testing. Veterinary Pathology. 49 (2), 344-356 (2012).
- Khoshnevis, M., et al. Development of induced glioblastoma by implantation of a human xenograft in Yucatan minipig as a large animal model. Journal of Neuroscience Methods. 282, 61-68 (2017).
- Borton, D., et al. Developing implantable neuroprosthetics: A new model in pig. Annual International Conference of the IEEE Engineering in Medicine & Biology Society. 2011, 3024-3030 (2011).
- Sauleau, P., Lapouble, E., Val-Laillet, D., Malbert, C. H. The pig model in brain imaging and neurosurgery. Animal. 3 (8), 1138-1151 (2009).
- Gierthmuehlen, M., et al. Evaluation of mECoG electrode arrays in the minipig: Experimental procedure and neurosurgical approach. Journal of Neuroscience Methods. 202 (1), 77-86 (2011).
- Palma, M., et al. Chronic recording of cortical activity underlying vocalization in awake minipigs. Journal of Neuroscience Methods. 366, 109427 (2022).
- Bjarkam, C. R., Glud, A. N., Orlowski, D., Sørensen, J. C. H., Palomero-Gallagher, N. The telencephalon of the Göttingen minipig, cytoarchitecture and cortical surface anatomy. Brain Structure & Function. 222 (5), 2093-2114 (2017).
- Lind, N. M., et al. The use of pigs in neuroscience: Modeling brain disorders. Neuroscience and Biobehavioral Reviews. 31 (5), 728-751 (2007).
- Shepherd, R. K., Villalobos, J., Burns, O., Nayagam, D. A. X. The development of neural stimulators: A review of preclinical safety and efficacy studies. Journal of Neural Engineering. 15 (4), 041004 (2018).
- Schiavone, G., et al. Soft, implantable bioelectronic interfaces for translational research. Advanced Matererials. 32 (17), 1906512 (2020).
- Fallegger, F., et al. MRI-compatible and conformal electrocorticography grids for translational research. Advanced Science. 8 (9), 2003761 (2021).
- Minev, I. R., Wenger, N., Courtine, G., Lacour, S. P. Research update: Platinum-elastomer mesocomposite as neural electrode coating. APL Materials. 3 (1), 014701 (2015).
- Schiavone, G., et al. Guidelines to study and develop soft electrode systems for neural stimulation. Neuron. 108 (2), 238-258 (2020).
- Musigazi, G. U., De Vleeschauwer, S., Sciot, R., Verbeken, E., Depreitere, B. Brain perfusion fixation in male pigs using a safer closed system. Laboratory Animals. 52 (4), 413-417 (2018).
- Chung, K., Deisseroth, K. CLARITY for mapping the nervous system. Nature Methods. 10 (6), 508-513 (2013).
