Summary

Imaging subcellulare della manipolazione neuronale del calcio in vivo

Published: March 17, 2023
doi:

Summary

I metodi attuali descrivono un approccio non raziometrico per l’imaging subcompartimentale del calcio ad alta risoluzione in vivo in Caenorhabditis elegans utilizzando indicatori di calcio geneticamente codificati prontamente disponibili.

Abstract

L’imaging del calcio (Ca 2+) è stato ampiamente utilizzato per esaminare l’attività neuronale, ma sta diventando sempre più chiaro che la manipolazione subcellulare di Ca2+ è una componente cruciale della segnalazione intracellulare. La visualizzazione della dinamica subcellulare di Ca2+ in vivo, dove i neuroni possono essere studiati nei loro circuiti nativi e intatti, si è dimostrata tecnicamente impegnativa nei sistemi nervosi complessi. La trasparenza e il sistema nervoso relativamente semplice del nematode Caenorhabditis elegans consentono l’espressione cellula-specifica e la visualizzazione in vivo di tag e indicatori fluorescenti. Tra questi ci sono indicatori fluorescenti che sono stati modificati per l’uso nel citoplasma e vari compartimenti subcellulari, come i mitocondri. Questo protocollo consente l’imaging non raziometrico di Ca 2+ in vivo con una risoluzione subcellulare che consente l’analisi della dinamica di Ca2+ fino al livello delle singole spine dendritiche e dei mitocondri. Qui, due indicatori geneticamente codificati disponibili con diverse affinità Ca 2+ sono utilizzati per dimostrare l’uso di questo protocollo per misurare i livelli relativi di Ca2+ all’interno del citoplasma o della matrice mitocondriale in una singola coppia di interneuroni eccitatori (AVA). Insieme alle manipolazioni genetiche e alle osservazioni longitudinali possibili in C. elegans, questo protocollo di imaging può essere utile per rispondere a domande su come la manipolazione di Ca2+ regola la funzione neuronale e la plasticità.

Introduction

Gli ioni calcio (Ca2+) sono vettori altamente versatili di informazioni in molti tipi di cellule. Nei neuroni, Ca2+ è responsabile del rilascio dipendente dall’attività dei neurotrasmettitori, della regolazione della motilità citoscheletrica, della messa a punto dei processi metabolici, nonché di molti altri meccanismi necessari per il corretto mantenimento e funzione neuronale 1,2. Per garantire un’efficace segnalazione intracellulare, i neuroni devono mantenere bassi i livelli basali di Ca2+ nel loro citoplasma3. Ciò è ottenuto da meccanismi di manipolazione cooperativa di Ca 2+, incluso l’assorbimento di Ca2+ in organelli come il reticolo endoplasmatico (ER) e i mitocondri. Questi processi, oltre alla disposizione dei canali ionici permeabili al Ca 2+ nella membrana plasmatica, determinano livelli eterogenei di Ca2+ citoplasmatico in tutto il neurone.

L’eterogeneità di Ca 2+ durante il riposo e l’attivazione neuronale consente la regolazione diversificata e specifica della posizione dei meccanismi dipendenti da Ca2+ 1. Un esempio degli effetti specifici della concentrazione di Ca 2+ è il rilascio di Ca2+ dall’ER attraverso i recettori dell’inositolo 1,4,5-trisfosfato (InsP3). Bassi livelli di Ca2+ in combinazione con InsP3 sono necessari per l’apertura del poro permeabile al calcio del recettore. In alternativa, alti livelli di Ca2+ inibiscono direttamente e indirettamente il recettore4. L’importanza dell’omeostasi del Ca 2+ per la corretta funzione neuronale è supportata da prove che suggeriscono che la manipolazione e la segnalazione intracellulare di Ca2+ è un passo iniziale nella patogenesi dei disturbi neurodegenerativi e dell’invecchiamento naturale 5,6. In particolare, l’assorbimento e il rilascio anormali di Ca2+ da parte dell’ER e dei mitocondri sono legati all’insorgenza di disfunzioni neuronali nella malattia di Alzheimer, nel morbo di Parkinson e nella malattia di Huntington 6,7.

Lo studio della disomeostasi di Ca 2+ durante l’invecchiamento naturale o la neurodegenerazione richiede l’osservazione longitudinale dei livelli di Ca2+ con risoluzione subcellulare in un organismo vivente e intatto in cui viene mantenuta l’architettura cellulare nativa (cioè la disposizione delle sinapsi e la distribuzione dei canali ionici). A tal fine, questo protocollo fornisce indicazioni sull’uso di due sensori Ca 2+ codificati geneticamente disponibili per la registrazione delle dinamiche Ca2+ in vivo con elevata risoluzione spaziale e temporale. I risultati rappresentativi acquisiti utilizzando il metodo descritto in C. elegans dimostrano come l’espressione di indicatori di Ca 2+ nel citoplasma o nella matrice mitocondriale di singoli neuroni possa consentire la rapida acquisizione di immagini fluorescenti (fino a 50 Hz) che illustrano la dinamica di Ca 2+ con la capacità aggiuntiva di discernere i livelli di Ca 2+ all’interno di singole strutture simili a spine e singoli mitocondri.

Protocol

1. Creazione di ceppi transgenici Utilizzando un metodo di clonazione a scelta8,9, clonare vettori di espressione per contenere il promotore Pflp-18 o Prig-3 (per il segnale specifico AVA nel cordone nervoso ventrale), seguito dall’indicatore di scelta Ca2+, e quindi un 3′ UTR (vedere la discussione per maggiori informazioni)10. Un elenco dei plasmidi e delle loro fonti può essere tr…

Representative Results

Questi due protocolli consentono la rapida acquisizione di livelli differenziali di Ca2+ all’interno delle regioni subcellulari e degli organelli dei singoli neuriti in vivo con elevata risoluzione spaziale. Il primo protocollo consente la misurazione del Ca 2+ citoplasmatico con elevata risoluzione temporale e spaziale. Ciò è dimostrato qui utilizzando l’espressione cellula-specifica di GCaMP6f negli interneuroni15 del comando glutammatergico AVA, i cui neuriti pe…

Discussion

La prima considerazione quando si implementa il metodo descritto comporta la selezione di un indicatore Ca2+ con caratteristiche ideali per la domanda di ricerca data. Gli indicatori citoplasmatici di Ca 2+ hanno tipicamente un’alta affinità per Ca 2+ e la sensibilità di questi indicatori a Ca 2+ è inversamente correlata alla cinetica (on/off rate)16,17. Ciò significa che la sensibilità o la cinetica di Ca2+</…

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Questo lavoro è stato sostenuto dal National Institutes of Health (NIH) (R01- NS115947 assegnato a F. Hoerndli). Vorremmo anche ringraziare il Dr. Attila Stetak per il plasmide pAS1.

Materials

100x/1.40 Oil objective   Olympus   UPlanSApo
10x/0.40 Objective  Olympus   UPlanSApo
22 mm x 22 mm Cover glass  VWR  48366-227 
Agarose SFR  VWR  J234-100G 
Beam homogenizer Andor Technologies Borealis upgrade to CSU-X1
CleanBench laboratory table  TMC  With vibration control
Disposable culture tubes VWR  47729-572  13 mm x 100 mm
Environmental chamber Thermo Scientific 3940 Set to 20 °C
Filter wheel or slider ASI For 25 mm diameter filters
FJH 185 Caenorhabditis Genetics Center  FJH 185 Worm strain
FJH 597 Caenorhabditis Genetics Center FJH 597 Worm strain
GFP bandpass emission filter  Chroma  525 ± 50 nm (25 mm diameter)
ILE laser combiner  Andor Technologies  4 laser lines 
ILE solid state 488 nm laser Andor Technologies  50 mW
ImageJ National Institutes of Health Version 1.52a
IX83 Spinning disk confocal microscope  Olympus  With Yokogawa CSU-X1 spinning disc
iXon Ultra EMCCD camera  Andor Technologies 
Low auto-fluorescence immersion oil  Olympus  Z-81226
MetaMorph  Molecular Devices  Version 7.10.1 
Microscope control box Olympus IX3-CBH
Muscimol  MP Biomedical / Sigma 02195336-CF 
pAS1 AddGene 194970 Plasmid
pBSKS Stratagene
pCT61 Plasmid available from Hoerndli/Maricq lab upon request
pJM23 Plasmid available from Hoerndli/Maricq lab upon request
pKK1  AddGene  194969 Plasmid
Polybead microspheres  Polysciences Inc.  00876-15  0.094 µm
Stability chamber Norlake Scientific NSRI241WSW/8H Set to 15 °C
Stage controller ASI With filter wheel control
Standard microscope slide Premiere 9108W-E 75 mm x 25 mm x 1 mm
Touch panel controller Olympus I3-TPC
Z-drift corrector  Olympus  IX3-ZDC2

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Cite This Article
Doser, R., Knight, K. M., Deihl, E., Hoerndli, F. Subcellular Imaging of Neuronal Calcium Handling In Vivo. J. Vis. Exp. (193), e64928, doi:10.3791/64928 (2023).

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