I metodi attuali descrivono un approccio non raziometrico per l’imaging subcompartimentale del calcio ad alta risoluzione in vivo in Caenorhabditis elegans utilizzando indicatori di calcio geneticamente codificati prontamente disponibili.
L’imaging del calcio (Ca 2+) è stato ampiamente utilizzato per esaminare l’attività neuronale, ma sta diventando sempre più chiaro che la manipolazione subcellulare di Ca2+ è una componente cruciale della segnalazione intracellulare. La visualizzazione della dinamica subcellulare di Ca2+ in vivo, dove i neuroni possono essere studiati nei loro circuiti nativi e intatti, si è dimostrata tecnicamente impegnativa nei sistemi nervosi complessi. La trasparenza e il sistema nervoso relativamente semplice del nematode Caenorhabditis elegans consentono l’espressione cellula-specifica e la visualizzazione in vivo di tag e indicatori fluorescenti. Tra questi ci sono indicatori fluorescenti che sono stati modificati per l’uso nel citoplasma e vari compartimenti subcellulari, come i mitocondri. Questo protocollo consente l’imaging non raziometrico di Ca 2+ in vivo con una risoluzione subcellulare che consente l’analisi della dinamica di Ca2+ fino al livello delle singole spine dendritiche e dei mitocondri. Qui, due indicatori geneticamente codificati disponibili con diverse affinità Ca 2+ sono utilizzati per dimostrare l’uso di questo protocollo per misurare i livelli relativi di Ca2+ all’interno del citoplasma o della matrice mitocondriale in una singola coppia di interneuroni eccitatori (AVA). Insieme alle manipolazioni genetiche e alle osservazioni longitudinali possibili in C. elegans, questo protocollo di imaging può essere utile per rispondere a domande su come la manipolazione di Ca2+ regola la funzione neuronale e la plasticità.
Gli ioni calcio (Ca2+) sono vettori altamente versatili di informazioni in molti tipi di cellule. Nei neuroni, Ca2+ è responsabile del rilascio dipendente dall’attività dei neurotrasmettitori, della regolazione della motilità citoscheletrica, della messa a punto dei processi metabolici, nonché di molti altri meccanismi necessari per il corretto mantenimento e funzione neuronale 1,2. Per garantire un’efficace segnalazione intracellulare, i neuroni devono mantenere bassi i livelli basali di Ca2+ nel loro citoplasma3. Ciò è ottenuto da meccanismi di manipolazione cooperativa di Ca 2+, incluso l’assorbimento di Ca2+ in organelli come il reticolo endoplasmatico (ER) e i mitocondri. Questi processi, oltre alla disposizione dei canali ionici permeabili al Ca 2+ nella membrana plasmatica, determinano livelli eterogenei di Ca2+ citoplasmatico in tutto il neurone.
L’eterogeneità di Ca 2+ durante il riposo e l’attivazione neuronale consente la regolazione diversificata e specifica della posizione dei meccanismi dipendenti da Ca2+ 1. Un esempio degli effetti specifici della concentrazione di Ca 2+ è il rilascio di Ca2+ dall’ER attraverso i recettori dell’inositolo 1,4,5-trisfosfato (InsP3). Bassi livelli di Ca2+ in combinazione con InsP3 sono necessari per l’apertura del poro permeabile al calcio del recettore. In alternativa, alti livelli di Ca2+ inibiscono direttamente e indirettamente il recettore4. L’importanza dell’omeostasi del Ca 2+ per la corretta funzione neuronale è supportata da prove che suggeriscono che la manipolazione e la segnalazione intracellulare di Ca2+ è un passo iniziale nella patogenesi dei disturbi neurodegenerativi e dell’invecchiamento naturale 5,6. In particolare, l’assorbimento e il rilascio anormali di Ca2+ da parte dell’ER e dei mitocondri sono legati all’insorgenza di disfunzioni neuronali nella malattia di Alzheimer, nel morbo di Parkinson e nella malattia di Huntington 6,7.
Lo studio della disomeostasi di Ca 2+ durante l’invecchiamento naturale o la neurodegenerazione richiede l’osservazione longitudinale dei livelli di Ca2+ con risoluzione subcellulare in un organismo vivente e intatto in cui viene mantenuta l’architettura cellulare nativa (cioè la disposizione delle sinapsi e la distribuzione dei canali ionici). A tal fine, questo protocollo fornisce indicazioni sull’uso di due sensori Ca 2+ codificati geneticamente disponibili per la registrazione delle dinamiche Ca2+ in vivo con elevata risoluzione spaziale e temporale. I risultati rappresentativi acquisiti utilizzando il metodo descritto in C. elegans dimostrano come l’espressione di indicatori di Ca 2+ nel citoplasma o nella matrice mitocondriale di singoli neuroni possa consentire la rapida acquisizione di immagini fluorescenti (fino a 50 Hz) che illustrano la dinamica di Ca 2+ con la capacità aggiuntiva di discernere i livelli di Ca 2+ all’interno di singole strutture simili a spine e singoli mitocondri.
La prima considerazione quando si implementa il metodo descritto comporta la selezione di un indicatore Ca2+ con caratteristiche ideali per la domanda di ricerca data. Gli indicatori citoplasmatici di Ca 2+ hanno tipicamente un’alta affinità per Ca 2+ e la sensibilità di questi indicatori a Ca 2+ è inversamente correlata alla cinetica (on/off rate)16,17. Ciò significa che la sensibilità o la cinetica di Ca2+</…
The authors have nothing to disclose.
Questo lavoro è stato sostenuto dal National Institutes of Health (NIH) (R01- NS115947 assegnato a F. Hoerndli). Vorremmo anche ringraziare il Dr. Attila Stetak per il plasmide pAS1.
100x/1.40 Oil objective | Olympus | UPlanSApo | |
10x/0.40 Objective | Olympus | UPlanSApo | |
22 mm x 22 mm Cover glass | VWR | 48366-227 | |
Agarose SFR | VWR | J234-100G | |
Beam homogenizer | Andor Technologies | Borealis upgrade to CSU-X1 | |
CleanBench laboratory table | TMC | With vibration control | |
Disposable culture tubes | VWR | 47729-572 | 13 mm x 100 mm |
Environmental chamber | Thermo Scientific | 3940 | Set to 20 °C |
Filter wheel or slider | ASI | For 25 mm diameter filters | |
FJH 185 | Caenorhabditis Genetics Center | FJH 185 | Worm strain |
FJH 597 | Caenorhabditis Genetics Center | FJH 597 | Worm strain |
GFP bandpass emission filter | Chroma | 525 ± 50 nm (25 mm diameter) | |
ILE laser combiner | Andor Technologies | 4 laser lines | |
ILE solid state 488 nm laser | Andor Technologies | 50 mW | |
ImageJ | National Institutes of Health | Version 1.52a | |
IX83 Spinning disk confocal microscope | Olympus | With Yokogawa CSU-X1 spinning disc | |
iXon Ultra EMCCD camera | Andor Technologies | ||
Low auto-fluorescence immersion oil | Olympus | Z-81226 | |
MetaMorph | Molecular Devices | Version 7.10.1 | |
Microscope control box | Olympus | IX3-CBH | |
Muscimol | MP Biomedical / Sigma | 02195336-CF | |
pAS1 | AddGene | 194970 | Plasmid |
pBSKS | Stratagene | ||
pCT61 | Plasmid available from Hoerndli/Maricq lab upon request | ||
pJM23 | Plasmid available from Hoerndli/Maricq lab upon request | ||
pKK1 | AddGene | 194969 | Plasmid |
Polybead microspheres | Polysciences Inc. | 00876-15 | 0.094 µm |
Stability chamber | Norlake Scientific | NSRI241WSW/8H | Set to 15 °C |
Stage controller | ASI | With filter wheel control | |
Standard microscope slide | Premiere | 9108W-E | 75 mm x 25 mm x 1 mm |
Touch panel controller | Olympus | I3-TPC | |
Z-drift corrector | Olympus | IX3-ZDC2 |