Summary

Subcellulaire beeldvorming van neuronale calciumbehandeling in vivo

Published: March 17, 2023
doi:

Summary

De huidige methoden beschrijven een niet-ratiometrische benadering voor hoge resolutie, sub-compartimentale calciumbeeldvorming in vivo in Caenorhabditis elegans met behulp van direct beschikbare genetisch gecodeerde calciumindicatoren.

Abstract

Calcium (Ca 2+) beeldvorming is grotendeels gebruikt om neuronale activiteit te onderzoeken, maar het wordt steeds duidelijker dat subcellulaire Ca2+ handling een cruciaal onderdeel is van intracellulaire signalering. De visualisatie van subcellulaire Ca2+ dynamica in vivo, waarbij neuronen kunnen worden bestudeerd in hun oorspronkelijke, intacte circuits, is technisch uitdagend gebleken in complexe zenuwstelsels. De transparantie en het relatief eenvoudige zenuwstelsel van de nematode Caenorhabditis elegans maken de celspecifieke expressie en in vivo visualisatie van fluorescerende tags en indicatoren mogelijk. Onder deze zijn fluorescerende indicatoren die zijn aangepast voor gebruik in het cytoplasma, evenals verschillende subcellulaire compartimenten, zoals de mitochondriën. Dit protocol maakt niet-ratiometrische Ca 2+ beeldvorming in vivo mogelijk met een subcellulaire resolutie die de analyse van Ca2+ dynamiek tot op het niveau van individuele dendritische stekels en mitochondriën mogelijk maakt. Hier worden twee beschikbare genetisch gecodeerde indicatoren met verschillende Ca 2+ affiniteiten gebruikt om het gebruik van dit protocol aan te tonen voor het meten van relatieve Ca2+ niveaus binnen het cytoplasma of mitochondriale matrix in een enkel paar exciterende interneuronen (AVA). Samen met de genetische manipulaties en longitudinale observaties die mogelijk zijn bij C. elegans, kan dit beeldvormingsprotocol nuttig zijn voor het beantwoorden van vragen over hoe Ca2+ behandeling de neuronale functie en plasticiteit reguleert.

Introduction

Calciumionen (Ca2+) zijn zeer veelzijdige dragers van informatie in veel celtypen. In neuronen is Ca2+ verantwoordelijk voor de activiteitsafhankelijke afgifte van neurotransmitters, de regulatie van cytoskeletale motiliteit, de fijnafstemming van metabole processen, evenals vele andere mechanismen die nodig zijn voor een goed neuronaal onderhoud en functie 1,2. Om effectieve intracellulaire signalering te garanderen, moeten neuronen lage basale Ca2 + -niveaus in hun cytoplasma3 handhaven. Dit wordt bereikt door coöperatieve Ca 2+ behandelingsmechanismen, waaronder de opname van Ca2+ in organellen zoals het endoplasmatisch reticulum (ER) en mitochondriën. Deze processen, naast de rangschikking van Ca 2+-permeabele ionkanalen in het plasmamembraan, resulteren in heterogene niveaus van cytoplasmatisch Ca2+ door het neuron.

Ca2+ heterogeniteit tijdens rust en neuronale activatie zorgt voor de diverse, locatiespecifieke regulatie van Ca2+-afhankelijke mechanismen1. Een voorbeeld van de concentratiespecifieke effecten van Ca 2 + is de afgifte van Ca2 + uit het ER via inositol 1,4,5-trisfosfaat (InsP3) receptoren. Lage Ca2+ niveaus in combinatie met InsP3 zijn vereist voor het openen van de calciumdoorlatende porie van de receptor. Als alternatief remmen hoge Ca2+ niveaus, zowel direct als indirect, de receptor4. Het belang van Ca 2+ homeostase voor een goede neuronale functie wordt ondersteund door bewijs dat suggereert dat verstoorde intracellulaire Ca2+ behandeling en signalering een vroege stap is in de pathogenese van neurodegeneratieve aandoeningen en natuurlijke veroudering 5,6. In het bijzonder zijn abnormale Ca2+ opname en afgifte door het ER en mitochondriën gekoppeld aan het begin van neuronale disfunctie bij de ziekte van Alzheimer, de ziekte van Parkinson en de ziekte van Huntington 6,7.

De studie van Ca 2+ dyshomeostase tijdens natuurlijke veroudering of neurodegeneratie vereist de longitudinale observatie van Ca2+ niveaus met subcellulaire resolutie in een levend, intact organisme waarin de inheemse cellulaire architectuur (d.w.z. de rangschikking van synapsen en distributie van ionkanalen) wordt gehandhaafd. Hiertoe biedt dit protocol richtlijnen voor het gebruik van twee direct beschikbare, genetisch gecodeerde Ca 2+ sensoren voor het registreren van Ca2+ dynamica in vivo met een hoge ruimtelijke en temporele resolutie. De representatieve resultaten verkregen met behulp van de beschreven methode in C. elegans laten zien hoe de expressie van Ca 2+ indicatoren in het cytoplasma of mitochondriale matrix van afzonderlijke neuronen de snelle verwerving van fluorescerende beelden (tot 50 Hz) mogelijk kan maken die de Ca 2+ dynamiek illustreren met het extra vermogen om de Ca 2+ niveaus te onderscheiden binnen enkele wervelkolomachtige structuren en individuele mitochondriën.

Protocol

1. Transgene stammen creëren Met behulp van een kloonmethode naar keuze8,9, kloon expressievectoren om de Pflp-18 of Prig-3 promotor te bevatten (voor AVA-specifiek signaal in de ventrale zenuwstreng), gevolgd door de Ca2+ indicator naar keuze, en vervolgens een 3′ UTR (zie de discussie voor meer informatie)10. Een lijst van plasmiden en hun bronnen is te vinden in aanvullend…

Representative Results

Deze twee protocollen maken de snelle verwerving van differentiële Ca2+ niveaus binnen de subcellulaire regio’s en organellen van individuele neurieten in vivo met hoge ruimtelijke resolutie mogelijk. Het eerste protocol maakt het mogelijk om cytoplasmatisch Ca2+ te meten met een hoge temporele en ruimtelijke resolutie. Dit wordt hier gedemonstreerd met behulp van de celspecifieke expressie van GCaMP6f in het glutamaterge AVA-commandointerneuronen 15, waarvan de neu…

Discussion

De eerste overweging bij het implementeren van de beschreven methode betreft de selectie van een Ca2+ indicator met ideale eigenschappen voor de gegeven onderzoeksvraag. Cytoplasmatische Ca 2+ indicatoren hebben doorgaans een hoge affiniteit voor Ca 2+, en de gevoeligheid van deze indicatoren voor Ca 2+ is omgekeerd evenredig met de kinetiek (aan/uit snelheid)16,17. Dit betekent dat Ca2+ gevoeligheid of kinet…

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Dit werk werd ondersteund door de National Institutes of Health (NIH) (R01- NS115947 toegekend aan F. Hoerndli). We willen ook Dr. Attila Stetak bedanken voor het pAS1 plasmide.

Materials

100x/1.40 Oil objective   Olympus   UPlanSApo
10x/0.40 Objective  Olympus   UPlanSApo
22 mm x 22 mm Cover glass  VWR  48366-227 
Agarose SFR  VWR  J234-100G 
Beam homogenizer Andor Technologies Borealis upgrade to CSU-X1
CleanBench laboratory table  TMC  With vibration control
Disposable culture tubes VWR  47729-572  13 mm x 100 mm
Environmental chamber Thermo Scientific 3940 Set to 20 °C
Filter wheel or slider ASI For 25 mm diameter filters
FJH 185 Caenorhabditis Genetics Center  FJH 185 Worm strain
FJH 597 Caenorhabditis Genetics Center FJH 597 Worm strain
GFP bandpass emission filter  Chroma  525 ± 50 nm (25 mm diameter)
ILE laser combiner  Andor Technologies  4 laser lines 
ILE solid state 488 nm laser Andor Technologies  50 mW
ImageJ National Institutes of Health Version 1.52a
IX83 Spinning disk confocal microscope  Olympus  With Yokogawa CSU-X1 spinning disc
iXon Ultra EMCCD camera  Andor Technologies 
Low auto-fluorescence immersion oil  Olympus  Z-81226
MetaMorph  Molecular Devices  Version 7.10.1 
Microscope control box Olympus IX3-CBH
Muscimol  MP Biomedical / Sigma 02195336-CF 
pAS1 AddGene 194970 Plasmid
pBSKS Stratagene
pCT61 Plasmid available from Hoerndli/Maricq lab upon request
pJM23 Plasmid available from Hoerndli/Maricq lab upon request
pKK1  AddGene  194969 Plasmid
Polybead microspheres  Polysciences Inc.  00876-15  0.094 µm
Stability chamber Norlake Scientific NSRI241WSW/8H Set to 15 °C
Stage controller ASI With filter wheel control
Standard microscope slide Premiere 9108W-E 75 mm x 25 mm x 1 mm
Touch panel controller Olympus I3-TPC
Z-drift corrector  Olympus  IX3-ZDC2

References

  1. Berridge, M. J. Neuronal calcium signaling. Neuron. 21 (1), 13-26 (1998).
  2. Brini, M., Calì, T., Ottolini, D., Carafoli, E. Neuronal calcium signaling: Function and dysfunction. Cellular and Molecular Life Sciences. 71 (15), 2787-2814 (2014).
  3. Brini, M., Calì, T., Ottolini, D., Carafoli, E. Intracellular calcium homeostasis and signaling. Metal Ions in Life Sciences. 12, 119-168 (2013).
  4. Berridge, M. J. The inositol trisphosphate/calcium signaling pathway in health and disease. Physiological Reviews. 96 (4), 1261-1296 (2016).
  5. Schrank, S., Barrington, N., Stutzmann, G. E. Calcium-handling defects and neurodegenerative disease. Cold Spring Harbor Perspectives in Biology. 12 (7), 035212 (2020).
  6. Pchitskaya, E., Popugaeva, E., Bezprozvanny, I. Calcium signaling and molecular mechanisms underlying neurodegenerative diseases. Cell Calcium. 70, 87-94 (2018).
  7. Jadiya, P., et al. Impaired mitochondrial calcium efflux contributes to disease progression in models of Alzheimer’s disease. Nature Communications. 10 (1), 3885 (2019).
  8. Zeiser, E., Frøkjær-Jensen, C., Jorgensen, E., Ahringer, J. MosSCI and gateway compatible plasmid toolkit for constitutive and inducible expression of transgenes in the C. elegans germline. PLoS One. 6 (5), 20082 (2011).
  9. Zhu, B., Cai, G., Hall, E. O., Freeman, G. J. In-FusionTM assembly: Seamless engineering of multidomain fusion proteins, modular vectors, and mutations. Biotechniques. 43 (3), 354-359 (2007).
  10. Evans, T. C. Transformation and Microinjection. WormBook. , (2006).
  11. Giordano-Santini, R., Dupuy, D. Selectable genetic markers for nematode transgenesis. Cellular and Molecular Life Sciences. 68 (11), 1917-1927 (2011).
  12. Stiernagle, T. Maintenance of C. elegans. WormBook. , (2006).
  13. Stiernagle, T. Maintenance of C. elegans: Transferring worms grown on NGM plates. WormBook. , (2006).
  14. Ogama, T. A beginner’s guide to improving image acquisition in fluorescence microscopy. The Biochemist. 42 (6), 22-27 (2020).
  15. Mellem, J. E., Brockie, P. J., Madsen, D. M., Maricq, A. v. Action potentials contribute to neuronal signaling in C. elegans. Nature Neuroscience. 11 (8), 865-867 (2009).
  16. Zhang, Y., et al. Fast and sensitive GCaMP calcium indicators for imaging neural populations. bioRxiv. , (2021).
  17. Kerruth, S., Coates, C., Dürst, C. D., Oertner, T. G., Török, K. The kinetic mechanisms of fast-decay red-fluorescent genetically encoded calcium indicators. Journal of Biological Chemistry. 294 (11), 3934-3946 (2019).
  18. de Juan-Sanz, J., et al. Axonal endoplasmic reticulum Ca2+ content controls release probability in CNS nerve terminals. Neuron. 93 (4), 867-881 (2017).
  19. Fung, W., Wexler, L., Heiman, M. G. Cell-type-specific promoters for C. elegans glia. Journal of Neurogenetics. 34 (3-4), 335-346 (2020).
  20. Ali, F., Kwan, A. C. Interpreting in vivo calcium signals from neuronal cell bodies, axons, and dendrites: a review. Neurophotonics. 7 (1), 011402 (2019).
  21. Tian, L., et al. Imaging neural activity in worms, flies and mice with improved GCaMP calcium indicators. Nature Methods. 6 (12), 875-881 (2009).
  22. Mank, M., et al. A genetically encoded calcium indicator for chronic in vivo two-photon imaging. Nature Methods. 5 (9), 805-811 (2008).
  23. Birkner, A., Tischbirek, C. H., Konnerth, A. Improved deep two-photon calcium imaging in vivo. Cell Calcium. 64, 29-35 (2017).
  24. Ryan, K. C., Laboy, J. T., Norman, K. R. Deregulation of mitochondrial calcium handling due to presenilin loss disrupts redox homeostasis and promotes neuronal dysfunction. Antioxidants. 11 (9), 1642 (2022).
  25. Yang, H. H., et al. Subcellular imaging of voltage and calcium signals reveals neural processing in vivo. Cell. 166 (1), 245-257 (2016).
  26. Takahashi, N., Oertner, T. G., Hegemann, P., Larkum, M. E. Active cortical dendrites modulate perception. Science. 354 (6319), 1587-1590 (2016).
  27. Nicoletti, M., et al. Biophysical modeling of C. elegans neurons: Single ion currents and whole-cell dynamics of AWCon and RMD. PLoS One. 14 (7), 0218738 (2019).
  28. Church, P. J., Stanley, E. F. Single L-type calcium channel conductance with physiological levels of calcium in chick ciliary ganglion neurons. The Journal of Physiology. 496, 59-68 (1996).
  29. O’Hare, J. K., et al. Compartment-specific tuning of dendritic feature selectivity by intracellular Ca 2+ release. Science. 375 (6586), (2022).
  30. Mclntire, S. L., Jorgensen, E., Horvitz, H. R. Genes required for GABA function in Caenorhabditis elegans. Nature. 364 (6435), 334-337 (1993).
  31. Doser, R. L., Amberg, G. C., Hoerndli, F. J. Reactive oxygen species modulate activity-dependent AMPA receptor transport in C. elegans. The Journal of Neuroscience. 40 (39), 7405-7420 (2020).
  32. Wu, J., et al. A long Stokes shift red fluorescent Ca2+ indicator protein for two-photon and ratiometric imaging. Nature Communications. 5, 5262 (2014).
  33. Cho, J. -. H., et al. The GCaMP-R family of genetically encoded ratiometric calcium indicators. ACS Chemical Biology. 12 (4), 1066-1074 (2017).
  34. Smith, J. J., et al. A light sheet fluorescence microscopy protocol for Caenorhabditis elegans larvae and adults. Frontiers in Cell and Developmental Biology. 10, 1012820 (2022).
  35. Müller, M., et al. Mitochondria and calcium regulation as basis of neurodegeneration associated with aging. Frontiers in Neuroscience. 12, 470 (2018).
  36. Nikoletopoulou, V., Tavernarakis, N. Calcium homeostasis in aging neurons. Frontiers in Genetics. 3, 200 (2012).
  37. Chen, C. -. H., Chen, Y. -. C., Jiang, H. -. C., Chen, C. -. K., Pan, C. -. L. Neuronal aging: Learning from C. elegans. Journal of Molecular Signaling. 8 (1), 14 (2013).
  38. Saberi-Bosari, S., Huayta, J., San-Miguel, A. A microfluidic platform for lifelong high-resolution and high throughput imaging of subtle aging phenotypes in C. elegans. Lab on a Chip. 18 (20), 3090-3100 (2018).
  39. Sridhar, N., Fajrial, A. K., Doser, R. L., Hoerndli, F. J., Ding, X. Surface acoustic wave microfluidics for repetitive and reversible temporary immobilization of C. elegans. Lab on a Chip. 22 (24), 4882-4893 (2022).

Play Video

Cite This Article
Doser, R., Knight, K. M., Deihl, E., Hoerndli, F. Subcellular Imaging of Neuronal Calcium Handling In Vivo. J. Vis. Exp. (193), e64928, doi:10.3791/64928 (2023).

View Video