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Cancer Research

Impianto di cannula intracranica per infusioni seriali di cellule T del recettore dell'antigene chimerico locoregionale (CAR) nei topi

Published: February 24, 2023
doi:
10.3791/64886
, , , , , , , ,
1Division of Oncology,Children’s Hospital of Philadelphia, 2Center for Data Driven Discovery in Biomedicine,Children’s Hospital of Philadelphia, 3Division of Neurosurgery,Children’s Hospital of Philadelphia, 4Ben Towne Center for Childhood Cancer Research,Seattle Children’s Research Institute, 5Department of Pediatrics, Seattle Children’s Hospital,University of Washington

Summary

I tumori del sistema nervoso centrale (SNC) sono la principale causa di morte correlata al cancro nei bambini e le terapie locoregionali a base immunitaria vengono sempre più testate per i pazienti negli studi clinici. Questo protocollo descrive i metodi per l’impianto di cannule locoregionali nei topi per la valutazione preclinica di infusioni immunoterapeutiche mirate ai tumori del SNC.

Abstract

I tumori pediatrici del SNC sono responsabili della maggior parte dei decessi correlati al cancro nei bambini e hanno prognosi infauste, nonostante i progressi nella chemioterapia e nella radioterapia. Poiché molti tumori mancano di trattamenti efficaci, vi è una necessità cruciale di sviluppare opzioni terapeutiche più promettenti, come le immunoterapie; l’uso della terapia con cellule T del recettore dell’antigene chimerico (CAR) diretta contro i tumori del SNC è di particolare interesse. Bersagli della superficie cellulare come B7-H3, IL13RA2 e il disiaaloganglioside GD2 sono altamente espressi sulla superficie di diversi tumori pediatrici e adulti del SNC, aumentando l’opportunità di utilizzare la terapia cellulare T CAR contro questi e altri bersagli di superficie. Per valutare la somministrazione locoregionale ripetuta di cellule T CAR in modelli murini preclinici, è stato istituito un sistema di cateteri a permanenza che ricapitola i cateteri a permanenza attualmente utilizzati negli studi clinici sull’uomo. A differenza della somministrazione stereotassica, il sistema di catetere a permanenza consente dosi ripetute senza l’uso di più interventi chirurgici. Questo protocollo descrive il posizionamento intratumorale di una cannula guida fissa che è stata utilizzata per testare con successo le infusioni seriali di cellule T CAR in modelli murini ortotopici di tumori cerebrali pediatrici. Dopo l’iniezione ortotopica e l’attecchimento delle cellule tumorali nei topi, il posizionamento intratumorale di una cannula guida fissa viene completato su un apparato stereotassico e fissato con viti e resina acrilica. Le cannule di trattamento vengono quindi inserite attraverso la cannula guida fissa per la somministrazione ripetuta di cellule T CAR. Il posizionamento stereotassico della cannula guida può essere regolato per fornire cellule T CAR direttamente nel ventricolo laterale o in altre posizioni nel cervello. Questa piattaforma offre un meccanismo affidabile per la sperimentazione preclinica di infusioni intracraniche ripetute di cellule T CAR e altre nuove terapie per questi devastanti tumori pediatrici.

Introduction

Nonostante i miglioramenti nella chemioterapia, nella radioterapia e nella chirurgia, i tumori del sistema nervoso centrale (SNC) sono i tumori maligni più mortali in pediatria1, sottolineando un’importante necessità di nuovi approcci con risultati più efficaci. Con progressi significativi nel campo dell’immunoterapia, gli approcci di terapia cellulare adottiva (ACT) hanno mostrato risultati promettenti in vari tipi di cancro, in particolare neoplasie ematologiche2. La terapia con cellule T del recettore dell’antigene chimerico (CAR), un tipo specifico di ACT, sfrutta la naturale capacità del sistema immunitario di riconoscere e uccidere le cellule dannose reindirizzando la specificità delle cellule T per generare cellule T mirate al tumore3. La terapia con cellule T CAR ha dimostrato un notevole successo nel trattamento delle leucemie e dei linfomi4, rendendola un approccio immunoterapeutico promettente e incoraggiando la sua indagine nei tumori solidi. Tuttavia, finora, la terapia con cellule T CAR nei tumori solidi ha ottenuto scarso successo clinico e deve affrontare molte sfide, come la penetrazione tumorale inefficiente, gli antigeni bersaglio limitati e il microambiente tumorale soppressivo5.

Recenti studi clinici hanno iniziato a valutare la terapia con cellule T CAR per i tumori pediatrici del SNC, fornendo prove di concetto e prove precoci dell’attività delle cellule T nei rapporti preliminari 6,7,8. Mentre la maggior parte dei dati preclinici iniziali si concentrava sulla somministrazione endovenosa delle cellule T CAR, recenti evidenze precliniche hanno suggerito la superiorità della somministrazione locoregionale nel SNC9,10, che è stata utilizzata con successo anche in diversi studi clinici 6,7,8,11 . Gli studi preclinici fino ad oggi che hanno incorporato la somministrazione locoregionale di cellule T CAR nel SNC si sono basati su una singola dose intracranica di cellule T CAR somministrate stereotassicamente 9,10. Tuttavia, gli studi clinici sull’uomo hanno richiesto infusioni ripetute di cellule T CAR nel SNC 6,7,8,11, sottolineando la necessità di valutare più infusioni ripetute nello sviluppo preclinico. L’obiettivo di questa procedura è testare con successo le infusioni seriali di cellule T CAR utilizzando un catetere in modelli murini ortotopici di tumori cerebrali pediatrici. Il vantaggio di questa tecnica è l’evitare più procedure chirurgiche per fornire ripetuti trattamenti intra-SNC. Le cannule sono state utilizzate principalmente per il campionamento in microdialisi dei neurotrasmettitori e la somministrazione di sostanze neuroattive nelle neuroscienze e nella ricerca comportamentale nei roditori12, con segnalazioni limitate del loro uso per la somministrazione di terapie antitumorali. Basandosi sui rapporti precedenti, questo protocollo utilizza un sistema di cannule a permanenza stereotassicamente posizionato per fornire cellule T CAR in modelli murini xenograft di tumori del SNC. Il protocollo può essere utilizzato per testare terapie aggiuntive in modelli murini di disturbi neurologici o neuro-oncologici e può essere utile per testare nuove terapie in cui bypassare la barriera emato-encefalica è fondamentale per l’efficacia.

Protocol

Tutte le procedure del protocollo sono state approvate dall’Institutional Animal Care and Use Committee del Children’s Hospital di Philadelphia (IAC 19-000907), accreditato dall’AAALAC. Questo studio ha utilizzato topi NOD scid gamma (NSG) di 6-12 settimane con tumori ortotopici dello xenotrapianto; Tuttavia, il protocollo può essere utilizzato su qualsiasi ceppo di mouse. I topi NSG sono stati alloggiati in condizioni di barriera sterile e la chirurgia eseguita sotto armadi sterili di biosicurezza. Quando vengono utilizzati materiali umani come cellule tumorali o cellule T, le procedure e la manipolazione devono essere completate negli armadi di biosicurezza ABSL-2. 1. Preparare il topo per l’intervento chirurgico Anestetizzare il topo in una camera di induzione con isoflurano (2-4%) ad una portata di ossigeno di 1 L/min fino a raggiungere un adeguato piano di anestesia (circa 5 min). Pesare il topo usando una bilancia con l’approssimazione di 0,1 g e somministrare buprenorfina sottocutanea a lento rilascio (SR) (1 mg/kg) o altro analgesico.NOTA: SR buprenorfina fornisce analgesia per 72 ore. Rasare la pelliccia sulla parte superiore della testa del topo usando tagliatrici elettriche o agenti depilatori. Utilizzare una spatola per aprire delicatamente la parte inferiore del braccio stereotassico e inserire la cannula guida con una pinza. Stringere la vite sul braccio per fissare la cannula in modo che circa 1/2-2/3 della porzione di plastica bianca della cannula sporga dal fondo dell’apertura, insieme all’intera lunghezza metallica di 5 mm della cannula. Inserire e fissare i denti superiori del mouse nella barra del morso dell’apparato stereotassico. Tirare il cono del naso in avanti e stringerlo, assicurandosi che il topo stia inalando isoflurano. Montare il mouse sull’apparecchio stereotassico riscaldato utilizzando polsini auricolari o barre auricolari, evitando una pressione eccessiva.NOTA: il vassoio riscaldato deve avere un termometro rettale inserito e il vassoio riscaldante deve essere regolato per mantenere una normale temperatura corporea del mouse durante la procedura. Applicare un unguento oftalmico sterile su entrambi gli occhi utilizzando un applicatore con punta di cotone. Pulire il sito chirurgico con povidone-iodio su un tampone o applicatore, seguito da un tampone imbevuto di alcool. Eseguire questo passaggio tre volte in totale. Prima di iniziare la procedura, eseguire un pizzico con pinza per valutare un’adeguata sedazione. 2. Procedura chirurgica NOTA: Tutti gli aspetti della procedura chirurgica utilizzano strumenti sterilizzati e tecniche asettiche. I topi continuano in anestesia con isoflurano (2-4%) per tutta la durata della procedura, circa 10-20 minuti. Raccogliere delicatamente il cuoio capelluto tra le orecchie con una pinza. Usando le forbici sterili, tagliare il cuoio capelluto sollevato parallelamente al cranio e rimuovere un lembo ovale di pelle (0,75-1 cm di lunghezza) per esporre il cranio.NOTA: Le forbici sono preferite a un bisturi per fornire un’apertura pulita di forma ovale e per evitare danni inutili alla pelle e ai tessuti circostanti. Spingere via la fascia usando un bisturi o tamponi di cotone e un pellet di cotone emostatico per aiutare a rallentare il sanguinamento eccessivo, se necessario.NOTA: L’uso del lato in legno di una punta di cotone sterile può anche allontanare la fascia e aiutare ad evitare un eccessivo sanguinamento. Identificare i punti di riferimento bregma e lambda, i rispettivi segni anteriori e posteriori sul cranio dove le placche craniche si incontrano13.NOTA: L’identificazione può essere aumentata pulendo la parte superiore del cranio esposto con perossido di idrogeno. Segna delicatamente il cranio usando un bisturi per creare una superficie per l’acrilico da attaccare. Il punteggio dovrebbe includere più linee lineari di circa 0,5-1 cm di lunghezza ad angoli di 90° l’una rispetto all’altra. Utilizzando il braccio stereotassico, localizzare la cannula al punto di riferimento di interesse (bregma o lambda). Una volta localizzato, sollevare la punta della cannula di 1-2 mm sopra la superficie del cranio e spostarsi alle coordinate desiderate. Per le iniezioni intratumorali, questo utilizza le stesse coordinate A / P e M / L del posizionamento del tumore. Sul cranio esposto, lontano dalla zona in cui entrerà la cannula, praticare due fori per viti con un ago da 18 G o un trapano chirurgico. Assicurarsi che i fori siano distanziati per includere spazio sufficiente per la cannula. Usando una punta da trapano, ruotare attraverso i fori delle viti fino a quando non si attaccano al cranio. Inserire e fissare due viti nei fori usando un cacciavite a punta piatta. Quindi, tirare delicatamente le viti verso l’alto per assicurarsi che siano fissate.NOTA: Non inserire le viti fino a quando non sono a filo con il cranio, o potrebbero danneggiare il cervello del topo sottostante. Lasciare almeno uno spazio di 1-2 mm tra la vite e il cranio. Utilizzando un ago da 18 G o un trapano chirurgico, perforare il cranio alle coordinate identificate per creare un foro per la cannula da inserire. Utilizzando il braccio stereotassico, abbassare la cannula alla coordinata D/V desiderata.NOTA: La coordinata D/V dell’impianto della cannula deve tenere conto della lunghezza di proiezione del manichino e delle cannule di trattamento e può essere più superficiale dell’iniezione ortotopica di cellule tumorali (Figura 1). In una lastra di porcellana a 12 pozzetti, riempire un pozzetto con polvere di resina acrilica (circa 0,3 g) e 10-15 gocce (circa 0,5-0,75 ml) di liquido di resina acrilica. Questo produce un materiale viscoso di colore bianco. Aspirare la miscela in una siringa da 1 mL e usarla per rivestire e coprire il cranio, riempiendo gli spazi intorno alla cannula e alle viti.NOTA: Il materiale viscoso si indurisce nel tempo in cemento, quindi questo passaggio deve essere completato immediatamente dopo la miscelazione. Mentre il cemento è ancora flessibile, allentare la vite sul braccio stereotassico e utilizzare una spatola nell’apertura in basso per rilasciare delicatamente la cannula dal supporto e ritrarre lentamente il braccio stereotassico verso l’alto lontano dal mouse. Una volta che il cemento è completamente asciutto, inserire la cannula fittizia nella cannula di guida e fissarla saldamente ruotando in senso orario. Una volta completata la procedura, riposizionare il topo nella sua gabbia domestica riscaldata per monitorare attentamente, assicurando un adeguato recupero e registrando eventuali osservazioni post-procedura, incluso che il topo ha completamente ripreso conoscenza, prima di tornare alla colonia.NOTA: In genere si consiglia di posizionare solo metà della gabbia su una piastra riscaldante per consentire all’animale di spostarsi sul lato più fresco per evitare il surriscaldamento. Somministrare analgesici aggiuntivi, se necessario, se i topi mostrano comportamenti indicativi di dolore post-operatorio, come meloxicam 5 mg / kg somministrato per via sottocutanea una volta al giorno per un massimo di 3 giorni. 3. Preparazione delle cellule T CAR Misurare la concentrazione di cellule T CAR pre-trasfettate utilizzando un contatore cellulare. Centrifugare le cellule T pre-trasfettate a 200 x g per 5 minuti a temperatura ambiente (RT). Aspirare il surnatante utilizzando una pipetta sterile Pasteur su un sistema di aspirazione sotto vuoto e risospendere il pellet in soluzione salina tamponata fosfatae (PBS) alla concentrazione desiderata. I volumi di consegna tipici sono 2-5 μL. Le dosi cellulari tipiche sono 0,5-5 x 106 cellule. 4. Infusioni di cellule T CAR Preparare la cannula di trattamento alimentando la parte superiore attraverso un piccolo pezzo di tubo PKG. Riempire la siringa di trattamento con la sospensione di cellule T CAR e inserirla attraverso l’altra estremità del tubo PKG, sufficiente a coprire la parte superiore della cannula di trattamento. Anestetizzare il topo con isoflurano (2-4%) ad una portata di ossigeno di 1 L/min. Stabilizzare la cannula di guida utilizzando una pinza alla base, quindi svitare e rimuovere con cura la cannula fittizia, consentendo l’accesso alla cannula di guida.NOTA: una configurazione stereotassica non è necessaria, ma può essere utilizzata per stabilizzare la testa per il trattamento. Infondere le cellule T CAR per 1 minuto e tenere la cannula di trattamento in posizione per un ulteriore 1 minuto dopo la cessazione dell’infusione. Rimuovere la cannula di trattamento e riavvitare saldamente la cannula fittizia in posizione. Somministrare meloxicam per via sottocutanea (5 mg/kg) per il controllo facoltativo del dolore.

Representative Results

Impianto riuscito della cannula nel SNC del topoI topi con incannulamento riuscito hanno una cannula guida sicura in posizione, che non interferisce con le attività della vita quotidiana (Figura 2A) e che può facilmente passare una cannula di trattamento e fornire fluido senza resistenza (Figura 2B). Nella nostra esperienza, la maggior parte delle cannule rimane in posizione per oltre 4 settimane, anche se lo 0-25% può essere rimosso nel tempo. La verifica del corretto posizionamento può essere confermata con il colorante blu Evans iniettato nella cannula. Ad esempio, una cannula inserita nel ventricolo laterale mostra il colorante blu di Evans in tutto il sistema ventricolare mentre viaggia attraverso il liquido spinale cerebrale, confermando il corretto posizionamento (Figura 2C). Le cannule inserite nel tumore mostrano il colorante blu di Evans nel sito di impianto del tumore. Consegna efficace delle cellule T CAR nel SNC per il trattamento dei tumori dello xenotrapianto.L’efficacia del sistema di cannule intracranica e l’efficacia terapeutica delle cellule T CAR nei modelli murini possono essere misurate attraverso una varietà di meccanismi, tra cui l’imaging bioluminescente e la sopravvivenza globale. Le cellule T CAR dirette a GPC2 sono state testate contro il medulloblastoma murino e i modelli di glioma diffuso della linea mediana, rispettivamente 7316-4509 e 7316-3058, utilizzando il dosaggio ripetuto delle cellule T CAR tramite il sistema di cannule intracranica dichiarato14. Il posizionamento e l’attecchimento ortotopico del tumore sono stati confermati dall’imaging bioluminescente e le cannule sono state posizionate nel letto tumorale utilizzando le stesse coordinate del posizionamento ortotopico del tumore. I trattamenti consistevano in infusioni di cellule T GPC2 CAR da una a due volte alla settimana per 2-4 settimane, per un totale di quattro o sei dosi. Dopo il trattamento, la terapia con cellule T CAR diretta da GPC2 ha indotto una significativa regressione tumorale nel modello di medulloblastoma 7316-4509 (p < 0.01) (Figura 3A) e una sopravvivenza significativamente prolungata nel glioma talamico diffuso della linea mediana 7316-3058 (p < 0.05) (Figura 3B)14. Figura 1: Cannula guida con manichino di proiezione e cannule di trattamento. (A) Cannula guida con cannule fittizie di proiezione di 0,5 mm e cannule fittizie di proiezione di 2 mm. (B) Cannula guida con cannule di sporgenza di 0,5 mm e di trattamento di proiezione di 2 mm. Fare clic qui per visualizzare una versione ingrandita di questa figura. Figura 2: Sistema di somministrazione di cannule di trattamento per dosi ripetute di cellule T CAR . (A) Cannula impiantata in un cranio di topo con un cappuccio in posizione quando non in uso. (B) Infusione di cellule T CAR in un tumore pontino attraverso la cannula di trattamento mentre il topo è sotto anestesia. (C) Verifica del posizionamento della cannula nel ventricolo laterale utilizzando il colorante blu di Evans. Il colorante è stato inserito attraverso la cannula, seguito da eutanasia ed escissione cerebrale, con colorante presente in tutti i ventricoli. Fare clic qui per visualizzare una versione ingrandita di questa figura. Figura 3: Le cellule T CAR dirette a GPC2 mediano le risposte antitumorali e prolungano la sopravvivenza nei tumori cerebrali pediatrici in vivo. (A) Quantificazione della bioluminescenza dello xenotrapianto ortotopico di medulloblastoma del gruppo 4 7316-4509 trattato con cellule T mRNA CAR dirette a GPC2 o CD19. Le dosi sono indicate da frecce sul grafico. Dati visualizzati come media con SD, n = 9-11 topi per braccio. (B) Sopravvivenza globale di topi impiantati con xenotrapianto di DMG talamico 7316-3058 trattati con sei dosi ripetute di 2 x 106 cellule T CAR. Le dosi sono indicate da frecce sul grafico. n = 7 topi per braccio. **p < 0,01; *p < 0,05; ns = non significativo. Questa figura è stata riprodotta con il permesso di Foster et al.14. Fare clic qui per visualizzare una versione ingrandita di questa figura.

Discussion

La terapia con cellule T CAR ha rivoluzionato il trattamento dei tumori ematologici e mostra un valore promettente nel trattamento dei tumori cerebrali solidi 6,7,8. Questo protocollo è stato progettato per consentire la valutazione preclinica della somministrazione locoregionale di cellule T CAR per il trattamento dei tumori pediatrici del SNC. Il sistema cannula replica un serbatoio Ommaya o Rickham, un sistema di catetere intraventricolare attualmente utilizzato negli studi clinici in corso sulla terapia con cellule T CAR nei tumori pediatrici del SNC 6,7,8, sottolineando la rilevanza e il potenziale traslazionale di questi metodi. Questo sistema consente la somministrazione ripetuta di cellule T CAR che bypassano la barriera emato-encefalica, ancora una volta simile ai metodi impiegati negli studi clinici in corso. Il parto locoregionale può fornire la massima efficacia nel CNS9 e può anche ridurre il rischio di tossicità sistemiche associate al traffico dalla circolazione15. Mentre la somministrazione stereotassica può fornire una singola dose nel SNC, il vantaggio di questo sistema è l’opportunità di fornire più dosi ripetute in una posizione specifica nel SNC senza la necessità di più interventi chirurgici. Le limitazioni di questa procedura includono un sito di consegna fisso senza la possibilità di cambiare posizione o apportare modifiche una volta che la cannula è in posizione e il potenziale di rimozione della cannula.

Un passaggio critico in questo protocollo è l’impianto della cannula guida fissa a una coordinata D/V che prende in considerazione la proiezione delle cannule di trattamento. La cannula di trattamento sporgerà oltre la punta della cannula guida, quindi è necessario prestare attenzione per garantire che il posizionamento comporti la consegna di cellule T CAR nella regione di interesse. Le lunghezze di proiezione della cannula di trattamento possono essere personalizzate e, nell’esperienza dell’autore, 0,5 mm è una lunghezza di proiezione utile. Questa lunghezza garantisce che il terapeutico non rimanga nella cannula guida al momento dell’erogazione, ma non richiede nemmeno un aggiustamento significativo delle coordinate D/V per la cannula guida alla regione di interesse. Un ulteriore passo importante in questo protocollo è il tempo in cui la cannula di trattamento viene lasciata in posizione dopo l’infusione di cellule T CAR. La cannula di trattamento deve essere tenuta in posizione per almeno 1 minuto dopo la fine dell’infusione, per evitare perdite e la perdita della somministrazione locoregionale della terapia con cellule T CAR.

La risoluzione di questo metodo è semplice, con la maggior parte delle complicazioni che coinvolgono difficoltà a rimuovere la cannula fittizia o inserire la cannula di trattamento nella cannula guida fissa, probabilmente a causa del sangue secco all’interno della cannula guida. Questo può essere facilmente risolto facendo passare delicatamente la cannula fittizia attraverso la cannula di guida fino a quando non c’è meno resistenza e i detriti sono stati rimossi. La resina acrilica può occasionalmente staccarsi dal cranio, con conseguente perdita del sistema della cannula. Nella nostra esperienza, questo è generalmente limitato dalla marcatura del cranio con un bisturi e dal posizionamento di due viti. Inoltre, vengono rimossi tutti gli oggetti della gabbia che potrebbero accidentalmente applicare forza alla cannula mentre il mouse si muove, come particolari capanne di arricchimento del topo con piccole aperture.

In conclusione, qui descritto è un protocollo per l’inserimento di un sistema cannula in modelli murini di tumori del SNC per la consegna ripetuta di cellule T CAR. Il posizionamento della cannula può essere regolato su più punti di consegna locoregionali, testando l’efficacia di diversi siti di consegna. Inoltre, questo sistema può essere utilizzato per ulteriori terapie oltre le cellule T CAR per valutare l’efficacia quando si aggira la barriera emato-encefalica e può anche essere utile per la valutazione delle terapie in modelli murini di disturbi non oncologici.

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Il finanziamento per questo lavoro è stato fornito dalla Matthew Larson Foundation, dalla Grayson Saves Foundation, da Hyundai Hope on Wheels Young Investigator Award, dalla Kortney Rose Foundation, dal National Institutes of Health NCI K12 CA076931-19 e 1K08CA263179-01 e dal Dipartimento della Difesa W81XWH-21-1-0221.

Materials

18 G needles BD 511097 1 1/2 inch metal hub
Acrylic resin liquid Lang Dental  B1323 
Acrylic resin powder Lang Dental  B1323 
Alcohol wipes BD 326895
Centrifuge 5240 Eppendorf 5420000040 Centrifuge 
Cotton tipped swabs Puritan 826-WC Handle Width = 2.11 mm (0.083), Head Width = 1.27 mm (0.050), Handle Length = 147.62 mm (5.812), Overall Length = 152.4 mm (6), Head Length = 12.7 mm (0.500)
Drill bit holder  P1 Technologies  DH-1  Drill bit holder for D56-D70 
Drill bit  P1 Technologies  D58  1.07 mm 
Dummy cannula  P1 Technologies  C315DCS-5/SPC  Configuration: Small cap;  Length: Cut 5.00 mm below pedestal; Projection: 0.50 mm 
Flat tip screwdriver  P1 Technologies  SD-80  Screwdriver 
Graefe forceps Fine Science Tools 11051-10 Forceps
Guide cannula  P1 Technologies  C315GS-5/SPC  Configuration: 5.00 mm pedestal height; Length: Cut 5.00 mm below pedestal 
Hemostatic cotton pellets with racemic epinephrine  Pascal  1151602 
MOXI Z Mini automated cell counter Kit  Moxi MXZ001 Cell counter
NOD scid gamma (NSG) mice Jackson Laboratory 5557 6 to 12-week-old males and females
Pasteur pipet VWR 14673-043
PKG tubing  P1 Technologies  C313CT  Diameter: 0.58 mm x 1.27 mm 
Porcelain 12 well plate Flinn Scientific AP6064 
Povidone iodine Medline MDS093943
Scalpel World Precision Instrument 50-822-457 Disposable Scalpel, no.10, sterile, 10/box, Plastic Handle with 6" Ruler
Screws  P1 Technologies  0-80 X 3/32  2.4 mm  
Stereotaxic Frame  David Kopf Instruments  940  Model 940 Small Animal Stereotaxic Instrument with Digital Display Console 
Student fine scissors Fine Science Tools 91460-12 Scissors
Treatment cannula  P1 Technologies  C315IS-5/SPC  33GA; Configuration: Standard internal; Length: Cut 5.00 mm below pedestal; Projection: 0.50 mm  
Treatment syringes  Hamilton 87908 5 µL, Model 75 Cemented Needle Special (SN) Syringe, 75SN/22/0.5"/PT3 
Vactrap XL  Foxx Life Sciences 305-4401-FLS Vacuum System
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References

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Harvey, K., Madsen, P. J., Smith, T., Griffin, C., Patterson, L., Vitanza, N. A., Storm, P. B., Resnick, A. C., Foster, J. B. Intracranial Cannula Implantation for Serial Locoregional Chimeric Antigen Receptor (CAR) T Cell Infusions in Mice. J. Vis. Exp. (192), e64886, doi:10.3791/64886 (2023).
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