JoVE Journal > Medicine
Summary
Abstract
Introduction
Protocol
Results
Discussion
Disclosures
Acknowledgements
Materials
References
Türkçe

Automatically Generated
Please note that all translations are automatically generated. Click here for the English version.
Medicine

Hacim Kontrollü Hemorajik Şokun Domuz Bebek Modelinin Tanımı

Published: November 03, 2023
doi:
10.3791/64815
, , , , , , , , , , , , , , , , ,
1Pediatric Intensive Care Department,Gregorio Marañón University General Hospital, 2Gregorio Marañón Health Research Institute, 3Primary Care Interventions to Prevent Maternal and Child Chronic Diseases of Perinatal and Development Origin Network (RICORS),Carlos III Health Institute

Summary

Bu makale, araştırmacılara hemorajik şokun bir bebek domuz modeli oluşturmak için ayrıntılı ve erişilebilir bir rehber sağlamayı amaçlamaktadır.

Abstract

Hemorajik şok, pediatrik hastalarda morbidite ve mortalitenin önde gelen nedenidir. Yetişkinlerde resüsitasyona rehberlik etmek için doğrulanan klinik göstergelerin yorumlanması ve farklı tedaviler arasında karşılaştırma, bu popülasyonun doğal heterojenliği nedeniyle çocuklarda zordur. Sonuç olarak, erişkinlerle karşılaştırıldığında, pediatrik hemorajik şokun uygun yönetimi hala iyi belirlenmemiştir. Ek olarak, hemorajik şoklu pediatrik hastaların azlığı, klinik olarak anlamlı çalışmaların geliştirilmesini engellemektedir. Bu nedenle, çocuklarda kanamanın etkilerini ve farklı tedavilere yanıtlarını incelemek için deneysel bir pediatrik hayvan modeli gereklidir. Anestezi uygulanmış genç domuzlarda hacim kontrollü hemorajik şokun bebek hayvan modelini sunuyoruz. Kanama, önceden hesaplanmış bir kan hacminin geri çekilmesiyle indüklenir ve domuz daha sonra farklı tedavilerle izlenir ve yeniden canlandırılır. Burada, olgunlaşmamış domuzlarda kesin ve yüksek oranda tekrarlanabilir bir hemorajik şok modelini açıklıyoruz. Model, şiddetli kanamaya yanıt olarak aktive olan telafi edici mekanizmaları karakterize eden hemodinamik veriler verir.

Introduction

Travmaya bağlı hayatı tehdit eden kanama, nadir olmakla birlikte, pediatrik hastalarda önde gelen ölüm nedenidir 1,2. Hemorajik şokun ek nedenleri arasında hemorajik ateş, gastrointestinal kanama, karaciğer cerrahisi ve özellikle kardiyopulmoner baypas kullanıldığında kalp cerrahisi bulunur3.

Yetişkin popülasyonun aksine, pediatrik hemorajik şokun yönetimi hakkında, büyük ölçüde uzman görüşlerine dayanan veya doğrudan yetişkin pratiğinden çevrilen yeterli veri yoktur 2,4. Bununla birlikte, yönetim stratejilerinin yetişkinlerden çevirisi uygun olmayabilir. Örneğin, yetişkinlerde doğrulanmış klinik göstergelerin, farklı yaşlardaki gruplar arasında mevcut olan fizyolojik heterojenlik ve pediatrik popülasyonda baskın olan farklı yaralanma paternleri nedeniyle pediatrik hastalara tahmin edilmesi zordur. Sonuç olarak, pediatrik hastada müdahaleyi tetikleyecek spesifik sonlanım noktaları iyi tanımlanmamıştır. Ayrıca, şu anda yetişkinlerde uygulanan tedavilerin çocuklar üzerindeki zararlı etkileri hakkında yeterli kanıt yoktur 2,4,5.

Tüm bunlar ışığında, hızlı müdahale için spesifik resüsitasyon eşikleri oluşturmak ve pediatrik hemorajik şok için en uygun tedavilerin hangileri olduğunu daha iyi belirlemek için daha fazla araştırmaya ihtiyaç vardır. Bununla birlikte, çocuklarda yaşamı tehdit eden kanama ile ilgili kaliteli ve klinik olarak anlamlı çalışmaların geliştirilmesi, hastaların azlığı ve pediatrik popülasyonda yenidoğan döneminden ergenliğe kadar daha önce bahsedilen heterojenlik nedeniyle zordur.

Hemorajik şokun klinik önemi, pediatrik hastalar üzerinde klinik çalışmaların yapılmasındaki zorluklara ek olarak, çocuklarda hemorajik şoku takiben patofizyolojiyi incelemek ve farklı tedavileri karşılaştırmak için hayvan modelleri üzerinde klinik öncesi değerlendirmelere duyulan ihtiyacı vurgulamaktadır. Hemorajik şoku incelemek için araştırmalarda çeşitli hayvan modelleri yaygın olarak kullanılmaktadır 6,7,8,9. İnsanlarla anatomik ve fizyolojik benzerlikleri nedeniyle, domuzlar biyomedikal araştırmalarda oldukça değerlidir. Belirli bebek modellerini kullanmanın avantajları ile ilgili olarak, kanıtlar olgunlaşmamış domuz hemodinamiğinin yanı sıra solunum, hematolojik ve metabolik sistemlerin genç insanlardakilerle oldukça karşılaştırılabilir olduğunu göstermektedir9. Bu, çocuklarda hemorajik şokun klinik senaryosunu simüle etmek için eşsiz bir fırsat sunar.

Bu modelde, önceden hesaplanmış bir kan hacminin geri çekilmesiyle kanama indüklenir. Daha sonra domuz izlenir ve farklı resüsitasyon sıvıları uygulanır.

Burada, olgunlaşmamış domuzlarda kesin ve yüksek oranda tekrarlanabilir bir hemorajik şok modelini açıklıyoruz. Model, şiddetli kanamaya yanıt olarak aktive olan telafi edici mekanizmaları karakterize eden hemodinamik veriler verir.

Protocol

Bu protokoldeki deneyler, İspanya’nın Madrid kentindeki Gregorio Marañón Üniversite Hastanesi Hayvan Araştırmaları Kurumsal Etik Komitesi ve Madrid Özerk Hükümeti Tarım ve Çevre Konseyi tarafından onaylanmıştır (izin numarası: 12/0013). Çalışma boyunca etik bakım ve deney hayvanlarının kullanımı için Avrupa ve İspanyol kılavuzları uygulandı. Deneyler, İspanya’nın Madrid kentindeki Gregorio Marañón Üniversite Hastanesi Deneysel Tıp ve Cerrahi Bölümü’nde gerçekleştirildi. NOT: Seçilen hayvan modeli sağlıklı 2-3 aylık (8-12 kg) minipiglerden (Sus scrofa domestica) oluşmaktadır. Minipigler, onları biyomedikal araştırmalar için uygun kılan üç farklı cinsin çaprazlanmasının sonucudur. Hayvanlar neredeyse aynı hatlardır ve Madrid’de (IMIDRA) özel olarak yetkilendirilmiş bir üreme tesisi tarafından sağlanır ve bu da üç homozigot genetik hattın korunmasını saflıkta tutar. Erkek ve dişi hayvanlar birbirinin yerine kullanılmıştır. Hayvanlar standart bir domuz diyetiyle beslendi ve sağlıklı olmaları için en az 2 gün boyunca gözlemlendi. Aspirasyon riskini azaltmak için işlemlerden önceki gece yiyecekler geri çekildi, ancak su değil. Tipik bir deneyin tamamlanması için yaklaşık 6 saat gerekir, anestezi indüksiyonu ve cerrahi hazırlık için 30 dakika, enstrümantasyon için 60 dakika, iyileşme için 30 dakika, kanama indüksiyonu ve posterior stabilizasyon için 60 dakika, resüsitasyon için 30 dakika ve takip için 120 dakika. 1. Anestezi, entübasyon ve mekanik ventilasyon Domuzu boynun lateral bölgesinde, kulağın arkasında veya posterior femoral bölgede intramüsküler ketamin (10 mg / kg) ve atropin (0.02 mg / kg) enjeksiyonu ile premedikasyon yapın.NOT: Atropin gibi antikolinerjik ilaçlar, domuzların anestezi altında aşırı tükürük salgılayabileceğinden faydalıdır10. Deneyimlerimize göre, bu ketamin dozu stresi azaltmak için yeterlidir ve yan etkiler olmaksızın domuzlarda yeterli sedasyon ve analjeziye neden olur. Bununla birlikte, hayvan uygun şekilde yatıştırılmamışsa veya barınaktan ameliyathaneye olan mesafe uzunsa, başka bir ketamin dozu (10 mg / kg) güvenli bir şekilde uygulanabilir.DİKKAT: Hayvanlarla uğraşırken eldiven gereklidir. Sakinleştirilen hayvanı ameliyathaneye taşıyın ve ısıtma battaniyesi ile sağlanan bir ameliyat masasına yerleştirin. Domuzun kulağına takılan bir sensörle periferik oksijen satürasyonunu (Sp02) ölçün ve sürekli üç uçlu elektrokardiyografik (EKG) izlemeyi başlatın. Cildi en az 3 alternatif povidon-iyot veya klorheksidin ovma ve alkol ile dezenfekte edin. Kulak damarına periferik ven kateteri (22-24 G) yerleştirin. Cildi önceden antiseptik bir solüsyonla dezenfekte edin. İntravenöz fentanil (5 μg/kg), propofol (4 mg/kg) ve atrakuryum (0.5 mg/kg) enjeksiyonu ile anesteziyi indükleyin. Spontan solunum kaybolduğunda ve reflekslerin olmadığı onaylandığında, hayvanı sırt yaslanma pozisyonuna getirin ve solunan oksijen oranı (Fi02) 0’e ayarlanmış bir köpek maskesi ile hemen el çantası maskesi havalandırmasını başlatın.NOT: Nöromüsküler blokerlerin kullanımına bağlı kazara farkındalık riskini azaltmak için, yeterli düzeyde anestezi sağlamak için domuzlarda etkinliği bilinen ve daha yüksek sınırda dozları olan anestezik ajanlar kullanılmalıdır. Ek olarak, kalp atış hızı, kan basıncı ve vücut ısısı gibi kardiyovasküler belirtileri sürekli olarak izleyin ve nöromüsküler blokerleri yalnızca yoksunluk refleksleri olmadığında (pedal çekme, palpebral refleksler ve çene tonusu) ve kas tonusu gevşediğinde uygulayın. Endotrakeal entübasyon yapın. Bu prosedür için en az iki operatör gereklidir.Endotrakeal entübasyon için gerekli temel ekipman ve cerrahi aletlerin hazır olduğundan emin olun: ağzı açmak ve tüpü sabitlemek için gazlı bez bağlayın, 17 ila 25 cm uzunluğunda düz bıçaklı veteriner laringoskopu, ortak bir endotrakeal tüp (ID 4-5), stile, havalı şırınga ve yapışkan bant. Dili hafifçe dışarı çekin ve üst ve alt köpek dişlerinin arkasına yerleştirilmiş kravat gazlı bez kullanarak çeneyi açık tutun. Bir laringoskopi yapın ve epiglot göründüğünde, epiglotu dilin tabanına doğru yukarı doğru bastırmak için laringoskopun ucunu kullanın.NOT: Epiglottis yumuşak damağa yapışırsa tüpün ucu ile dorsal olarak yer değiştirebilir. Operatör 1 adım 1.6.2’yi gerçekleştirirken operatör 2 adım 1.6.3’ü gerçekleştirir. Ses telleri görselleştirildikten sonra, tüpü hafifçe döndürerek trakeaya doğru hafifçe ilerletin.NOT: Soluk borusunun en dar noktası subglottik seviyededir. Tüp yerleştirmek zorsa, hafif döndürmeyi veya daha küçük bir tüpü deneyin. Stileyi çıkarın ve manşeti şişirmek için 5 mL’lik bir şırınga kullanın. Simetrik göğüs yükselmesini, yeterli oksijen doygunluğunu (-100) ve uygun bir dalga formu ve gelgit sonu CO2 (EtCO2) okumasını gözlemleyerek endotrakeal tüpün yerleştirilmesini sağlayın.DİKKAT: Domuzlar, laringospazm ve gırtlak mukozasının ödemine karşı çok hassastır ve gırtlak perforasyonu, birkaç entübasyon denemesinden sonra veya sedasyon yetersizse bile ortaya çıkabilir10. Entübasyonu onayladıktan sonra, dakikada 20 nefes solunum hızı, 8 mL/kg tidal hacim, FiO2 ve 4 cm H2O pozitif ekspirasyon sonu basıncı olan mekanik ventilatör kullanarak mekanik ventilasyon başlatın. Havalandırmayı 35 ila 45 mmHg arasında kısmi bir karbondioksit (PaCO2) basıncı elde edecek şekilde ayarlayın. Sürekli fentanil (10 μg/kg/saat), propofol (10 mg/kg/saat) ve atrakuryum (2 mg/kg/saat) infüzyonu ile deney boyunca derin anesteziyi koruyun. 2. Enstrümantasyon Femoral bölgeyi damar kateterizasyonu için hazırlayın. Bacakları geri çekmek için bandaj kullanın ve kasık bölgesini en az 3 alternatif povidon-iyot veya klorheksidin ovma ve alkol ile dezenfekte edin. Femoral damarları ultrasonla değerlendirin ve arter ile ven arasında ayrım yapmak için Doppler tekniğini kullanın. Damarın büyüklüğüne bağlı olarak, sürekli ultrason görüntüsü altında ve Seldinger tekniğini kullanarak femoral damarlardan birine üç portlu 5.5-7.5 Fransız (F) santral venöz kateter yerleştirin11,12. Santral venöz kateter yerleştirildikten hemen sonra, santral venöz basıncı ölçmek için bir dönüştürücü sistemi bağlayın. Kateterin tıkanmasını önlemek için merkezi hat portlarından birine glikoz infüzyonlu (20 mL/s) bir elektrolitin bağlandığından ve kalan port üzerinden bir bakım salin infüzyonunun (5 mL/s) infüze edildiğinden emin olun. Kardiyak debi monitörizasyonu için özel olarak tasarlanmış 4 F arteriyel kateter ile karşı femoral arteri kanüle etmek için aynı tekniği kullanın. Ultrason onayı mümkün değilse, kateterin doğru pozisyonunu belirlemek için bir kan gazı testi yapın.NOT: Önemli spazm veya hematom durumunda, kontralateral femoral artere geçin. Arteriyel kateter yerleştirildikten sonra, kardiyak debi monitör sisteminin arteriyel telini ve arteriyel dönüştürücüyü doğrudan monitör portuna bağlayın. Monitörün venöz ölçüm ünitesini aynı anda merkezi venöz dönüştürücüye bağlayın.NOT: Bu deneyde kullanılan kardiyak çıkış monitörü Malzeme Tablosunda belirtilmiştir. Kurulum, kalibrasyon ve ölçümler için üretici talimatlarınabakın 13. Hem venöz hem de arteriyel transdüserlerin sıfıra kalibre edildiğinden emin olun. Sol internal karotid arteri ve sol eksternal juguler veni kesi tekniği ile ortaya çıkarın.Gerekli ekipman ve cerrahi aletlerin mevcut olduğundan emin olun: neşter, künt uçlu cerrahi makas, doku forsepsi, küçük kendinden tutucu doku ekartörü, iğne tutucu, cerrahi takaslar, iğneli sütür, bir adet 18 G IV kanül, bir adet 5 F kateter kılıfı ve bir Seldinger kılavuz teli. Hayvan sırt yaslanma pozisyonundayken boyun derisini antiseptik bir solüsyonla dezenfekte edin. ~10 cm’lik bir sol paratrakeal kesi yapmak için bir neşter kullanın, manubrium ile çene açısı arasında bir çizgiyi ikiye bölün. Dış juguler veni ortaya çıkarmak için, SCM’nin lateral dokusunu inceleyin ve damarı çevreleyen fasyadan izole edin. İzole edildikten sonra, delinmeden önce damarı sabitlemek için damarın etrafına dolanmış iki emilmeyen ipek dikiş (USP-0) kullanın. Damarı bir Venflon iğnesi (18 G) ile kesin. Damarın içine girdikten sonra iğneyi geri çekin ve kılavuz teli Venflon tüpünden geçirin. Venflon borusunu çıkarın ve tanıtıcı (5 F) ile kılıfı telin üzerine yerleştirin. Taktıktan sonra hem tanıtıcıyı hem de kabloyu çıkarın. Yerleştirmeden hemen sonra, trombüs oluşumunu önlemek için kılıfları %0,9 NaCl (5 mL/h) ile durulayın. Sabitlemek için proksimal ipek sütürü kılıfın etrafına bağlayın. Bundan sonra, kılıfın sapını SCM’ye sabitleyin ve cildi zımba ile kapatın. Cerrahi hazırlığın ardından, temel izleme değerlerini ve kan örneklerini almadan önce hayvanların 30 dakika stabilize olmasına izin verin. Deney boyunca termal bir battaniye ve bir baş üstü ısıtıcı kullanarak kan sıcaklığını 37-39 °C’de tutun.NOT: Sıcaklık, termodilüsyon arteriyel kateter ucunda bulunan bir termistör ile ölçülür. 3. Hemodinamik ve perfüzyon monitörizasyonu EKG’yi, periferik oksijen satürasyonunu, solunum hacimlerini ve basınçlarını ve Fi02’yi izleyin. Kalitatif ve kantitatif EtC02’yi ölçmek için endotrakeal tüp ile çok parametreli bir monitör arasına bir spirometre bağlayın.NOT: Çok parametreli monitör hakkında daha fazla bilgi için, Malzeme Tablosu’na bakın. Beyin dokusu oksijenasyon indeksini (bTOI) ve splanknik doku oksijenasyon indeksini (aTOI) izlemek için yakın kızılötesi spektroskopisi (NIRS) kullanın. Sensörleri alnın derisine ve karın ön duvarına (subhepatik bölge) yerleştirin.NOT: Üstün sagital sinüs venöz kanı14 ile kontamine olabileceğinden beyin sensörünü orta hatta yerleştirmeyin. Karotis kan akışını (CaBF) ölçmek için internal karotis artere bağlı kan akış probunu bir akış monitörüne bağlayın. Kutanöz tissular kan akışının (CuTBF) sürekli ölçümü için karın ön duvarının derisine bir lazer Doppler sensörü yerleştirin.NOT: Karotis ve kutanöz tissular üfleme akış sensörleri hakkında daha fazla bilgi için Malzeme Tablosuna bakın. Başlangıçta ve her 30 dakikada bir aşağıdaki parametreleri kaydedin: kan sıcaklığı, inspiratuar tidal hacim, EtCO2, kalp ritmi, kalp atış hızı (HR), sistolik ve diyastolik kan basınçları, ortalama arteriyel kan basıncı (MAP), şok indeksi (HR/sistolik kan basıncı)15, merkezi venöz basınç, kardiyak indeks (CI), global son diyastolik hacim indeksi (GEDVI), inme hacmi indeksi (SVI), sol ventrikül kasılması (Dt/Dpmax), sistemik vasküler direnç indeksi (SVRI), ekstravasküler akciğer su indeksi (ELWI), basınç nabız varyasyonu (PPV), periferik hemoglobin satürasyonu, santral venöz satürasyon (ScvO2), serebral (bTOI) ve splanknik (aTOI) doku oksijenasyon indeksi NIRS, CaBF ve CuTBF. CI değerlerini elde etmek için, santral venöz kateterden 8 ° C’nin altındaki bir sıcaklıkta% 0.9 normal salinin 5 mL bolusunu infüze edin. Ardışık iki hesaplamanın ortalamasını kaydedin. Femoral damarlardan 0.3 mL kan çekerek her 30 dakikada bir arteriyel ve venöz kan gazı profillerini ve laktat konsantrasyonunu belirleyin. Başlangıçta standart tam kan sayımı, pıhtılaşma çalışmaları ve biyokimya yapın, kanama indüksiyonundan sonra ve deneyin sonunda. Her kan alımından sonra, çizgileri 0.5 mL 100 IU / mL heparin ile yıkayın. 4. Hemorajik şok indüksiyonu Enstrümantasyon ve temel veriler toplandıktan sonra kararlı bir duruma ulaşıldığında, 30 dakika boyunca juguler damardan 30 mL / kg kan çekerek hipovolemik şok indükleyin. Stabilizasyon için 30 dakikalık bir süre tanıyın. Acil sağlık ekiplerinin gelmesindeki gecikmeyi taklit etmek için bu süre zarfında resüsitasyon çabası göstermeyin. 5. İnfüzyon ve takip Stabilizasyon periyodundan sonra, 30 dakikalık bir süre boyunca bir hacim genişletici veya vazoaktif ajanın bolusunu infüze edin.NOT: Test edilen hacim genişleticilerin ve vazoaktif ajanların örnekleri normal salin, hipertonik albümin, anjiyotensin ve terlipressindir. Bu çalışmada 30 mL/kg normal salin (NS) (n=13), 15 mL/kg %5 albümin artı %3 hipertonik salin (AHS) (n=13) veya tek intravenöz bolus 15 μg/kg terlipressin artı 15 mL/kg %5 albümin artı %3 hipertonik salin (TAHS) (n=13) kullanıldı. İnfüzyondan sonra hayvanı 120 dakika takip edin. Hemodinamik parametreleri kaydedin ve arteriyel ve venöz kan gazı profilleri ve laktat konsantrasyonu tayini için her 30 dakikada bir kan örnekleri alın. Bu süre zarfında resüsitasyon çabası yapmayın. 6. Deneyin sonu ve ötenazi Deney tamamlandıktan sonra, başarılı bir şekilde resüsitasyona tabi tutulan tüm hayvanları feda etmek için yatıştırıcı doz aşımı (5 μg/kg fentanil ve 10 mg/kg propofol) ve intravenöz potasyum klorür enjeksiyonu (2 mEq/kg) kullanın. Sürekli bir EKG ekranında asistol veya nabızsız elektriksel aktivite ile dolaşımın olmadığını, invaziv arteriyel basınç izleme sırasında pulsatil akışın olmadığını ve diğer hayati belirtilerin olmadığını doğrulayın. Takip süresi boyunca arteriyel kan basıncı 25 mmHg’nin altına düşerse, daha fazla acı çekmemek için hayvanı kurban edin.

Representative Results

Sunulan model, farklı sıvıları ve vazoaktif ilaçları karşılaştırarak, hemorajik şok ve müteakip resüsitasyonu takiben makro dolaşım ve mikro dolaşım değişikliklerini incelemek için çeşitli deneylerde başarıyla kullanılmıştır16,17,18,19. Şoka verilen yanıt göz önüne alındığında, bu model tutarlı bir şekilde kontrollü bir kanamanın hemodinamik parametrelerde ve ayrıca serebral ve doku perfüzyonunda belirgin değişiklikler ürettiğini göstermiştir. Hacim çekilmesini takiben belirgin taşikardi ve MAP, CI, SVI, kan hacmi parametrelerinde (GEDVI ve ITBI) azalma ve karotis arteriyel kan akımında azalma ve sistemik vasküler direnç indeksinde artış tespit edilir (Şekil 1 ve Şekil 2). Sistemik perfüzyon parametreleri ile ilgili olarak, laktat önemli ölçüde artarken, ScvO2, CuTBF ve bTO azalır (Şekil 3). Santral venöz basınç, Dt/Dpmax ve ELW’deki değişiklikler genellikle kaydedilmez. Laboratuvar parametrelerine gelince, hemoglobin içeriği ve hematokrit, sıvılar uygulanana kadar azalmaz. Kontrollü kanama sonrası albümin konsantrasyonu azalır ve troponin seviyeleri önemli ölçüde artar. Çekirdek sıcaklığı, PaO2, PaCO2, arteriyel oksijen satürasyonu, EtCO2, elektrolitler ve böbrek ve karaciğer fonksiyon parametreleri gibi diğer parametreler genellikle sabit kalır. Şoka karşı kardiyovasküler ve biyokimyasal tepkileri analiz etmedeki faydasının yanı sıra, bu modelin farklı resüsitasyon sıvıları arasında başarılı bir şekilde ayrım yaptığı gösterilmiştir. Önceki çalışmalarda, hemorajik şokun bir bebek hayvan modelinde, tek başına veya farklı vazopresörlerle birlikte daha düşük hacimli hipertonik sıvı infüzyonunun kullanılmasının, normal salinle karşılaştırıldığında küresel hemodinamik ve perfüzyon parametrelerini iyileştirip iyileştirmeyeceğini belirlemeyi amaçladık. Daha önce bildirildiği gibi, hipertonik sıvıların infüzyonunun, izotonik sıvınınhacminin iki katı 16,17,18 infüzyonuna benzer bir yanıt ürettiğini sürekli olarak gözlemledik. Daha spesifik olarak, albümin artı hipertonik salin kullanımı, HR, SVI ve PPV’de önemli farklılıklar ve kan basıncında hacim genişlemesinden sonra ilerleyici bir düşüşün olmaması ile tek başına normal salin veya hipertonik salinden daha büyük ve daha uzun bir hacim genişlemesi üretti ve GEDVI, diğer gruplarda gözlendiği gibi (Şekil 1 ve Şekil 2). Ayrıca, sıvı genişlemesinin başlangıcına kıyasla diğer gruplara göre bTOI ve CaBF’de daha fazla artış ve laktat seviyelerinde daha büyük bir azalma olarak temsil edilen hipertonik albümin ile perfüzyon parametrelerinde daha büyük bir iyileşme gözlemledik (Şekil 3). Bu farkın, albüminin kan hacmini artırma ve intravasküler kompartman içinde normal salinden daha uzun süre kalma kapasitesine ikincil olabileceğine inanıyoruz. İlginç bir şekilde, sıvı resüsitasyonunun başlangıcında tek bir terlipressin bolusunun eklenmesinin, hemodinamik veya perfüzyon parametreleri açısından herhangi bir ekstra fayda sağlamadan, hipertonik albümin grubunda gözlemlenenlere benzer sonuçlar verdiğini gördük17,18. Şekil 1: Hemodinamik parametreler. (A) Kalp atım hızının gelişimi, (B) ortalama arter basıncı, (C) başlangıçta kardiyak indeks (t0′) ve (D) başlangıçta sistemik vasküler direnç indeksi (t0′). Deney boyunca: kontrollü kanamanın sonu (Shock30′); infüzyonun başlangıcı, kontrollü kanamanın bitiminden 30 dakika sonra (Res0′); infüzyon sonu (Res30′); infüzyonun bitiminden 30 dakika sonra takip (Obs30 ‘); infüzyonun bitiminden 60 dakika sonra takip (Obs60 ‘); infüzyonun bitiminden 90 dakika sonra takip (Obs90′). (*) Başlangıçtan anlamlı fark (p < 0.05), aynı grup. (‡) p < kanamadan 0.05, aynı grup. (#) NS grubundan p < 0.05. Kısaltmalar: NS = normal salin; AHS = hipertonik salin albümin; TAHS = terlipressin artı hipertonik salin albümini. Veriler ortalama ve standart sapma olarak sunulmuştur. Bu rakam Urbano ve ark.17’nin izniyle uyarlanmıştır. Bu rakamın daha büyük bir sürümünü görüntülemek için lütfen buraya tıklayın. Şekil 2: Kan hacmi parametreleri. (A) İnme hacim indeksinin gelişimi, (B) nabız basıncı değişimi ve (C) başlangıçta (t0′) global son diyastolik hacim indeksi. Deney boyunca: kontrollü kanamanın sonu (Shock30′); infüzyonun başlangıcı, kontrollü kanamanın bitiminden 30 dakika sonra (Res0′); infüzyon sonu (Res30’); infüzyonun bitiminden 30 dakika sonra takip (Obs30 ‘); infüzyonun bitiminden 60 dakika sonra takip (Obs60 ‘); infüzyonun bitiminden 90 dakika sonra takip (Obs90′). (*) Başlangıçtan anlamlı fark (p < 0.05), aynı grup. (‡) p < kanamadan 0.05, aynı grup. (#) NS grubundan p < 0.05. Kısaltmalar: NS = normal salin; AHS = hipertonik salin albümin; TAHS = terlipressin artı hipertonik salin albümini. Veriler ortalama ve standart sapma olarak sunulmuştur. Bu rakam Urbano ve ark.17’nin izniyle uyarlanmıştır. Bu rakamın daha büyük bir sürümünü görüntülemek için lütfen buraya tıklayın. Şekil 3: Sistemik perfüzyon parametreleri. (A) Arteriyel kan laktatının evrimi, (B) merkezi venöz kan oksijen doygunluğu ve (C) başlangıçta beyin dokusu oksijenasyon indeksi (t0′). Deney boyunca: kontrollü kanamanın sonu (Shock30′); infüzyonun başlangıcı, kontrollü kanamanın bitiminden 30 dakika sonra (Res0′); infüzyon sonu (Res30’); infüzyonun bitiminden 30 dakika sonra takip (Obs30 ‘); infüzyonun bitiminden 60 dakika sonra takip (Obs60 ‘); infüzyonun bitiminden 90 dakika sonra takip (Obs90’). (*) Başlangıçtan anlamlı fark (p < 0.05), aynı grup. (‡) p < kanamadan 0.05, aynı grup. (#) NS grubundan p < 0.05. Veriler ortalama ve standart sapma olarak sunulmuştur. Bu rakam Urbano ve ark.17’nin izniyle uyarlanmıştır. Bu rakamın daha büyük bir sürümünü görüntülemek için lütfen buraya tıklayın.

Discussion

Genç domuzlar üzerinde prosedürlerin uygulanması, bu hayvanların belirli anatomik ve fizyolojik özellikleri nedeniyle karmaşık ve potansiyel olarak yaşamı tehdit edici olabilir. Tutarlı sonuçlar elde etmek ve hayvan kaybını azaltmak için dikkatle düşünülmesi gereken bazı kritik adımlar vardır. İlk olarak, aşırı olması durumunda endojenik katekolamin salınımına bağlı sonuçları değiştirebilecek hayvan stres tepkisini en aza indirmek için yeterli düzeyde sedasyon elde etmek esastır. Hayvanlar, deneyin sonunu hızlandırabilecek taşikardi ve geri dönüşü olmayan metabolik asidoz ile ciddi bir stres tepkisi geliştirebileceğinden, kas içi enjeksiyon ve entübasyon arasındaki gecikmelerden kaçınmak da önemlidir. Diğer gruplar iyi sonuçlarla inhale anestezikler kullansada 20,21, inhale sedatifler dolaylı kalorimetri ile solunum gazı değişiminin ölçülmesine izin vermediği için intravenöz ilaçları tercih ediyoruz. Deneyimlerimize göre, propofol ve fentanil kombinasyonu etkilidir ve çok az yan etkisi vardır. Deney boyunca dikkatli sıcaklık yönetimi, protokolün bir diğer önemli yönüdür, çünkü sıcaklıktaki hızlı değişiklikler, hayvanın şoka karşı hemodinamik tepkisini önemli ölçüde etkileyebilir, sonuçları tahrif edebilir veya nihayetinde deneyin başarısızlığına yol açabilir.

Enstrümantasyonun bir diğer önemli kısmı, domuz anatomisinin özellikleri ve laringospazma duyarlılıkları göz önüne alındığında entübasyondur. Bu nedenle, prosedür daha önce deneyime sahip en az bir operatör tarafından yapılmalıdır ve bir stile ve kas gevşetme kullanılması tavsiye edilir10,22. Damarların kateterizasyonu, hayvanların küçük boyutları nedeniyle de zor olabilir. Femoral erişim için, damarlar derinde yer aldığından, genellikle küçük çaplara sahip olduğundan ve farklı kurslar ve pozisyonlar gösterdiğinden, sonografi kılavuzluğunda bir ponksiyon tercih edilir22. Servikal erişim için, karotis akış probunun yerleştirilmesine izin vermek için cerrahi erişim kullanıyoruz, ancak ultrason tekniği de uygulanabilir23,24. Dış juguler ven kanülasyonu genellikle daha geniş çapı, yüzeysel yerleşimi ve çevre yapı sayısının daha az olması nedeniyle tercih edilir22. Tıkanmayı önlemek için kateterler yerleştirildikten hemen sonra salin solüsyonları ile yıkanmalıdır. Pıhtılaşma değişikliklerini önlemek için heparin kullanmıyoruz. Ayrıca, başlangıçta, ekstra sıvıların uygulanmasıyla hemodinamik yanıtın potansiyel bozulmasını önlemek için glikoz infüzyonlarının uygulanmasından kaçındık, ancak hayvanların şiddetli ve erken hipoglisemi geliştirdiğini bulduk. Son olarak, anestezi ve günümüzde kullanılan daha az invaziv tekniklerle bile, enstrümantasyon hayvanlarda önemli bir stres tepkisi oluşturur, bu nedenle kanın alınmasına başlamadan önce iyileşme için yeterli zaman bırakılması arzu edilir. Hemorajik şokun indüksiyonu ile ilgili olarak, mükemmel sağkalım oranları ile önemli bir patofizyolojik yanıt oluşturduğundan 30 mL / kg’ın çıkarılmasını öneriyoruz. Deneyimlerimize göre, bebek domuzlar daha fazla miktarda kan kaybına tolerans göstermez ve ölüm oranı yüksektir. Kanın kademeli olarak alınması da önemlidir, çünkü hızlı bir şekilde çıkarılması ciddi hemodinamik instabiliteye ve hayvanın erken ölümüne neden olabilir.

Araştırmacılar için çok çeşitli türler ve deneysel modeller mevcut olmasına rağmen, ideal hayvan hemorajik şok modeli – basit, kolayca tekrarlanabilir ve klinik durumun doğru bir şekilde çoğaltılması – hala bir zorluk teşkil etmektedir. Küçük hayvan modelleri – özellikle fareler ve sıçanlar – şokun patofizyolojik mekanizmalarını araştırmak için kullanılır. Bununla birlikte, küçük boyutları, cerrahi ve örnekleme prosedürlerinin performansını önemli ölçüde zorlaştırmaktadır. Köpekler ve domuzlar gibi daha büyük hayvanların kullanımı daha pahalı ve karmaşıktır, ancak büyüklükleri ve insanlarla fizyolojik benzerlikleri onları tedavi stratejilerinin klinik öncesi değerlendirmesi için daha uygun hale getirir. Bununla birlikte, geçmişte ve günümüzde hala köpeklerin kullanımı etik olarak sorgulanabilir. Deneysel hayvan modelleri olarak domuzlara göre herhangi bir avantaj sağlamazlar ve zekaları ve insanlar ile köpekler arasındaki özel ikili ilişkiler onları filogenetik ölçektedaha yüksek bir konuma yerleştirir 6,7,8.

Tüm bunlar göz önüne alındığında, yetişkin domuzlar, çoğu türden daha iyi olan yetişkin insan fizyolojisi, büyüklüğü ve anatomisi ile benzerlikleri nedeniyle kardiyovasküler araştırmalar için yaygın olarak kullanılmaktadır. Bununla birlikte, literatürde iyi bir şekilde tespit edildiği gibi, insan yetişkin ve pediatrik hastalar arasında kardiyovasküler sistem, kan hacmi, sıcaklık regülasyonu ve şoka yanıt açısından önemli farklılıklar vardır 2,3,4. Aynı zamanda, kanıtlar bu farklılıkların domuzlar için de geçerli olduğunu göstermektedir ve domuz yavrularının pediatrik insan hastalardakilere çok benzer kardiyovasküler, serebrovasküler ve elektrolit profillerine sahip olduğu bulunmuştur 9,25. Son olarak, her iki türde de yetişkinler ve bebekler arasındaki bu anatomik ve fizyolojik farklılıkların ötesinde, bebek hayvan modellerinin, özellikle minipiglerin kullanılması, izleme için gerçek klinik ortamda kullanılan cihazların aynısını test etme fırsatı sağlar. Çoğu durumda, yetişkin algoritmalarının, sensörlerin veya ölçeklerin basit bir şekilde uyarlanması nedeniyle bu cihazların güvenilirliğinin düşük olduğu kanıtlanmıştır. Tüm bu yönler, spesifik pediatrik hayvan modellerinin geliştirilmesinin önemini ve bunların pediatrik klinik ortama translasyonel fayda açısından uygunluğunu desteklemektedir.

Hayvan tipinin yanı sıra, hemorajik şok çalışmasında genel olarak kullanılan üç temel model vardır: kontrollü kanama – hacim veya basınçla – ve kontrolsüz kanama. Bu makalede sunulan protokol, genellikle vücut ağırlığının yüzdesi ile hesaplanan sabit bir kan hacminin, gözlemci tarafından belirlenen bir süre boyunca çıkarıldığı sabit hacimli bir kanama modelini açıklar. Aksine, sabit basınçlı kanama modellerinde, hayvanlar önceden belirlenmiş bir MAP’a kandırılır ve daha sonra hayvan türüne ve şokun derecesine veya sonucuna bağlı olarak belirli bir süre boyunca periyodik kanama veya sıvı infüzyonları ile korunur. Hem sabit hacimli hem de sabit basınçlı hemorajik şok modelleri, kontrollü koşullar altında şoka bağlı patofizyolojik değişikliklerin incelenmesine izin vererek, tekrarlanabilirlik ve standardizasyon açısından açık bir avantaj sunar. Bununla birlikte, ana sınırlamaları, farklı resüsitasyon stratejilerinin aktif kanama üzerindeki etkilerinin araştırılmasına izin vermemeleridir, kanamanın cerrahi kontrolünden önce agresif sıvı resüsitasyonunun kanamayı arttırdığı ve sağkalımı azalttığı bilinmektedir, trombüs oluşumunun inhibisyonu ve ortalama kan basıncındaki artış nedeniyle. Karaciğer ve dalağın ezilmesi/yırtılması, arter yaralanması veya bir uzantının amputasyonu gibi standart bir vasküler travmanın neden olduğu kontrolsüz kanama modellerinin klinik durumu daha iyi yansıttığı ve böylece farklı sıvı resüsitasyon stratejilerinin ve hipotermi ve hemostatik ürünler gibi diğer müdahalelerin etkilerinin daha iyi anlaşılmasına olanak sağladığı öne sürülmüştür. Bununla birlikte, klinik olarak en alakalı olmasına rağmen, bu kontrolsüz kanama modelleri standardizasyon ve tekrarlanabilirlik açısından bazı açık dezavantajlar ortaya koymaktadır. Tüm bunlar göz önüne alındığında, ideal modelin mevcut olmadığı ve bu nedenle bu alandaki araştırmaların klinik alaka düzeyini deneysel standardizasyon ve güvenilirlik ile dengelemesi gerektiği görülmektedir6,7,8,9,26.

Bu çalışmada açıklanan model, şok sırasında endotel disfonksiyonu ve mikrosirkülasyon değişikliklerinin18 araştırılması ve farklı hemodinamik izleme sistemlerinin doğrulanması gibi kardiyovasküler araştırmalarda geniş potansiyel uygulamalar sunabilir. Ayrıca, şiddetli kanama sonrası endokrin veya immün yanıtların incelenmesinin yanı sıra farklı sıvıların ve vazopresörlerin yan etkilerinin belirlenmesine izin veren diğer araştırma alanlarında da kullanılabilir. Bununla birlikte, farklı resüsitasyon stratejileri üzerine yapılan araştırmalarla ilgili olarak, klinik ortamda değişiklikler uygulamadan önce kontrolsüz kanama modellerinde etkilerinin incelenmesi tavsiye edilir 7,26.

Sonuçları gerçek hayata yansıtmanın zorluğunun yanı sıra, bu modelin başka sınırlamaları da vardır. Başlangıç olarak, anestezik ajanların kullanımı veya mekanik ventilasyon gibi deney düzeneğiyle ilgili, şok sırasında fizyolojik tepkileri azaltabilecek ve sonuçların yorumlanmasını zorlaştırabilecek bazı kafa karıştırıcı değişkenler vardır. Ayrıca, hayvanlar üzerindeki enstrümantasyon stres tepkisi ve sıcaklık kontrolü, farklı mekanizmalar yoluyla makro ve mikro sirkülasyonu etkileyebilir. Bu modelin deneysel gereklilikler ve kaynakların mevcudiyeti ile ilgili bir diğer önemli sınırlaması, hemorajik şokun uzun vadeli sonuçlarının incelenmesini daha da sınırlayan sınırlı travma sonrası gözlem süresidir. Ek olarak, insanlar ve domuzlar arasındaki fizyolojik benzerliklere rağmen, türler arasında dikkate alınması gereken bazı farklılıklar vardır. Örneğin pıhtılaşma sistemi domuzlarda daha etkili görünmektedir27,28. Ayrıca, laktat ve süksinat plazma seviyeleri türler arasında farklılık gösterir ve domuzlarda bazal alkaloz vardır, bu da kanamanın asit-baz dengesi üzerindeki etkilerinin hafife alınmasına yol açabilir29. Son olarak, enflamatuar ve immün yanıtların yanı sıra bazı vazopresör reseptörlerinin domuzlarda farklı olduğu da iyi bilinmektedir9. Spesifik hayvan farklılıklarının da etkileyen faktörler olarak dikkate alınması gerekir. Birkaç çalışma, şoka duyarlılık açısından cinsiyet farklılıklarını göstermiştir ve dişiler erkeklere göre önemli bir sağkalım avantajına sahiptir 6,9. Bununla birlikte, bu çalışmada yapılan deneylerde, türlerin doğasında bulunan potansiyel değişkenliği en aza indirmek için aynı yaş grubundan ve benzer genetik geçmişe sahip hayvanları kullanıyoruz.

Sonuç olarak, bu makale pediatrik hemorajik şokun domuz modelini oluşturmak için pratik ve adım adım bir kılavuz sunmaktadır. Mevcut diğer modellerle karşılaştırıldığında, bu, şiddetli kanama sonrası patofizyolojik yanıtların araştırılması veya farklı resüsitasyon stratejilerinin değerlendirilmesi için biyomedikal araştırmalarda geniş uygulanabilirliğe sahip güvenilir ve takip etmesi kolay bir protokoldür.

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Bu çalışma, Instituto de Salud Carlos III (ISCIII) tarafından “PI20/01706” projesi aracılığıyla finanse edilmiş ve Avrupa Birliği tarafından ortaklaşa kurulmuştur. Fon sağlayıcıların çalışma tasarımı, veri toplama ve analizi, yayınlama kararı veya makalenin hazırlanmasında hiçbir rolü yoktu. Gregorio Marañón Pediatrik Yoğun Bakım Ünitesi’nden ve Gregorio Marañón Deney Enstitüsü’nden tüm meslektaşlarımıza şükranlarımızı sunmak istiyoruz, çünkü onların çalışmaları olmadan bu proje mümkün olmazdı.

Materials

ADA swabs Albino Dias de Andrade, S.A. 300575750400    Non-woven swabs
Alaris SE Carefusion N/A Volumetric infusion pump
Atracurium Aspen Pharma Trading Limited. Dublin, Ireland N/A Muscle relaxant
Atropine 1 mg/mL B. Braun 481377/1013
Barrier adhesive aperture drape Mölnlycke 63621
BD emerald syringe 5 mL, 10 mL, 20 mL  Becton Dickinson S.A https://www.bd.com/en-eu/offerings/capabilities/syringes-and-needles/injection-syringes/bd-emerald-3-piece-syringe various options available
BLF21A laser doppler monitor Transonic Systems Inc. BLF21A Skin blood flow monitor
 BlueSensor NF ECG electrodes Ambu  NF-50-A/12
Check-Flo performer introducer set 5Fr Cook Medical G12018 Vascular Sheath
Datex ohmeda S5 GE Healthcare Finland Oy, Helsinki, Finland M1162897 Hemodynamic monitor
Fentanyl 0.05 mg/mL Kern Pharma N/A Anesthesia
GE Vivid S5 GE Healthcare  S series Ultrasound machine
Introcan Safety 18 G, 22 G, 24 G B. Braun Introcan series Safety intravenous catheter
INVOS cerebral/somatic oximetry adult sensors Medtronic PLC, USA https://www.medtronic.com/covidien/en-us/products/cerebral-somatic-oximetry/invos-cerebral-somatic-oximetry-adult-sensors.html
INVOS OXIMETER cerebral/somatic Somanetics 08-10566 Regional oxygenation monitor
Ketamin 50 mg/mL Pfizer, S.L. 47034 Sedation
Leon plus Heinen + Löwenstein N/A Ventilator
Life scope VS Nihon Kohden N/A Bedside monitor
Miller laryngoscope blade 12″ Jorgensen Labs, USA J0449F Laryngoscope
Multi-lumen central venous catheterization set 7 French, 3 lumen, 30 cm Arrow CS-14703 Central venous catheter
Nellcor WarmTouch 5300A Covidien Thermal blancket
Nitrile gloves Medihands KS-ST RT021 Single use gloves
Pediatric SomaSensor INVOS cerebral/somatic Covidien https://www.medtronic.com/covidien/en-us/products/cerebral-somatic-oximetry.html Disposable regional oxygen saturation sensor
PICCO monitoring kit Pulsion Medical Systems PV8215
PICCO thermodilution catheter 5F/20 cm Pulsion Medical Systems N/A
Propofol Lipoven 10 mg/mL Fresenius Kabi, Spain N/A Anesthesia
Pulse contour cardiac output (PiCCO2) Pulsion Medical Systems N/A Hemodynamic monitor
Rüsch flexislip Teleflex Medical 503700 Endotracheal tube stylet
Softa swabs B. Braun 19579 Alcohol pads
Surgical silk sutures USP 0 Aragó, Barcelona, Spain.  6245
TruWave pressure monitoring set Edwards T001767A Pressure monitoring set
Ultrasound transmission gel Ultragel Hungary 2000 Kft.  UC260
DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Disease Control and Prevention (CDC). Vital signs: Unintentional injury deaths among persons aged 0-19 years-United States, 2000-2009. MMWR. Morbidity and Mortality Weekly Report. 61, 270-276 (2012).
  2. Russell, R. T., et al. Pediatric traumatic hemorrhagic shock consensus conference recommendations. The Journal of Trauma and Acute Care Surgery. 94, S2-S10 (2023).
  3. Leonard, J. C., et al. Life-threatening bleeding in children: A prospective observational study. Critical Care Medicine. 49 (11), 1943-1954 (2021).
  4. Cannon, J. W. Hemorrhagic shock. The New England Journal of Medicine. 378 (4), 370-379 (2018).
  5. Dehmer, J. J., Adamson, W. T. Massive transfusion and blood product use in the pediatric trauma patient. Seminars in Pediatric Surgery. 19 (4), 286-291 (2010).
  6. Fülöp, A., Turóczi, Z., Garbaisz, D., Harsányi, L., Szijártó, A. Experimental models of hemorrhagic shock: a review. European Surgical Research. 50 (2), 57-70 (2013).
  7. Moochhala, S., Wu, J., Lu, J. Hemorrhagic shock: an overview of animal models. Frontiers in Bioscience. 14 (12), 4631-4639 (2009).
  8. Lomas-Niera, J. L., Perl, M., Chung, C. S., Ayala, A. Shock and hemorrhage: an overview of animal models. Shock. 24, 33-39 (2005).
  9. Hildebrand, F., Andruszkow, H., Huber-Lang, M., Pape, H. C., van Griensven, M. Combined hemorrhage/trauma models in pigs-current state and future perspectives. Shock. 40 (4), 247-273 (2013).
  10. Chum, H., Pacharinsak, C. Endotracheal intubation in swine. Lab Animal. 41 (11), 309-311 (2012).
  11. Leibowitz, A., Oren-Grinberg, A., Matyal, R. Ultrasound guidance for central venous access: Current evidence and clinical recommendations. Journal of Intensive Care Medicine. 35 (3), 303-321 (2020).
  12. Lockwood, J., Desai, N. Central venous access. British Journal of Hospital Medicine. 80 (8), C114-C119 (2019).
  13. Operator’s Manual PiCCO2. Version 3.1. Pulsion Medical Systems Available from: https://www.manualslib.com/manual/2821743/Pulsion-Picco2.html#manual (2013)
  14. Acker, S. N., Ross, J. T., Partrick, D. A., Tong, S., Bensard, D. D. Pediatric specific shock index accurately identifies severely injured children. Journal of Pediatric Surgery. 50 (2), 331-334 (2015).
  15. Urbano, J., et al. Comparison of normal saline, hypertonic saline and hypertonic saline colloid resuscitation fluids in an infant animal model of hypovolemic shock. Resuscitation. 83 (9), 1159-1165 (2012).
  16. Urbano, J., et al. Comparison of normal saline, hypertonic saline albumin and terlipressin plus hypertonic saline albumin in an infant animal model of hypovolemic shock. PLoS One. 10 (3), e0121678 (2015).
  17. González, R., et al. Microcirculatory alterations during haemorrhagic shock and after resuscitation in a paediatric animal model. Injury. 47 (2), 335-341 (2016).
  18. López-Herce, J., Rupérez, M., Sánchez, C., García, C., García, E. Haemodynamic response to acute hypovolaemia, rapid blood volume expansion and adrenaline administration in an infant animal model. Resuscitation. 68 (2), 259-265 (2006).
  19. Gil-Anton, J., et al. Addition of terlipressin to initial volume resuscitation in a pediatric model of hemorrhagic shock improves hemodynamics and cerebral perfusion. PLoS One. 15 (7), e0235084 (2020).
  20. Williams, A. M., et al. Complete and partial aortic occlusion for the treatment of hemorrhagic shock in swine. Journal of Visualized Experiments. (138), e58284 (2018).
  21. Schüttler, D., et al. A practical guide to setting up pig models for cardiovascular catheterization, electrophysiological assessment, and heart disease research. Lab Animal. 51 (2), 46-67 (2022).
  22. Chiesa, O. A., et al. Minimally invasive ultrasound-guided technique for central venous catheterization via the external jugular vein in pigs. American Journal of Veterinary Research. 82 (9), 760-769 (2021).
  23. Anderson, J. H., et al. Ultrasound guided percutaneous common carotid artery access in piglets for intracoronary stem cell infusion. Laboratory Animals. 52 (1), 88-92 (2018).
  24. Hughes, H. C. Swine in cardiovascular research. Laboratory Animal Science. 36 (4), 348-350 (1986).
  25. Mayer, A. R., et al. A systematic review of large animal models of combined traumatic brain injury and hemorrhagic shock. Neuroscience and Biobehavioral Reviews. 104, 160-177 (2019).
  26. Velik-Salchner, C., et al. Normal values for thrombelastography (ROTEM) and selected coagulation parameters in porcine blood. Thrombosis Research. 117 (5), 597-602 (2006).
  27. Siller-Matula, J. M., Plasenzotti, R., Spiel, A., Quehenberger, P., Jilma, B. Interspecies differences in coagulation profile. Thrombosis and Haemostasis. 100 (3), 397-404 (2008).
  28. Reisz, J. A., et al. All animals are equal but some animals are more equal than others: Plasma lactate and succinate in hemorrhagic shock-A comparison in rodents, swine, nonhuman primates, and injured patients. The Journal of Trauma and Acute Care Surgery. 84 (3), 537-541 (2018).

Tags

Hemorrhagic ShockSwine Infant ModelVolume-controlledResuscitationMicrocirculationCoagulationEndothelialGlycocalyxAnesthesiaMechanical VentilationPeripheral Oxygen SaturationElectrocardiographic MonitoringIntubationFluid Therapy

Play Video
PDF
DOI
DOWNLOAD MATERIALS LIST
Cite This Article
Rodríguez Martínez, A., Navazo, S. d. l. M., Manrique Martín, G., Nicole Fernández Lafever, S., Butragueño-Laiseca, L., Slöcker Barrio, M., González Cortés, R., Herrera Castillo, L., Mencía Bartolomé, S., del Castillo Peral, J., José Solana García, M., Sanz Álvarez, D., Cieza Asenjo, R., López-González, J., José Santiago Lozano, M., Moreno Leira, D., López-Herce Cid, J., Urbano Villaescusa, J. Description of a Swine Infant Model of Volume-Controlled Hemorrhagic Shock. J. Vis. Exp. (201), e64815, doi:10.3791/64815 (2023).
Download Citation
Reprints and Permissions

View Video

✖

To prove you're not a robot, please enter the text in the image below

CAPTCHA Image
Play CAPTCHA Audio
Refresh Image