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Medicine

Descripción de un modelo de lactante porcino de shock hemorrágico controlado por volumen

Published: November 03, 2023
doi:
10.3791/64815
, , , , , , , , , , , , , , , , ,
1Pediatric Intensive Care Department,Gregorio Marañón University General Hospital, 2Gregorio Marañón Health Research Institute, 3Primary Care Interventions to Prevent Maternal and Child Chronic Diseases of Perinatal and Development Origin Network (RICORS),Carlos III Health Institute

Summary

Este artículo tiene como objetivo proporcionar a los investigadores una guía detallada y accesible para establecer un modelo porcino infantil de shock hemorrágico.

Abstract

El shock hemorrágico es una de las principales causas de morbilidad y mortalidad en pacientes pediátricos. La interpretación de los indicadores clínicos validados en adultos para guiar la reanimación y la comparación entre diferentes terapias es difícil en niños debido a la heterogeneidad inherente a esta población. Como resultado, en comparación con los adultos, el manejo adecuado del shock hemorrágico pediátrico aún no está bien establecido. Además, la escasez de pacientes pediátricos con shock hemorrágico impide el desarrollo de estudios clínicamente relevantes. Por esta razón, es necesario un modelo animal pediátrico experimental para estudiar los efectos de la hemorragia en niños así como su respuesta a diferentes terapias. Presentamos un modelo animal infantil de shock hemorrágico de volumen controlado en cerdos jóvenes anestesiados. La hemorragia se induce mediante la extracción de un volumen sanguíneo previamente calculado, y posteriormente se monitoriza y resucita al cerdo con diferentes terapias. Aquí, describimos un modelo preciso y altamente reproducible de shock hemorrágico en cerdos inmaduros. El modelo proporciona datos hemodinámicos que caracterizan los mecanismos compensatorios que se activan en respuesta a una hemorragia grave.

Introduction

La hemorragia potencialmente mortal por traumatismo, aunque poco frecuente, es la principal causa de muerte en pacientes pediátricos 1,2. Otras causas de shock hemorrágico son la fiebre hemorrágica, la hemorragia gastrointestinal, la cirugía hepática y la cirugía cardíaca, especialmente cuando se utiliza el bypass cardiopulmonar3.

A diferencia de la población adulta, no existen datos suficientes sobre el manejo del shock hemorrágico pediátrico, que se basa en gran medida en opiniones de expertos o se traduce directamente de la práctica adulta 2,4. Sin embargo, la traducción de las estrategias de manejo de los adultos puede no ser apropiada. Por ejemplo, los indicadores clínicos validados en adultos son difíciles de extrapolar a los pacientes pediátricos debido a la heterogeneidad fisiológica presente en grupos de diferentes edades y a los diferentes patrones de lesión predominantes en la población pediátrica. En consecuencia, los criterios de valoración específicos que desencadenarían la intervención en el paciente pediátrico no están bien definidos. Además, no hay suficiente evidencia sobre los efectos deletéreos que las terapias actualmente implementadas en adultos pueden tener en los niños 2,4,5.

En vista de todo esto, es necesario seguir investigando para establecer umbrales de reanimación específicos para una intervención rápida, así como para determinar mejor cuáles son las terapias más adecuadas para el shock hemorrágico pediátrico. Sin embargo, el desarrollo de estudios de calidad y clínicamente relevantes sobre hemorragias potencialmente mortales en niños es difícil, debido a la escasez de pacientes y a la heterogeneidad ya mencionada en la población pediátrica desde el período neonatal hasta la adolescencia.

La relevancia clínica del shock hemorrágico, además de las dificultades para realizar estudios clínicos en pacientes pediátricos, enfatizan la necesidad de realizar evaluaciones preclínicas en modelos animales para estudiar la fisiopatología tras el shock hemorrágico en niños, así como para comparar diferentes terapias. Varios modelos animales han sido ampliamente utilizados en la investigación para estudiar el shock hemorrágico 6,7,8,9. Debido a sus similitudes anatómicas y fisiológicas con los humanos, los cerdos son muy valorados en la investigación biomédica. En cuanto a las ventajas del uso de modelos infantiles específicos, la evidencia muestra que la hemodinámica porcina inmadura, así como los sistemas respiratorio, hematológico y metabólico, son altamente comparables a los de humanos jóvenes9. Esto confiere una oportunidad única para simular un escenario clínico de shock hemorrágico en niños.

En este modelo, la hemorragia se induce mediante la extracción de un volumen sanguíneo previamente calculado. Posteriormente, se realiza un seguimiento del cerdo y se le administran diferentes líquidos de reanimación.

Aquí, describimos un modelo preciso y altamente reproducible de shock hemorrágico en cerdos inmaduros. El modelo proporciona datos hemodinámicos que caracterizan los mecanismos compensatorios activados en respuesta a una hemorragia grave.

Protocol

Los experimentos de este protocolo fueron aprobados por el Comité Institucional de Ética para la Investigación Animal del Hospital Universitario Gregorio Marañón, Madrid, España, y la Consejería de Agricultura y Medio Ambiente de la Comunidad de Madrid (número de permiso: 12/0013). A lo largo del estudio se aplicaron las directrices europeas y españolas sobre el cuidado ético y el uso de animales de experimentación. Los experimentos se realizaron en el Departamento de Medicina y Cirugía Experimental del Hospital Universitario Gregorio Marañón, Madrid, España. NOTA: El modelo animal elegido consistió en minicerdos (Sus scrofa domestica) sanos de 2-3 meses de edad (8-12 kg). Los minicerdos son el resultado de un cruce de tres razas diferentes que los hacen aptos para la investigación biomédica. Los animales son líneas casi idénticas y son proporcionados por un criadero específicamente autorizado en Madrid (IMIDRA), que mantiene en pureza el mantenimiento de tres líneas genéticas homocigóticas. Los animales machos y hembras se utilizaron indistintamente. Los animales fueron alimentados con una dieta porcina estándar y observados durante un mínimo de 2 días para garantizar una buena salud. La comida, pero no el agua, se retiró la noche anterior a los procedimientos para reducir el riesgo de aspiración. Un experimento típico requiere aproximadamente 6 horas para completarse, incluidos 30 minutos para la inducción de la anestesia y la preparación quirúrgica, 60 minutos para la instrumentación, 30 minutos para la recuperación, 60 minutos para la inducción de la hemorragia y la estabilización posterior, 30 minutos para la reanimación y 120 minutos para el seguimiento. 1. Anestesia, intubación y ventilación mecánica Premedicar al cerdo con una inyección intramuscular de ketamina (10 mg/kg) y atropina (0,02 mg/kg) en la región lateral del cuello, detrás de la oreja o en la región femoral posterior.NOTA: Los fármacos anticolinérgicos, como la atropina, son útiles ya que los cerdos pueden salivar excesivamente bajo anestesia10. En nuestra experiencia, esta dosis de ketamina es suficiente para reducir el estrés e induce una adecuada sedación y analgesia en cerdos sin efectos adversos. Sin embargo, si el animal no está debidamente sedado o si la distancia desde el alojamiento hasta el quirófano es larga, se puede administrar otra dosis de ketamina (10 mg/kg) de forma segura.PRECAUCIÓN: Los guantes son necesarios cuando se manipulan animales. Transporta al animal sedado al quirófano y colócalo en una mesa quirúrgica provista de una manta caliente. Mida la saturación periférica de oxígeno (Sp02) con un sensor enganchado a la oreja del cerdo e inicie la monitorización electrocardiográfica (ECG) continua de tres derivaciones. Desinfecte la piel con al menos 3 rondas alternas de exfoliante de povidona yodada o clorhexidina y alcohol. Inserte un catéter venoso periférico (22-24 G) en la vena del oído. Desinfectar previamente la piel con una solución antiséptica. Inducir la anestesia mediante una inyección intravenosa de fentanilo (5 μg/kg), propofol (4 mg/kg) y atracurio (0,5 mg/kg). Una vez que desaparezca la respiración espontánea y se confirme la ausencia de reflejos, coloque al animal en decúbito dorsal e inicie inmediatamente la ventilación de la máscara de mano con una máscara para perros con fracción de oxígeno inspirado (Fi02) establecida al 100%.NOTA: Con el fin de reducir el riesgo de conciencia accidental relacionado con el uso de bloqueadores neuromusculares, se deben usar agentes anestésicos con eficacia conocida en cerdos y con dosis en el límite superior para garantizar un nivel adecuado de anestesia. Además, controle continuamente los signos cardiovasculares, como la frecuencia cardíaca, la presión arterial y la temperatura corporal, y administre bloqueadores neuromusculares solo cuando los reflejos de retirada estén ausentes (retirada del pedal, reflejos palpebrales y tono de la mandíbula) y el tono muscular esté relajado. Realizar la intubación endotraqueal. Se necesitan al menos dos operadores para este procedimiento.Asegúrese de que el equipo básico y las herramientas quirúrgicas necesarias para la intubación endotraqueal estén listas: gasa de amarre para abrir la boca y asegurar el tubo, laringoscopio veterinario con una hoja recta de entre 17 y 25 cm de largo, un tubo endotraqueal común (ID 4-5), estilete, jeringa con aire y cinta adhesiva. Saque ligeramente la lengua y mantenga la mandíbula abierta con una gasa de amarre colocada detrás de los dientes caninos superiores e inferiores. Realice una laringoscopia y, una vez que la epiglotis sea visible, use la punta del laringoscopio para presionar la epiglotis hacia arriba hacia la base de la lengua.NOTA: Si la epiglotis está pegada al paladar blando, se puede desplazar dorsalmente con la punta del tubo. El operador 1 realiza el paso 1.6.2, mientras que el operador 2 realiza el paso 1.6.3. Una vez que se visualicen las cuerdas vocales, avance suavemente el tubo con una ligera rotación hacia la tráquea.NOTA: El punto más estrecho de la tráquea está en el nivel subglótico. Si la inserción del tubo es difícil, pruebe con una rotación ligera o con un tubo más pequeño. Retire el estilete y use una jeringa de 5 ml para inflar el manguito. Asegure la colocación del tubo endotraqueal observando una elevación simétrica del tórax, una saturación adecuada de oxígeno (95%-100%) y una forma de onda adecuada y una lectura de CO2 (EtCO2) al final de la espiración.PRECAUCIÓN: Los cerdos son muy susceptibles al laringoespasmo y al edema de la mucosa laríngea, pudiendo producirse perforación laríngea incluso después de varios intentos de intubación o si la sedación es inadecuada10. Después de confirmar la intubación, iniciar la ventilación mecánica con un ventilador mecánico con una frecuencia respiratoria de 20 respiraciones por minuto, un volumen corriente de 8 mL/kg, FiO2 del 40% y una presión positiva al final de la espiración de 4 cm H2O. Ajustar la ventilación para lograr una presión parcial de dióxido de carbono (PaCO2) entre 35 y 45 mmHg. Mantenga la anestesia profunda durante todo el experimento mediante una infusión continua de fentanilo (10 μg/kg/h), propofol (10 mg/kg/h) y atracurio (2 mg/kg/h). 2. Instrumentación Preparar el área femoral para el cateterismo vascular. Use vendajes para tirar de las piernas hacia atrás y desinfecte el área inguinal con al menos 3 rondas alternas de povidona yodada o clorhexidina y alcohol. Evalúe los vasos femorales con una ecografía y utilice la técnica Doppler para distinguir entre la arteria y la vena. Dependiendo del tamaño de la vena, insertar un catéter venoso central French (F) 5,5-7,5 con tres puertos en una de las venas femorales bajo ecografía continua y utilizando la técnica de Seldinger11,12. Inmediatamente después de la colocación del catéter venoso central, conecte un sistema de transductores para medir la presión venosa central. Asegúrese de que un electrolito con infusión de glucosa (20 ml/h) esté conectado a uno de los puertos de la vía central y de que se infunda una infusión de solución salina de mantenimiento (5 ml/h) a través del puerto restante para evitar la oclusión del catéter. Utilice la misma técnica para canular la arteria femoral opuesta con un catéter arterial 4 F diseñado específicamente para la monitorización del gasto cardíaco. Realice una gasometría para establecer la posición correcta del catéter si no es posible la confirmación por ultrasonido.NOTA: En caso de espasmo o hematoma importante, cruzar a la arteria femoral contralateral. Una vez insertado el catéter arterial, conecte el cable arterial del sistema de monitorización del gasto cardíaco y el transductor arterial directamente al puerto del monitor. Conecte simultáneamente la unidad de medición venosa del monitor al transductor venoso central.NOTA: El monitor de gasto cardíaco utilizado en este experimento se especifica en la Tabla de Materiales. Para la configuración, la calibración y las medidas, consulte las instrucciones del fabricante13. Asegúrese de que tanto el transductor venoso como el arterial estén calibrados a cero. Exponga la arteria carótida interna izquierda y la vena yugular externa izquierda mediante la técnica de corte.Asegúrese de que el equipo y las herramientas quirúrgicas necesarias estén disponibles: bisturí, tijeras quirúrgicas de punta roma, pinzas de tejido, pequeño retractor de tejido autorretenedor, soporte de aguja, intercambios quirúrgicos, sutura con aguja, una cánula intravenosa de 18 G, una vaina de catéter 5 F con un introductor y una guía Seldinger. Con el animal en decúbito dorsal, desinfectar la piel del cuello con una solución antiséptica. Use un bisturí para hacer una incisión paratraqueal izquierda de ~ 10 cm, dividiendo una línea entre el manubrio y el ángulo de la mandíbula. Para exponer la vena yugular externa, diseccione el tejido lateral al SCM y aísle la vena de la fascia circundante. Después de estar aislado, use dos suturas de seda no absorbibles (USP-0) enrolladas alrededor de la vena para fijar el vaso antes de la punción. Incidir la vena con una aguja Venflon (18 G). Una vez dentro de la vena, retraiga la aguja e inserte el alambre guía a través del tubo de Venflon. Retire el tubo Venflon e inserte la funda con el introductor (5 F) sobre el alambre. Después de la inserción, retire tanto el introductor como el cable. Inmediatamente después de la inserción, enjuague las vainas con NaCl al 0,9% (5 ml/h) para evitar la formación de trombos. Ata la sutura de seda proximal alrededor de la vaina para fijarla. Después de eso, asegure el mango de la funda al SCM y cierre la piel con grapas. Después de la preparación quirúrgica, deje que los animales se estabilicen durante 30 minutos antes de obtener los valores basales de monitoreo y las muestras de sangre. Mantenga la temperatura de la sangre a 37-39 °C utilizando una manta térmica y un calentador superior durante todo el experimento.NOTA: La temperatura se mide con un termistor ubicado en la punta del catéter arterial de termodilución. 3. Monitorización hemodinámica y de perfusión Monitorizar el electrocardiograma, la saturación periférica de oxígeno, los volúmenes y presiones respiratorias y el Fi02. Conecte un espirómetro entre el tubo endotraqueal y un monitor multiparamétrico para medir el EtC02 cualitativo y cuantitativo.NOTA: Para obtener más información sobre el monitor multiparamétrico, consulte la Tabla de materiales. Utilice la espectroscopia de infrarrojo cercano (NIRS) para controlar el índice de oxigenación del tejido cerebral (bTOI) y el índice de oxigenación del tejido esplácnico (aTOI). Coloque los sensores en la piel de la frente y en la pared abdominal anterior (región subhepática).NOTA: No coloque el sensor cerebral en la línea media, ya que puede estar contaminado con sangre venosa del seno sagital superior14. Conecte la sonda de flujo sanguíneo conectada a la arteria carótida interna a un monitor de flujo para medir el flujo sanguíneo carotídeo (CaBF). Colocar un sensor láser Doppler sobre la piel de la pared abdominal anterior para la medición continua del flujo sanguíneo tisular cutáneo (CuTBF).NOTA: Para obtener más información sobre los sensores de flujo de soplado carotídeo y cutáneo tisular, consulte la Tabla de materiales. Registre los siguientes parámetros al inicio y cada 30 min: temperatura sanguínea, volumen corriente inspiratorio, EtCO2, ritmo cardíaco, frecuencia cardíaca (FC), presión arterial sistólica y diastólica, presión arterial media (PAM), índice de choque (FC/presión arterial sistólica)15, presión venosa central, índice cardíaco (IC), índice de volumen diastólico final global (GEDVI), índice de volumen sistólico (IVS), contractilidad ventricular izquierda (Dt/Dpmax), índice de resistencia vascular sistémica (IRSV), índice de agua pulmonar extravascular (ELWI), variación del pulso de presión (VPP), saturación de hemoglobina periférica, saturación venosa central (ScvO2), índice de oxigenación tisular cerebral (bTOI) y esplácnico (aTOI) por NIRS, CaBF y CuTBF. Para obtener los valores de IC, infundir 5 mL de bolos de solución salina normal al 0,9% a una temperatura inferior a 8 °C a través del catéter venoso central. Registre el promedio de dos medidas consecutivas. Determinar los perfiles de gases en sangre arterial y venosa y la concentración de lactato cada 30 min extrayendo 0,3 mL de sangre de los vasos femorales. Realizar hemogramas completos estándar, estudios de coagulación y bioquímica al inicio del estudio, después de la inducción de la hemorragia y al final del experimento. Después de cada extracción de sangre, enjuague las líneas con 0.5 ml de 100 UI/ml de heparina. 4. Inducción de shock hemorrágico Una vez que se alcanza un estado estacionario después de que se hayan recopilado los instrumentos y los datos basales, inducir un shock hipovolémico extrayendo 30 ml/kg de sangre de la vena yugular durante 30 minutos. Espere un período de 30 minutos para la estabilización. No haga esfuerzos de reanimación durante este período para emular la demora en la llegada de los equipos médicos de emergencia. 5. Infusión y seguimiento Después del período de estabilización, infundir un bolo de un expansor de volumen o un agente vasoactivo durante un período de 30 minutos.NOTA: Ejemplos de expansores de volumen y agentes vasoactivos probados son solución salina normal, albúmina hipertónica, angiotensina y terlipresina. En este estudio, se utilizaron 30 mL/kg de solución salina normal (NS) (n = 13), 15 mL/kg de albúmina al 5% más solución salina hipertónica (AHS) al 3% (n = 13), o un solo bolo intravenoso de 15 μg/kg de terlipresina más 15 mL/kg de albúmina al 5% más solución salina hipertónica (TAHS) al 3% (n = 13). Después de la infusión, haga un seguimiento del animal durante 120 min. Registrar los parámetros hemodinámicos y obtener muestras de sangre cada 30 min para perfiles de gasometría arterial y venosa y determinación de la concentración de lactato. No haga esfuerzos de reanimación durante este período. 6. Fin del experimento y eutanasia Una vez finalizado el experimento, utilice una sobredosis de sedantes (5 μg/kg de fentanilo y 10 mg/kg de propofol) y una inyección intravenosa de cloruro de potasio (2 mEq/kg) para sacrificar a todos los animales resucitados con éxito. Confirmar la ausencia de circulación por asistolia o actividad eléctrica sin pulso en una pantalla de electrocardiograma continuo, la ausencia de flujo pulsátil durante la monitorización invasiva de la presión arterial y la ausencia de otros signos vitales. Si, durante el período de seguimiento, la presión arterial disminuye por debajo de 25 mmHg, sacrifique al animal para evitar más sufrimiento.

Representative Results

El modelo presentado ha sido utilizado con éxito en varios experimentos para estudiar los cambios macrocirculatorios y microcirculatorios posteriores al shock hemorrágico y la posterior reanimación, comparando diferentes líquidos y fármacos vasoactivos16,17,18,19. Teniendo en cuenta la respuesta al shock, este modelo ha demostrado consistentemente que una hemorragia controlada produce cambios marcados en los parámetros hemodinámicos, así como en la perfusión cerebral y tisular. Tras la retirada de volumen, se detecta taquicardia significativa y disminución de los parámetros de MAP, CI, SVI, volumen sanguíneo (GEDVI e ITBI) y flujo sanguíneo arterial carotídeo, junto con un aumento del índice de resistencia vascular sistémica (Figura 1 y Figura 2). En cuanto a los parámetros de perfusión sistémica, el lactato aumenta significativamente, mientras que la ScvO2, la CuTBF y la bTO disminuyen (Figura 3). Por lo general, no se registran variaciones en la presión venosa central, Dt/Dpmax y ELW. En cuanto a los parámetros de laboratorio, el contenido de hemoglobina y el hematocrito no disminuyen hasta después de la administración de líquidos. La concentración de albúmina disminuye y los niveles de troponina aumentan significativamente después de una hemorragia controlada. Otros parámetros, como la temperatura central, la PaO2, la PaCO2, la saturación arterial de oxígeno, el EtCO2, los electrolitos y los parámetros de función renal y hepática, suelen permanecer estables. Además de su utilidad en el análisis de las respuestas cardiovasculares y bioquímicas al shock, se ha demostrado que este modelo discrimina con éxito entre diferentes fluidos de reanimación. En estudios previos, nos hemos propuesto determinar si, en un modelo animal infantil de shock hemorrágico, el uso de una infusión de menor volumen de líquidos hipertónicos, solos o combinados con diferentes vasopresores, mejoraría los parámetros hemodinámicos y de perfusión globales en comparación con la solución salina normal. Como se informó anteriormente, hemos observado consistentemente que la infusión de fluidos hipertónicos produce una respuesta similar a la infusión del doble del volumen de líquido isotónico16,17,18. Más específicamente, el uso de albúmina más suero fisiológico hipertónico produjo una expansión de volumen mayor y más prolongada que la solución salina normal o la solución salina hipertónica sola, con diferencias significativas en FC, IVS y VPP, y la ausencia de una caída progresiva después de la expansión de volumen en la presión arterial y el GEDVI, como se observó en los otros grupos (Figura 1 y Figura 2). Además, también hemos observado una mayor mejoría de los parámetros de perfusión con albúmina hipertónica, representada como un mayor aumento de bTOI y CaBF, y una mayor disminución de los niveles de lactato que los otros grupos en comparación con el inicio de la expansión del líquido (Figura 3). Creemos que esta diferencia podría ser secundaria a la capacidad de la albúmina para aumentar el volumen sanguíneo y permanecer durante más tiempo dentro del compartimento intravascular que la solución salina normal. Curiosamente, hemos visto que la adición de un solo bolo de terlipresina al inicio de la reanimación con líquidos arrojó resultados similares a los observados en el grupo de albúmina hipertónica, sin ningún beneficio adicional en términos de parámetros hemodinámicos o de perfusión17,18. Figura 1: Parámetros hemodinámicos. (A) Evolución de la frecuencia cardíaca, (B) presión arterial media, (C) índice cardíaco basal (t0′) y (D) índice de resistencia vascular sistémica basal (t0′). A lo largo del experimento: fin de la hemorragia controlada (Shock30′); el inicio de la infusión, 30 min después del final de la hemorragia controlada (Res0′); fin de la perfusión (Res30′); seguimiento 30 min después del final de la perfusión (Obs30′); seguimiento 60 min después del final de la perfusión (Obs60′); seguimiento 90 min después del final de la perfusión (Obs90′). (*) Diferencia significativa (p < 0,05) con respecto al inicio del mismo grupo. (‡) p < 0,05 de la hemorragia, mismo grupo. (#) p < 0,05 del grupo NS. Abreviaturas: NS = solución salina normal; AHS = albúmina salina hipertónica; TAHS = terlipresina más albúmina salina hipertónica. Los datos se presentan como media y desviación estándar. Esta figura es una adaptación con permiso de Urbano et al.17. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura. Figura 2: Parámetros del volumen sanguíneo. (A) Evolución del índice de volumen sistólico, (B) variación de la presión de pulso y (C) índice global de volumen diastólico final basal (t0′). A lo largo del experimento: fin de la hemorragia controlada (Shock30′); inicio de la perfusión, 30 min después del final de la hemorragia controlada (Res0′); fin de la perfusión (Res30′); seguimiento 30 min después del final de la perfusión (Obs30′); seguimiento 60 min después del final de la perfusión (Obs60′); seguimiento 90 min después del final de la perfusión (Obs90′). (*) Diferencia significativa (p < 0,05) con respecto al inicio del mismo grupo. (‡) p < 0,05 de la hemorragia, mismo grupo. (#) p < 0,05 del grupo NS. Abreviaturas: NS = solución salina normal; AHS = albúmina salina hipertónica; TAHS = terlipresina más albúmina salina hipertónica. Los datos se presentan como media y desviación estándar. Esta figura es una adaptación con permiso de Urbano et al.17. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura. Figura 3: Parámetros de perfusión sistémica. (A) Evolución del lactato sanguíneo arterial, (B) saturación de oxígeno en sangre venosa central y (C) índice de oxigenación del tejido cerebral al inicio (t0′). A lo largo del experimento: fin de la hemorragia controlada (Shock30′); inicio de la perfusión, 30 min después del final de la hemorragia controlada (Res0′); fin de la perfusión (Res30′); seguimiento 30 min después del final de la perfusión (Obs30′); seguimiento 60 min después del final de la perfusión (Obs60′); seguimiento 90 min después del final de la perfusión (Obs90′). (*) Diferencia significativa (p < 0,05) con respecto al inicio del mismo grupo. (‡) p < 0,05 de la hemorragia, mismo grupo. (#) p < 0,05 del grupo NS. Los datos se presentan como media y desviación estándar. Esta figura es una adaptación con permiso de Urbano et al.17. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.

Discussion

La realización de procedimientos en cerdos jóvenes puede ser compleja y potencialmente mortal debido a ciertas características anatómicas y fisiológicas de estos animales. Para lograr resultados consistentes y reducir la pérdida de animales, hay algunos pasos críticos que deben considerarse cuidadosamente. En primer lugar, lograr un nivel adecuado de sedación es fundamental para minimizar la respuesta animal al estrés, que, si es excesiva, puede alterar los resultados debido a la liberación endógena de catecolaminas. También es importante evitar retrasos entre la inyección intramuscular y la intubación, ya que los animales pueden desarrollar una respuesta de estrés severa con taquicardia y acidosis metabólica irreversible que puede precipitar el final del experimento. A pesar de que otros grupos utilizan anestésicos inhalados con buenos resultados20,21, preferimos los medicamentos intravenosos, ya que los sedantes inhalados no permiten medir el intercambio gaseoso respiratorio con calorimetría indirecta. En nuestra experiencia, una combinación de propofol y fentanilo es efectiva y tiene muy pocos efectos adversos. La gestión cuidadosa de la temperatura a lo largo del experimento es otro aspecto clave del protocolo, ya que los cambios rápidos de temperatura pueden afectar significativamente a la respuesta hemodinámica del animal al choque, falseando los resultados o, en última instancia, conduciendo al fracaso del experimento.

Otra parte crucial de la instrumentación es la intubación, dadas las particularidades de la anatomía porcina y su susceptibilidad al laringoespasmo. Por lo tanto, el procedimiento debe ser realizado por al menos un operador con experiencia previa, siendo recomendable el uso de estilete y relajación muscular10,22. El cateterismo de los vasos también puede ser un desafío debido al pequeño tamaño de los animales. Para el acceso femoral, es preferible una punción guiada por ecografía, ya que los vasos están localizados en profundidad, suelen tener diámetros pequeños y muestran diferentes cursos y posiciones22. Para el acceso cervical, utilizamos el acceso quirúrgico para permitir la colocación de la sonda de flujo carotídeo, pero también es factible la técnica ecográfica23,24. Por lo general, se prefiere la canulación de la vena yugular externa debido a su mayor diámetro, su ubicación superficial y su menor número de estructuras circundantes22. Los catéteres deben enjuagarse inmediatamente después de la inserción con soluciones salinas para evitar la oclusión. No utilizamos heparina para evitar alteraciones de la coagulación. También, inicialmente, evitamos la administración de infusiones de glucosa para prevenir la posible distorsión de la respuesta hemodinámica por la administración de líquidos adicionales, pero encontramos que los animales desarrollaron hipoglucemia severa y temprana. Finalmente, incluso con la anestesia y las técnicas menos invasivas utilizadas en la actualidad, la instrumentación genera una respuesta de estrés significativa en los animales, por lo que es deseable dejar suficiente tiempo para la recuperación antes de iniciar la extracción de sangre. En cuanto a la inducción del shock hemorrágico, se recomienda la retirada de 30 mL/kg, ya que esto genera una respuesta fisiopatológica importante con excelentes tasas de supervivencia. En nuestra experiencia, los cerdos recién nacidos no toleran grandes cantidades de pérdida de sangre y la mortalidad es alta. La extracción gradual de la sangre también es importante, ya que la extracción rápida puede provocar una inestabilidad hemodinámica grave y la muerte prematura del animal.

Aunque existe una amplia variedad de especies y modelos experimentales disponibles para los investigadores, el modelo ideal de shock hemorrágico animal -simple, fácilmente reproducible y con precisión de la situación clínica- sigue representando un desafío. Se utilizan modelos de animales pequeños, principalmente ratones y ratas, para investigar los mecanismos fisiopatológicos del shock. Sin embargo, su pequeño tamaño complica significativamente la realización de procedimientos quirúrgicos y de muestreo. Los animales más grandes, como los perros y los cerdos, son más caros y complejos de manejar, pero su tamaño y similitudes fisiológicas con los humanos los hacen más adecuados para la evaluación preclínica de las estrategias de tratamiento. Sin embargo, el uso de perros en el pasado y aún hoy en día es éticamente cuestionable. No ofrecen ninguna ventaja sobre los cerdos como modelos animales de experimentación, y su inteligencia y la especial relación bilateral entre humanos y perros los sitúan en una posición superior en la escala filogenética 6,7,8.

En vista de todo esto, los cerdos adultos se han utilizado ampliamente para la investigación cardiovascular debido a sus similitudes con la fisiología, el tamaño y la anatomía de los humanos adultos, que es mejor que la mayoría de las especies. Sin embargo, como se ha establecido en la literatura, existen diferencias significativas entre los pacientes humanos adultos y pediátricos en cuanto al sistema cardiovascular, el volumen sanguíneo, la regulación de la temperatura y la respuesta al shock 2,3,4. Al mismo tiempo, la evidencia muestra que estas diferencias también se aplican a los cerdos, y se ha encontrado que los lechones tienen perfiles cardiovasculares, cerebrovasculares, hematológicos y electrolíticos muy similares a los de los pacientes humanos pediátricos 9,25. Por último, más allá de estas diferencias anatómicas y fisiológicas entre adultos y lactantes de ambas especies, el uso de modelos animales infantiles, especialmente minicerdos, ofrece la oportunidad de probar los mismos dispositivos que se utilizan en el entorno clínico real para la monitorización. En muchos casos, se ha demostrado que la fiabilidad de estos dispositivos es baja debido a una simple adaptación de los algoritmos, sensores o escalas de los adultos. Todos estos aspectos respaldan la importancia del desarrollo de modelos animales pediátricos específicos y su relevancia en términos de utilidad traslacional para el entorno clínico pediátrico.

Además del tipo de animal, existen tres modelos básicos generalmente utilizados en el estudio del shock hemorrágico: la hemorragia controlada -ya sea por volumen o presión- y la hemorragia no controlada. El protocolo presentado en este artículo describe un modelo de hemorragia de volumen fijo, en el que se extrae un volumen sanguíneo fijo, generalmente calculado por el porcentaje del peso corporal, durante un período de tiempo establecido por el observador. Por el contrario, en los modelos de hemorragia a presión fija, los animales se desangran hasta un PAM predeterminado, que luego se mantiene con sangrado periódico o infusiones de líquido durante un período específico, dependiendo de la especie animal y del grado o resultado del shock. Tanto los modelos de choque hemorrágico de volumen fijo como los de presión fija permiten el estudio de los cambios fisiopatológicos inducidos por el choque en condiciones controladas, ofreciendo una clara ventaja en términos de reproducibilidad y estandarización. Sin embargo, su principal limitación es que no permiten el estudio de los efectos de diferentes estrategias de reanimación sobre el sangrado activo, donde se sabe que la reanimación agresiva con líquidos antes del control quirúrgico de la hemorragia aumenta el sangrado y disminuye la supervivencia, debido a la inhibición de la formación del trombo y al aumento de la presión arterial media. Se ha sugerido que los modelos de hemorragia no controlada inducidos por un traumatismo vascular estandarizado (aplastamiento/laceración del hígado y el bazo, lesión arterial o amputación de un apéndice) reflejan mejor la situación clínica, lo que permite una mejor comprensión de los efectos de las diferentes estrategias de reanimación con líquidos y otras intervenciones, como la hipotermia y los productos hemostáticos. Sin embargo, a pesar de ser clínicamente relevantes, estos modelos de hemorragia no controlada ejercen algunas desventajas claras en términos de estandarización y reproducibilidad. Frente a todo esto, parece que el modelo ideal no existe, por lo que la investigación en este campo debe equilibrar la relevancia clínica con la estandarización experimental y la confiabilidad 6,7,8,9,26.

El modelo descrito en este estudio puede ofrecer amplias aplicaciones potenciales en la investigación cardiovascular, como la investigación de la disfunción endotelial y las alteraciones de la microcirculación18 durante el shock, así como la validación de diferentes sistemas de monitorización hemodinámica. Además, también se puede utilizar en otros campos de investigación, permitiendo el estudio de las respuestas endocrinas o inmunitarias después de una hemorragia severa, así como la determinación de los efectos secundarios de diferentes líquidos y vasopresores. Sin embargo, en cuanto a la investigación sobre diferentes estrategias de reanimación, es recomendable estudiar sus efectos en modelos de hemorragia no controlada antes de implementar cambios en el entorno clínico 7,26.

Además de la dificultad de extrapolar los resultados a la vida real, este modelo tiene otras limitaciones. Para empezar, existen algunas variables de confusión relacionadas con el montaje experimental, como el uso de agentes anestésicos o la ventilación mecánica, que pueden atenuar las respuestas fisiológicas durante el shock y complicar la interpretación de los resultados. Además, la respuesta al estrés de la instrumentación en los animales y el control de la temperatura pueden afectar la macro y microcirculación a través de diferentes mecanismos. Otra limitación importante de este modelo, relacionada con las necesidades experimentales y la disponibilidad de recursos, es el limitado período de observación postraumática, lo que limita aún más el estudio de las consecuencias a largo plazo del shock hemorrágico. Además, a pesar de las similitudes fisiológicas entre los humanos y los cerdos, existen algunas diferencias entre especies que deben tenerse en cuenta. El sistema de coagulación, por ejemplo, parece ser más efectivo en cerdos27,28. Además, los niveles plasmáticos de lactato y succinato difieren entre especies, y los cerdos tienen alcalosis basal, lo que puede llevar a una subestimación de los efectos de la hemorragia sobre el equilibrio ácido-base29. Por último, también es bien sabido que las respuestas inflamatorias e inmunitarias, así como algunos receptores vasopresores, son diferentes en los cerdos9. Las diferencias específicas de los animales también deben considerarse como factores influyentes. Varios estudios han indicado diferencias de género en términos de susceptibilidad al shock, teniendo las mujeres una ventaja significativa de supervivencia sobre los hombres 6,9. Sin embargo, en los experimentos realizados en este estudio, utilizamos animales del mismo grupo de edad y con un trasfondo genético similar para minimizar la variabilidad potencial inherente a las especies.

En conclusión, este artículo proporciona una guía práctica y paso a paso para establecer un modelo porcino de shock hemorrágico pediátrico. En comparación con otros modelos existentes, se trata de un protocolo fiable y fácil de seguir con amplia aplicabilidad en la investigación biomédica, ya sea para la investigación de respuestas fisiopatológicas tras una hemorragia grave o para la evaluación de diferentes estrategias de reanimación.

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Este estudio ha sido financiado por el Instituto de Salud Carlos III (ISCIII) a través del proyecto “PI20/01706” y cofinanciado por la Unión Europea. Los financiadores no tuvieron ningún papel en el diseño del estudio, la recopilación y el análisis de datos, la decisión de publicar o la preparación del manuscrito. Queremos agradecer a todos nuestros compañeros de la Unidad de Cuidados Intensivos Pediátricos Gregorio Marañón y del Instituto Experimental Gregorio Marañón, ya que sin su trabajo este proyecto no hubiera sido posible.

Materials

ADA swabs Albino Dias de Andrade, S.A. 300575750400    Non-woven swabs
Alaris SE Carefusion N/A Volumetric infusion pump
Atracurium Aspen Pharma Trading Limited. Dublin, Ireland N/A Muscle relaxant
Atropine 1 mg/mL B. Braun 481377/1013
Barrier adhesive aperture drape Mölnlycke 63621
BD emerald syringe 5 mL, 10 mL, 20 mL  Becton Dickinson S.A https://www.bd.com/en-eu/offerings/capabilities/syringes-and-needles/injection-syringes/bd-emerald-3-piece-syringe various options available
BLF21A laser doppler monitor Transonic Systems Inc. BLF21A Skin blood flow monitor
 BlueSensor NF ECG electrodes Ambu  NF-50-A/12
Check-Flo performer introducer set 5Fr Cook Medical G12018 Vascular Sheath
Datex ohmeda S5 GE Healthcare Finland Oy, Helsinki, Finland M1162897 Hemodynamic monitor
Fentanyl 0.05 mg/mL Kern Pharma N/A Anesthesia
GE Vivid S5 GE Healthcare  S series Ultrasound machine
Introcan Safety 18 G, 22 G, 24 G B. Braun Introcan series Safety intravenous catheter
INVOS cerebral/somatic oximetry adult sensors Medtronic PLC, USA https://www.medtronic.com/covidien/en-us/products/cerebral-somatic-oximetry/invos-cerebral-somatic-oximetry-adult-sensors.html
INVOS OXIMETER cerebral/somatic Somanetics 08-10566 Regional oxygenation monitor
Ketamin 50 mg/mL Pfizer, S.L. 47034 Sedation
Leon plus Heinen + Löwenstein N/A Ventilator
Life scope VS Nihon Kohden N/A Bedside monitor
Miller laryngoscope blade 12″ Jorgensen Labs, USA J0449F Laryngoscope
Multi-lumen central venous catheterization set 7 French, 3 lumen, 30 cm Arrow CS-14703 Central venous catheter
Nellcor WarmTouch 5300A Covidien Thermal blancket
Nitrile gloves Medihands KS-ST RT021 Single use gloves
Pediatric SomaSensor INVOS cerebral/somatic Covidien https://www.medtronic.com/covidien/en-us/products/cerebral-somatic-oximetry.html Disposable regional oxygen saturation sensor
PICCO monitoring kit Pulsion Medical Systems PV8215
PICCO thermodilution catheter 5F/20 cm Pulsion Medical Systems N/A
Propofol Lipoven 10 mg/mL Fresenius Kabi, Spain N/A Anesthesia
Pulse contour cardiac output (PiCCO2) Pulsion Medical Systems N/A Hemodynamic monitor
Rüsch flexislip Teleflex Medical 503700 Endotracheal tube stylet
Softa swabs B. Braun 19579 Alcohol pads
Surgical silk sutures USP 0 Aragó, Barcelona, Spain.  6245
TruWave pressure monitoring set Edwards T001767A Pressure monitoring set
Ultrasound transmission gel Ultragel Hungary 2000 Kft.  UC260
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References

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Rodríguez Martínez, A., Navazo, S. d. l. M., Manrique Martín, G., Nicole Fernández Lafever, S., Butragueño-Laiseca, L., Slöcker Barrio, M., González Cortés, R., Herrera Castillo, L., Mencía Bartolomé, S., del Castillo Peral, J., José Solana García, M., Sanz Álvarez, D., Cieza Asenjo, R., López-González, J., José Santiago Lozano, M., Moreno Leira, D., López-Herce Cid, J., Urbano Villaescusa, J. Description of a Swine Infant Model of Volume-Controlled Hemorrhagic Shock. J. Vis. Exp. (201), e64815, doi:10.3791/64815 (2023).
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