Description d’un modèle porcin de choc hémorragique à volume contrôlé
Summary
Cet article vise à fournir aux chercheurs un guide détaillé et accessible pour la mise en place d’un modèle porcin infantile de choc hémorragique.
Abstract
Le choc hémorragique est l’une des principales causes de morbidité et de mortalité chez les patients pédiatriques. L’interprétation des indicateurs cliniques validés chez l’adulte pour guider la réanimation et la comparaison entre les différentes thérapies est difficile chez l’enfant en raison de l’hétérogénéité inhérente à cette population. Par conséquent, par rapport aux adultes, la prise en charge appropriée du choc hémorragique pédiatrique n’est pas encore bien établie. De plus, la rareté des patients pédiatriques présentant un choc hémorragique empêche le développement d’études cliniquement pertinentes. Pour cette raison, un modèle animal pédiatrique expérimental est nécessaire pour étudier les effets de l’hémorragie chez les enfants ainsi que leur réponse à différentes thérapies. Nous présentons un modèle animal infantile de choc hémorragique à volume contrôlé chez de jeunes porcs anesthésiés. L’hémorragie est induite par le prélèvement d’un volume sanguin préalablement calculé, et le porc est ensuite surveillé et réanimé avec différentes thérapies. Nous décrivons ici un modèle précis et hautement reproductible de choc hémorragique chez le porc immature. Le modèle fournit des données hémodynamiques qui caractérisent les mécanismes compensatoires qui sont activés en réponse à une hémorragie sévère.
Introduction
L’hémorragie potentiellement mortelle due à un traumatisme, bien que rare, est la principale cause de décès chez les patients pédiatriques 1,2. D’autres causes de choc hémorragique comprennent la fièvre hémorragique, les saignements gastro-intestinaux, la chirurgie du foie et la chirurgie cardiaque, en particulier lorsque le pontage cardiopulmonaire est utilisé3.
Contrairement à la population adulte, il n’existe pas suffisamment de données sur la prise en charge du choc hémorragique pédiatrique, qui reposent en grande partie sur des avis d’experts ou directement issues de la pratique adulte 2,4. Cependant, la traduction des stratégies de gestion des adultes peut ne pas être appropriée. Par exemple, les indicateurs cliniques validés chez l’adulte sont difficiles à extrapoler aux patients pédiatriques en raison de l’hétérogénéité physiologique présente entre les groupes d’âges différents et des différents schémas de blessures prédominants dans la population pédiatrique. Par conséquent, les critères d’évaluation spécifiques qui déclencheraient une intervention chez le patient pédiatrique ne sont pas bien définis. De plus, il n’y a pas suffisamment de preuves sur les effets délétères que les thérapies actuellement mises en œuvre chez les adultes peuvent avoir sur les enfants 2,4,5.
Compte tenu de tout cela, des recherches plus approfondies sont nécessaires pour établir des seuils de réanimation spécifiques afin d’intervenir rapidement, ainsi que pour mieux déterminer quelles sont les thérapies les plus appropriées pour le choc hémorragique pédiatrique. Cependant, il est difficile de développer des études de qualité et cliniquement pertinentes sur les hémorragies potentiellement mortelles chez les enfants, en raison de la rareté des patients et de l’hétérogénéité déjà mentionnée dans la population pédiatrique, de la période néonatale à l’adolescence.
La pertinence clinique du choc hémorragique, ainsi que les difficultés à réaliser des études cliniques sur des patients pédiatriques, soulignent la nécessité d’évaluations précliniques sur des modèles animaux pour étudier la physiopathologie suite à un choc hémorragique chez l’enfant, ainsi que pour comparer différentes thérapies. Plusieurs modèles animaux ont été largement utilisés dans la recherche pour étudier le choc hémorragique 6,7,8,9. En raison de leurs similitudes anatomiques et physiologiques avec les humains, les porcs sont très appréciés dans la recherche biomédicale. En ce qui concerne les avantages de l’utilisation de modèles infantiles spécifiques, les preuves montrent que l’hémodynamique des porcs immatures, ainsi que les systèmes respiratoire, hématologique et métabolique, sont très comparables à ceux des jeunes humains9. Il s’agit d’une occasion unique de simuler un scénario clinique de choc hémorragique chez l’enfant.
Dans ce modèle, l’hémorragie est induite par le prélèvement d’un volume sanguin préalablement calculé. Par la suite, le porc est surveillé et différents liquides de réanimation sont administrés.
Nous décrivons ici un modèle précis et hautement reproductible de choc hémorragique chez le porc immature. Le modèle fournit des données hémodynamiques qui caractérisent les mécanismes compensatoires activés en réponse à une hémorragie sévère.
Protocol
Representative Results
Discussion
L’exécution d’interventions sur de jeunes porcs peut être complexe et potentiellement mortelle en raison de certaines caractéristiques anatomiques et physiologiques de ces animaux. Pour obtenir des résultats constants et réduire la perte d’animaux, certaines étapes critiques doivent être soigneusement prises en compte. Tout d’abord, il est essentiel d’atteindre un niveau de sédation adéquat pour minimiser la réponse au stress de l’animal, qui, si elle est excessive, peut altérer les résultats en raison de la libération de catécholamines endogènes. Il est également important d’éviter les délais entre l’injection intramusculaire et l’intubation, car les animaux peuvent développer une réponse de stress sévère avec tachycardie et acidose métabolique irréversible qui peut précipiter la fin de l’expérience. Bien que d’autres groupes utilisent des anesthésiques inhalés avec de bons résultats20,21, nous préférons les médicaments par voie intraveineuse, car les sédatifs inhalés ne permettent pas de mesurer les échanges gazeux respiratoires avec la calorimétrie indirecte. D’après notre expérience, une combinaison de propofol et de fentanyl est efficace et a très peu d’effets indésirables. Une gestion minutieuse de la température tout au long de l’expérience est un autre aspect clé du protocole, car les changements rapides de température peuvent affecter considérablement la réponse hémodynamique de l’animal au choc, falsifier les résultats ou finalement conduire à l’échec de l’expérience.
Une autre partie cruciale de l’instrumentation est l’intubation, compte tenu des particularités de l’anatomie porcine et de sa sensibilité au laryngospasme. Par conséquent, la procédure doit être effectuée par au moins un opérateur ayant une expérience préalable, et l’utilisation d’un stylet et d’une relaxation musculaire est conseillée10,22. Le cathétérisme des vaisseaux peut également être difficile en raison de la petite taille des animaux. Pour l’accès fémoral, une ponction guidée par échographie est préférable, car les vaisseaux sont situés profondément, ont généralement de petits diamètres et présentent des trajectoires et des positions différentes22. Pour l’accès cervical, nous utilisons l’accès chirurgical pour permettre la mise en place de la sonde de flux carotidien, mais la technique de l’échographie est également réalisable23,24. La canulation de la veine jugulaire externe est généralement préférée en raison de son diamètre plus large, de son emplacement superficiel et du nombre plus faible de structures environnantes22. Les cathéters doivent être rincés immédiatement après l’insertion avec des solutions salines pour éviter l’occlusion. Nous n’utilisons pas d’héparine pour éviter les altérations de la coagulation. De plus, dans un premier temps, nous avons évité l’administration de perfusions de glucose pour éviter une distorsion potentielle de la réponse hémodynamique par l’administration de liquides supplémentaires, mais nous avons constaté que les animaux développaient une hypoglycémie sévère et précoce. Enfin, même avec l’anesthésie et les techniques moins invasives utilisées de nos jours, l’instrumentation génère une réponse de stress importante chez les animaux, il est donc souhaitable de laisser suffisamment de temps pour la récupération avant d’initier la prélèvement du sang. En ce qui concerne l’induction du choc hémorragique, nous recommandons le retrait de 30 mL/kg, car cela génère une réponse physiopathologique importante avec d’excellents taux de survie. D’après notre expérience, les bébés porcs ne tolèrent pas de grandes quantités de perte de sang et la mortalité est élevée. Le prélèvement progressif du sang est également important, car un retrait rapide peut entraîner une instabilité hémodynamique sévère et la mort prématurée de l’animal.
Bien qu’il existe une grande variété d’espèces et de modèles expérimentaux à la disposition des chercheurs, le modèle idéal de choc hémorragique animal – simple, facilement reproductible et reproduisant fidèlement la situation clinique – représente toujours un défi. De petits modèles animaux, principalement des souris et des rats, sont utilisés pour étudier les mécanismes physiopathologiques du choc. Cependant, leur petite taille complique considérablement la réalisation des procédures chirurgicales et de prélèvement. Les animaux plus gros, tels que les chiens et les porcs, sont plus coûteux et plus complexes à manipuler, mais leur taille et leurs similitudes physiologiques avec les humains les rendent plus adaptés à l’évaluation préclinique des stratégies de traitement. Cependant, l’utilisation de chiens dans le passé et encore aujourd’hui est éthiquement discutable. Ils n’offrent aucun avantage par rapport aux porcs en tant que modèles d’animaux de laboratoire, et leur intelligence et la relation bilatérale spéciale entre les humains et les chiens les placent à une position plus élevée dans l’échelle phylogénétique 6,7,8.
Compte tenu de tout cela, les porcs adultes ont été largement utilisés pour la recherche cardiovasculaire en raison de leurs similitudes avec la physiologie, la taille et l’anatomie de l’homme adulte, qui sont meilleures que la plupart des espèces. Cependant, comme il a été bien établi dans la littérature, il existe des différences significatives entre les patients humains adultes et pédiatriques en termes de système cardiovasculaire, de volume sanguin, de régulation de la température et de réponse au choc 2,3,4. Dans le même temps, les preuves montrent que ces différences s’appliquent également aux porcs, et les porcelets se sont avérés avoir des profils cardiovasculaires, cérébrovasculaires, hématologiques et électrolytiques très similaires à ceux des patients humains pédiatriques 9,25. Enfin, au-delà de ces différences anatomiques et physiologiques entre adultes et nourrissons chez les deux espèces, l’utilisation de modèles animaux infantiles, en particulier de mini-porcs, permet de tester les mêmes dispositifs que ceux utilisés en milieu clinique réel pour le suivi. Dans de nombreux cas, la fiabilité de ces appareils s’est avérée faible en raison d’une simple adaptation des algorithmes, des capteurs ou des balances adultes. Tous ces aspects soulignent l’importance de développer des modèles animaux pédiatriques spécifiques et leur pertinence en termes d’utilité translationnelle dans le cadre clinique pédiatrique.
Outre le type d’animal, il existe trois modèles de base généralement utilisés dans l’étude du choc hémorragique : l’hémorragie contrôlée – soit en volume ou en pression – et l’hémorragie non contrôlée. Le protocole présenté dans cet article décrit un modèle d’hémorragie à volume fixe, dans lequel un volume sanguin fixe, généralement calculé en pourcentage du poids corporel, est prélevé sur une période de temps définie par l’observateur. Au contraire, dans les modèles d’hémorragie à pression fixe, les animaux sont saignés jusqu’à un MAP prédéterminé, qui est ensuite maintenu avec des saignements périodiques ou des perfusions de liquide pendant une période spécifiée, en fonction de l’espèce animale et du degré ou de l’issue du choc. Les modèles de choc hémorragique à volume fixe et à pression fixe permettent d’étudier les changements physiopathologiques induits par le choc dans des conditions contrôlées, offrant un net avantage en termes de reproductibilité et de standardisation. Cependant, leur principale limite est qu’ils ne permettent pas d’étudier les effets de différentes stratégies de réanimation sur les saignements actifs, où la réanimation liquidienne agressive avant le contrôle chirurgical de l’hémorragie est connue pour augmenter les saignements et diminuer la survie, en raison de l’inhibition de la formation du thrombus et de l’augmentation de la pression artérielle moyenne. Des modèles d’hémorragie non contrôlée induits par un traumatisme vasculaire standardisé – écrasement/lacération du foie et de la rate, lésion artérielle ou amputation d’un appendice – ont été suggérés pour mieux refléter la situation clinique, permettant ainsi une meilleure compréhension des effets des différentes stratégies de réanimation liquidienne et d’autres interventions, telles que l’hypothermie et les produits hémostatiques. Cependant, bien qu’ils soient cliniquement les plus pertinents, ces modèles d’hémorragie non contrôlée présentent des inconvénients évidents en termes de standardisation et de reproductibilité. Compte tenu de tout cela, il semble que le modèle idéal n’existe pas, et donc la recherche dans ce domaine doit trouver un équilibre entre la pertinence clinique et la standardisation et la fiabilité expérimentales 6,7,8,9,26.
Le modèle décrit dans cette étude peut offrir de larges applications potentielles dans la recherche cardiovasculaire, telles que l’étude de la dysfonction endothéliale et des altérations de la microcirculation18 pendant le choc, ainsi que la validation de différents systèmes de surveillance hémodynamique. De plus, il peut également être utilisé dans d’autres domaines de recherche, permettant l’étude des réponses endocriniennes ou immunitaires après une hémorragie sévère ainsi que la détermination des effets secondaires de différents fluides et vasopresseurs. Cependant, en ce qui concerne la recherche sur les différentes stratégies de réanimation, il est conseillé d’étudier leurs effets dans des modèles d’hémorragie non contrôlée avant de mettre en œuvre des changements dans le cadre clinique 7,26.
Outre la difficulté d’extrapoler les résultats à la vie réelle, ce modèle présente d’autres limites. Tout d’abord, il existe des variables confondantes liées au dispositif expérimental, telles que l’utilisation d’agents anesthésiques ou de ventilation mécanique, qui peuvent atténuer les réponses physiologiques lors d’un choc et compliquer l’interprétation des résultats. En outre, la réponse au stress de l’instrumentation sur les animaux et le contrôle de la température peuvent affecter la macro et la microcirculation par différents mécanismes. Une autre limite importante de ce modèle, liée aux nécessités expérimentales et à la disponibilité des ressources, est la période d’observation post-traumatique limitée, qui limite encore l’étude des conséquences à long terme du choc hémorragique. De plus, malgré les similitudes physiologiques entre les humains et les porcs, il existe certaines différences entre les espèces qui doivent être prises en compte. Le système de coagulation, par exemple, semble être plus efficace chez les porcs27,28. De plus, les taux plasmatiques de lactate et de succinate diffèrent d’une espèce à l’autre, et les porcs ont une alcalose basale, ce qui peut conduire à une sous-estimation des effets de l’hémorragie sur l’équilibre acido-basique29. Enfin, il est également bien connu que les réponses inflammatoires et immunitaires, ainsi que certains récepteurs vasopresseurs, sont différentes chez le porc9. Les différences spécifiques entre les animaux doivent également être considérées comme des facteurs d’influence. Plusieurs études ont mis en évidence des différences entre les sexes en termes de susceptibilité aux chocs, les femmes ayant un avantage significatif en matière de survie par rapport aux hommes 6,9. Néanmoins, dans les expériences menées dans cette étude, nous utilisons des animaux du même groupe d’âge et ayant un bagage génétique similaire afin de minimiser la variabilité potentielle inhérente aux espèces.
En conclusion, cet article fournit un guide pratique et étape par étape pour la mise en place d’un modèle porcin de choc hémorragique pédiatrique. Par rapport à d’autres modèles existants, il s’agit d’un protocole fiable et facile à suivre avec une large applicabilité dans la recherche biomédicale, soit pour l’investigation des réponses physiopathologiques après une hémorragie sévère, soit pour l’évaluation de différentes stratégies de réanimation.
Disclosures
The authors have nothing to disclose.
Acknowledgements
Cette étude a été financée par l’Instituto de Salud Carlos III (ISCIII) à travers le projet « PI20/01706 » et co-fondée par l’Union européenne. Les bailleurs de fonds n’ont joué aucun rôle dans la conception de l’étude, la collecte et l’analyse des données, la décision de publier ou la préparation du manuscrit. Nous tenons à exprimer notre gratitude à tous nos collègues de l’Unité de soins intensifs pédiatriques Gregorio Marañón et de l’Institut expérimental Gregorio Marañón, car sans leur travail, ce projet n’aurait pas été possible.
Materials
| ADA swabs | Albino Dias de Andrade, S.A. | 300575750400 | Non-woven swabs |
| Alaris SE | Carefusion | N/A | Volumetric infusion pump |
| Atracurium | Aspen Pharma Trading Limited. Dublin, Ireland | N/A | Muscle relaxant |
| Atropine 1 mg/mL | B. Braun | 481377/1013 | |
| Barrier adhesive aperture drape | Mölnlycke | 63621 | |
| BD emerald syringe 5 mL, 10 mL, 20 mL | Becton Dickinson S.A | https://www.bd.com/en-eu/offerings/capabilities/syringes-and-needles/injection-syringes/bd-emerald-3-piece-syringe | various options available |
| BLF21A laser doppler monitor | Transonic Systems Inc. | BLF21A | Skin blood flow monitor |
| BlueSensor NF ECG electrodes | Ambu | NF-50-A/12 | |
| Check-Flo performer introducer set 5Fr | Cook Medical | G12018 | Vascular Sheath |
| Datex ohmeda S5 | GE Healthcare Finland Oy, Helsinki, Finland | M1162897 | Hemodynamic monitor |
| Fentanyl 0.05 mg/mL | Kern Pharma | N/A | Anesthesia |
| GE Vivid S5 | GE Healthcare | S series | Ultrasound machine |
| Introcan Safety 18 G, 22 G, 24 G | B. Braun | Introcan series | Safety intravenous catheter |
| INVOS cerebral/somatic oximetry adult sensors | Medtronic PLC, USA | https://www.medtronic.com/covidien/en-us/products/cerebral-somatic-oximetry/invos-cerebral-somatic-oximetry-adult-sensors.html | |
| INVOS OXIMETER cerebral/somatic | Somanetics | 08-10566 | Regional oxygenation monitor |
| Ketamin 50 mg/mL | Pfizer, S.L. | 47034 | Sedation |
| Leon plus | Heinen + Löwenstein | N/A | Ventilator |
| Life scope VS | Nihon Kohden | N/A | Bedside monitor |
| Miller laryngoscope blade 12″ | Jorgensen Labs, USA | J0449F | Laryngoscope |
| Multi-lumen central venous catheterization set 7 French, 3 lumen, 30 cm | Arrow | CS-14703 | Central venous catheter |
| Nellcor WarmTouch 5300A | Covidien | Thermal blancket | |
| Nitrile gloves | Medihands | KS-ST RT021 | Single use gloves |
| Pediatric SomaSensor INVOS cerebral/somatic | Covidien | https://www.medtronic.com/covidien/en-us/products/cerebral-somatic-oximetry.html | Disposable regional oxygen saturation sensor |
| PICCO monitoring kit | Pulsion Medical Systems | PV8215 | |
| PICCO thermodilution catheter 5F/20 cm | Pulsion Medical Systems | N/A | |
| Propofol Lipoven 10 mg/mL | Fresenius Kabi, Spain | N/A | Anesthesia |
| Pulse contour cardiac output (PiCCO2) | Pulsion Medical Systems | N/A | Hemodynamic monitor |
| Rüsch flexislip | Teleflex Medical | 503700 | Endotracheal tube stylet |
| Softa swabs | B. Braun | 19579 | Alcohol pads |
| Surgical silk sutures USP 0 | Aragó, Barcelona, Spain. | 6245 | |
| TruWave pressure monitoring set | Edwards | T001767A | Pressure monitoring set |
| Ultrasound transmission gel | Ultragel Hungary 2000 Kft. | UC260 |
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