Este modelo de lechón implica instrumentación quirúrgica, asfixia hasta el paro cardíaco, reanimación y observación posterior a la reanimación. El modelo permite múltiples muestreos por animal, y mediante el uso de presión arterial invasiva continua, ECG y monitoreo no invasivo del gasto cardíaco, proporciona conocimiento sobre hemodinámica y fisiopatología cardíaca en asfixia perinatal y reanimación cardiopulmonar neonatal.
Los lechones neonatales se han utilizado ampliamente como modelos traslacionales para la asfixia perinatal. En 2007, adaptamos un modelo bien establecido de asfixia de lechones mediante la introducción de un paro cardíaco. Esto nos permitió estudiar el impacto de la asfixia grave en los resultados clave, incluido el tiempo necesario para el retorno de la circulación espontánea (ROSC), así como el efecto de las compresiones torácicas según protocolos alternativos para la reanimación cardiopulmonar. Debido a las similitudes anatómicas y fisiológicas entre lechones y neonatos humanos, los lechones sirven como buenos modelos en estudios de reanimación cardiopulmonar y monitorización hemodinámica. De hecho, este modelo de paro cardíaco ha proporcionado evidencia para el desarrollo de guías a través de la investigación sobre protocolos de reanimación, fisiopatología, biomarcadores y nuevos métodos para el monitoreo hemodinámico. En particular, el hallazgo incidental de que una fracción sustancial de lechones tienen actividad eléctrica sin pulso (PEA) durante el paro cardíaco puede aumentar la aplicabilidad del modelo (es decir, puede usarse para estudiar la fisiopatología que se extiende más allá del período perinatal). Sin embargo, la generación del modelo es técnicamente desafiante y requiere varios conjuntos de habilidades, personal dedicado y un buen equilibrio de las medidas, incluidos los protocolos quirúrgicos y el uso de sedantes / analgésicos, para garantizar una tasa razonable de supervivencia. En este documento, se describe en detalle el protocolo, así como las experiencias con adaptaciones al protocolo a lo largo de los años.
La asfixia perinatal es causada por el intercambio gaseoso comprometido (hipoxemia e hipercapnia) antes, durante y/o después del nacimiento. Resulta en una reducción del flujo sanguíneo (isquemia) a los órganos vitales y posterior acidosis respiratoria y metabólica mixta. La asfixia perinatal es una complicación común del parto que causa anualmente 580.000 muertes infantiles en todo el mundo1. Disminuir este número es esencial para reducir las muertes en recién nacidos y niños menores de 5 años, como se establece en el Objetivo de Desarrollo Sostenible número 3.2 de las Naciones Unidas (es decir, mortalidad neonatal <12 por 1.000 nacidos vivos y mortalidad de menores de 5 años <25 por 1.000 nacidos vivos)2.
Clínicamente, la asfixia se presenta como encefalopatía hipóxico-isquémica (EHI), depresión respiratoria e insuficiencia circulatoria en el recién nacido3 (es decir, síntomas y signos de hipoxia-isquemia de órganos vitales)4. En consecuencia, un bebé asfixiado puede necesitar tratamiento para la encefalopatía, incluyendo convulsiones, y soporte respiratorio y circulatorio avanzado. A nivel mundial, cada año, hasta 10 millones de bebés requieren algún tipo de intervención, como la estimulación táctil, y 6-7 millones de bebés requieren ventilación asistida al nacer5. Por lo tanto, la asfixia perinatal ejerce una gran presión sobre el sistema de atención médica, con implicaciones socioeconómicas asociadas. Para reducir la carga mundial de morbilidad atribuida a la asfixia perinatal, nuestros grupos de investigación creen que las siguientes áreas de enfoque deben investigarse en estudios científicos: prevención, incluida la mejora de la atención prenatal y obstétrica y el seguimiento; biomarcadores pronósticos; y reanimación y estabilización optimizadas de la sala de partos6.
Los lechones recién nacidos y los bebés humanos en gestación a corto término tienen anatomía y fisiopatología similares7. Aunque ningún modelo animal de asfixia perinatal y paro cardíaco puede crear el aspecto completo de la transición perinatal fallida que conduce a la asfixia y el paro cardíaco, los lechones son buenos modelos traslacionales.
Ya en la década de 1970, desarrollamos un modelo de hipoxia en cerdos adultos8. Fue perfeccionado con éxito por los grupos de investigación9, proporcionando así un modelo de lechón de asfixia perinatal 10,11,12,13,14,15,16,17,18. En 2007, los primeros experimentos con paro cardíaco en lechones se realizaron en el Instituto de Investigación Quirúrgica del Hospital Universitario de Oslo11,13,15,16. El modelo de detención ha proporcionado evidencia para el desarrollo de directrices 10,13,15,16,19,20, así como vastas oportunidades para estudios fisiológicos y pruebas de equipos/herramientas de diagnóstico 14,21, protocolos de reanimación (estudios controlados aleatorios)13,15,16,22, y biomarcadores sanguíneos y tisulares 10,12,20. Por lo tanto, el modelo ha demostrado ser versátil, y una sola serie experimental se ha utilizado tradicionalmente para responder a varias preguntas de investigación. Esto es importante y está de acuerdo con las tres R (reducción, reemplazo y refinamiento) de la investigación experimental con animales23 (es decir, el principio de reducir el número de animales sacrificados con fines científicos).
En el siguiente protocolo, se describe en detalle el modelo de asfixia perinatal de lechón, incluida la forma de inducir, definir y determinar el paro cardíaco. El modelo se ha refinado para minimizar la exposición a sedantes e intervenciones quirúrgicas e incluye ventilación mecánica, asfixia, reanimación, observación posterior a la reanimación y la recolección de muestras de sangre, orina y líquido cefalorraquídeo. Nuestros grupos también recolectan tradicionalmente tejidos de órganos vitales postmortem, pero el procedimiento de recolección de tejido no se describe en detalle en este protocolo. El modelo simula un insulto hipóxico con acidosis respiratoria y metabólica mixta, que refleja la bioquímica de los recién nacidos humanos asfixiados. Mediante la estrecha monitorización de los lechones con evaluaciones invasivas de presión arterial (PA) y frecuencia cardíaca (FC), oximetría de pulso (PO), electrocardiograma (ECG), cardiografía de impedancia (ICG) y espectroscopia de infrarrojo cercano (NIRS), se puede estudiar en detalle la fisiología de la asfixia perinatal, con un enfoque particular en el corazón.
El modelo es técnicamente desafiante, ya que se requiere un equilibrio muy fino en los medicamentos, las intervenciones quirúrgicas y el método para inducir un paro cardíaco para garantizar una tasa razonable de supervivencia. La realización de los experimentos requiere una preparación minuciosa y un equipo dedicado y que funcione bien. La selección de animales de experimentación también parece desempeñar un papel importante para garantizar el éxito de los experimentos. En este documento, describimos el protocolo en detalle y nuestras experiencias con él.
Este modelo de lechón requiere mucho tiempo y es técnicamente desafiante, con varios pasos críticos. Se requiere un buen equilibrio en los medicamentos, las intervenciones quirúrgicas y el método para inducir un paro cardíaco para garantizar una tasa razonable de supervivencia. Como el protocolo es de una duración relativamente larga e incluye varios pasos críticos, la realización de los experimentos requiere una preparación minuciosa y un equipo dedicado y que funcione bien, y los experimentos deben llevarse a cabo en instalaciones que tengan experiencia con la investigación con animales grandes. Nuestros equipos de investigación han realizado experimentos en uno a tres lechones en paralelo. Se recomienda tener al menos dos personas presentes en todo momento durante los experimentos y al menos tres personas si los experimentos se van a realizar con tres lechones al mismo tiempo.
Las partes particularmente críticas y técnicamente desafiantes de los experimentos incluyen las siguientes: 1) asegurarse de que todo el equipo esté funcionando y que todas las herramientas de muestreo de datos estén disponibles, funcionando y calibradas; 2) ventilación mecánica buena y satisfactoria, particularmente antes de la asfixia y durante la RCP; 3) intervención quirúrgica; 4) la inducción de la asfixia; 5) determinar el paro cardíaco; 6) RCP; y 7) el muestreo de muestras, especialmente en puntos críticos en el tiempo como paro cardíaco y ROSC. Los pasos más críticos en el protocolo son la inducción de la asfixia y la determinación de un paro cardíaco. En los primeros experimentos, se añadióCO2 al gas asfixiante para imitar de cerca la acidosis respiratoria y metabólica mixta de la asfixia perinatal 10,11,13,14,15,16,20. Sin embargo, en experimentos posteriores 7,21,22 donde el gasCO2 no estaba disponible, también se observó que la reducción de la velocidad de ventilación mecánica seguida por el pinzamiento de la ETT después de 20-30 min daba lugar a acidosis respiratoria y metabólica mixta. Los niveles altos deCO2 en el paro cardíaco no solo son importantes para imitar la situación clínica, sino que también pueden influir en ROSC. La razón de esto podría ser que el paro cardíaco parece ocurrir a un pH específico, y el pH depende tanto del lactato como delCO2. Dado que la hipercapnia se revierte más fácilmente que la acidosis láctica, la acidosis predominantemente respiratoria versus metabólica puede determinar qué tan rápido se recuperan los lechones de la asfixia. Otros modelos de lechones de asfixia perinatal o HIE a menudo comienzan la reoxigenación/reanimación antes del paro cardíaco, generalmente de acuerdo con los valores de MAP o la duración de la asfixia (por ejemplo, 45 min de asfixia 29, 2h de asfixia 30, MAP de 20 mmHg 31, MAP de 30-35 mmHg 30, MAP 70% por debajo de la línea de base29,32). La ventaja de este modelo es que al inducir un paro cardíaco, es posible estudiar la RCP neonatal y los datos de la muestra antes, durante e inmediatamente después del paro cardíaco. En particular, el hallazgo incidental de que una fracción sustancial de lechones tienen PEA 7,33 durante el paro cardíaco puede aumentar la aplicabilidad del modelo más allá del campo de la perinatología34.
A lo largo de los años, el modelo se ha perfeccionado para minimizar la exposición de los lechones a sedantes e intervención quirúrgica y mejorar el muestreo de datos y los registros. Los protocolos previos 10,11,13,14,15,16,20 incluían la inducción de la anestesia con sevoflurano. Esto ahora se ha abandonado, ya que el protocolo actual implica establecer directamente el acceso IV a través de una vena del oído y medicamentos intravenosos. Esto es posible ya que la angustia del lechón se evita simplemente envolviendo al lechón en una toalla antes de la inserción del catéter intravenoso periférico por un proveedor capacitado. El midazolam también se utilizó en los primeros protocolos experimentales; sin embargo, la evaluación subjetiva del investigador (R.S.) que realizó la gran mayoría de las autopsias fue que el cerebro estaba en peores condiciones durante la autopsia si se usaba midazolam como infusión continua. Por lo tanto, ahora solo usamos fentanilo IV para mantener la anestesia. Midazolam puede usarse en dosis en bolo si el lechón muestra signos de sufrimiento y el fentanilo y/o pentobarbital no muestran ningún efecto; Sin embargo, casi nunca hemos tenido que administrarlo.
En términos de otros refinamientos, en experimentos anteriores, los lechones fueron traqueostomizados con un tubo endotraqueal bien asegurado colocado a través de una incisión subglótica. Este procedimiento proporciona una vía aérea libre de fugas, pero causa estrés quirúrgico para el lechón. Por otro lado, debido a las vías respiratorias superiores más grandes del lechón, la intubación endotraqueal se asocia con fugas significativas cuando se usan ETT sin manguito. Por lo tanto, hemos comenzado a usar ETT con manguito, lo que ha resultado en cero fugas y tasas de ROSC significativamente más altas, comparables a los experimentos con lechones traqueostomizados. Además, se han realizado algunos ajustes con respecto al muestreo de datos. Algunos de los experimentos previos 7,19,22,33,35,36 involucraron el uso de una sonda de flujo colocada alrededor de la arteria carótida común izquierda. Esta sonda de flujo no ha estado disponible en nuestro instituto en Oslo en los últimos años. Nuestro laboratorio en Edmonton todavía utiliza una sonda de flujo carotídeo, y su uso podría proporcionar valiosos datos hemodinámicos adicionales al modelo. Algunos experimentos previos también involucraron el uso de un catéter de presión-volumen colocado en el ventrículo izquierdo haciéndolo avanzar a través de una de las carótidas. La administración de compresiones torácicas confundió los registros de catéter de presión-volumen y, en algunos casos, incluso causó falla y rotura del catéter. Por lo tanto, su uso fue abandonado en el modelo de arresto. Recientemente, se han agregado monitores de CO no invasivos al protocolo, y nos estamos enfocando en optimizar las señales de ECG durante el paro cardíaco y la RCP, ya que podrían proporcionar información valiosa sobre la morfología del ECG y la PEA. Finalmente, el tiempo de observación post-ROSC se ha ampliado de 4 h a 9,5 h, porque 4 h es demasiado corto para poder detectar cambios histopatológicos, muerte celular y cambios en algunos biomarcadores.
Una de las limitaciones más importantes de este modelo, y del uso de lechones en general como modelo traslacional, es que, a diferencia de la RCP en la sala de partos, la transición cardiopulmonar postnatal ya ha tenido lugar en los lechones. Es improbable que los lechones tengan derivaciones cardiovasculares fetales abiertas y presiones pulmonares altas, como sería el caso en un neonato asfixiado. Aunque un estudio de Fugelseth et al.37, que utilizó una versión previa de este modelo de asfixia de lechones (no paro cardíaco), mostró que es probable que las derivaciones vasculares se vuelvan a abrir en los lechones durante la asfixia, sus respuestas a la ventilación y al soporte hemodinámico pueden diferir. Por lo tanto, las mediciones fisiológicas no siempre pueden ser representativas de un recién nacido humano en transición. También están presentes algunas diferencias anatómicas entre lechones y neonatos, como las vías respiratorias superiores más grandes en los lechones, que causan fugas de ETT (lo que significa que es importante usar ETT con manguito) y una temperatura basal más alta.
A pesar de estas limitaciones, existe una larga tradición en la comunidad de investigación global de usar lechones como modelo traslacional para la asfixia perinatal. El cerdo es similar a los humanos en términos de anatomía, fisiología, histología, bioquímica e inflamación38, y aparte de los pesos más bajos al nacer a término (1,5-2,5 kg), el lechón recién nacido tiene un tamaño bastante similar al neonato humano. El tamaño y la anatomía permiten la instrumentación, el monitoreo, la obtención de imágenes y la recolección de especímenes biológicos comparables al neonato humano. Este modelo también permite estudios de reanimación, ya que las compresiones torácicas son relativamente fáciles de realizar de la misma manera que en los recién nacidos humanos, y los cerdos tienen una anatomía y fisiología cardíacas similares a las de los humanos39, incluida la distribución de la sangre coronaria, el suministro de sangre al sistema de conducción, la apariencia histológica del miocardio y las respuestas bioquímicas y metabólicas a la lesión isquémica40. Otro factor importante es que el lechón recién nacido tiene un desarrollo cerebral perinatal comparable al neonato humano41, y la asfixia resulta en una respuesta bioquímica con hipercapnia y acidosis respiratoria y metabólica mixta, que se asemeja a la del neonato asfixiado.
Para concluir, este modelo de asfixia perinatal es técnicamente desafiante y requiere mucho tiempo. Sin embargo, proporciona información valiosa sobre los cambios fisiológicos y hemodinámicos durante la asfixia perinatal, permite estudios de reanimación neonatal y proporciona información valiosa sobre los cambios fisiológicos antes, durante y después del paro cardíaco, que también podría ser de interés para otras áreas de investigación en medicina además de la perinatología.
The authors have nothing to disclose.
Nos gustaría agradecer a todos los becarios de investigación e investigadores que han ayudado a establecer, desarrollar y refinar este modelo de lechón de asfixia perinatal y paro cardíaco en nuestras instalaciones. Nos gustaría agradecer al personal de las instalaciones de investigación animal en el Instituto de Investigación Quirúrgica y el Instituto de Medicina Comparada de la Universidad de Oslo, Noruega, y a los técnicos de investigación de la Universidad de Alberta, Edmonton, Canadá, por su colaboración durante los años. Agradecemos al Programa de Investigación de Estudiantes de Medicina de la Universidad de Oslo, al Consejo de Investigación de Noruega y a la Sociedad Noruega de SMSL y Mortinatalidad por el apoyo económico a esta publicación.
Acid-base machine (ABL 800 Flex) | Radiometer Medical ApS, Brønshøj, Denmark | 989-963 | |
AcqKnowledge 4.0 software for PC | Biopac Systems Inc., Goleta, CA, USA | ACK100W | |
Adhesive aperture drape | OneMed Group Oy, Helsinki, Finland | 1505-01 | |
Adrenaline (1 mg/mL) | Takeda AS, Asker, Norway | Vnr 00 58 50 | Dilute 1:10 in normal saline to 0.1 mg/mL |
Arterial cannula 20 G 1,10 mm x 45 mm | Becton Dickinson Infusion Therapy, Helsingborg, Sweden | 682245 | |
Arterial forceps | Any | ||
Asphyxia gas, 8% oxygen in nitrogen | Linde Gas AS (AGA AS), Oslo, Norway | 110093 | |
Benelyte, 500 mL | Fresenius Kabi, Norge AS, Halden, Norway | 79011 | |
Biopac ECG and invasive blood pressure modules, Model MP 150 | Biopac Systems Inc., Goleta, CA 93117, USA | ECG100C, MP150WSW | |
Box of cardboard for sample storage | Syhehuspartner HF, Oslo, Norway | 2000076 | |
Cannula , 23G x 1 1/4"- Nr.14 | Beckton Dickinson S.A., Fraga, Spain | 300700 | |
Cannula, 18G x 2" | Beckton Dickinson S.A., Fraga, Spain | 301900 | |
Cannula, 21G x 1 1/2"- Nr.2 | Beckton Dickinson S.A., Fraga, Spain | 304432 | |
Centrifuge (Megafuge 1.0R) | Heraeus instruments, Kendro Laboratory Products GmbH, Hanau, Germany | 75003060 | |
Chlorhexidin colored 5 mg/mL | Fresenius Kabi Norge AS, Halden, Norway | 00 73 24 | |
Combi-Stopper | B. Braun Melsungen AG, Melsungen, Germany | 4495101 | |
CRF form | Self-made | ||
Desmarres eyelid retractor 13 cm x 18 mm | Any | ||
Digital Thermometer ama-digit ad 15 th | Amarell, Kreuzwertheim, Germany | 9243101 | |
ECG electrodes, Skintact | Leonhard Lang, Innsbruck, Austria | FS-TC1 /10 | |
Electric heating mattress | Any | ||
Extension set | Codan Medizinische Geräte GmbH & Co KG, Lensahn, Germany | 71.4021 | |
Fentanyl (50 µg/mL) | Hameln, Saksa, Germany | 00 70 16 | |
Fine wood chips | Any | ||
Finnpipette F1, 100-1000 µL | VWR, PA, USA | 613-5550 | |
Fully equipped surgical room | |||
Gas hose | Any | ||
Gauze swabs 5 cm x 5 cm | Bastos Viegas,.a., Penafiel, Portugal | ||
Heparin, heparinnatium 5000 IE/a.e./mL | LEO Pharma AS, Ballerup, Denmark | 46 43 27 | |
HighClean Nonwoven Swabs, 10 cm x 10 cm | Selefa, OneMed Group Ay, Helsinki, Finland | 223003 | |
ICON | Osypka Medical GmbH, Berlin, Germany | Portable non-invasive cardiometer | |
ICON electrodes/ECG electrodes, Ambu WhiteSensor WSP25 | Ambu A/S, Ballerup, Denmark | WsP25-00-S/50 | |
Infusomat Space medical pump | B. Braun Melsungen AG, Melsungen, Germany | 8713050 | |
Invasive blood pressure monitoring system | Codan pvb Critical Care GmbH, Forstinning, Germany | 74.6604 | |
Laryngoscope SunMed Greenlinen blade No 2 | KaWe Medical, Asperg, Germany | ||
Leoni plus mechanical ventilator | Löwenstein Medical SE & Co. KG, Bad Ems, Germany | ||
Liquid nitrogen 230 L | Linde Gas AS (AGA AS), Oslo, Norway | 102730 | |
Microcentrifuge tubes, 1.5 ml | Forsyningssenteret, Trondheim, Norway | 72.690.001 | |
Microcuff endotracheal tube, size 3.5 | Avanos, GA, USA | 35162 | |
Needle holder | Any | ||
Neoflon, peripheral venous catheter, 24 G 0.7 mm x 19 mm | Becton Dickinson Infusion Therapy AB, Helsingborg, Sweden | 391350 | |
Neonatal piglets 12-36 h of age | As young as possible | ||
NIRS electrodes, FORE-SIGHT Single Non-Adhesive Sensor Kit Small | Cas Medical systems Inc., Branford Connecticut, USA | 01-07-2000 | |
NIRS machine, FORE-SIGHT Universal, Cerebral Oximeter MC-202, Benchtop regional oximeter FORE-SIGHT | Cas Medical systems Inc., Branford Connecticut, USA | 01-06-2020 | May also use INVOS, Covidien |
Normal saline, NaCl 9 mg/mL, 500 mL. | Fresenius Kabi Norge AS, Halden, Norway | Vare nr. 141387 | Unmixed |
Normal saline, NaCl 9 mg/mL, 500 mL. | Fresenius Kabi Norge AS, Halden, Norway | 141388 | For IV blood pressure monitoring, add heparin (0.2 ml heparin 5000 IE/a.e./mL in 500 mL of 0.9% NaCl) |
Nunc Cryogenic Tubes 1.8 mL | VWR, PA, USA | 479-6847 | |
Original Perfusor Line, I Standard PE | B. Braun Melsungen AG, Melsungen, Germany | 8723060 | |
Oxygen saturation monitor, MasimoSET, Rad 5 | Masimo, Neuchâtel, Switzerland | 9196 | |
Oxygen saturation monitor, OxiMax N-65 | Covidien LP (formerly Nellcor Puritan Bennett Inc.), Boulder, CO, USA | N65-PDN1 | |
Pentobarbital (100 mg/mL) | Norges Apotekerforening, Oslo, Norway | Pnr 811602 | |
Pipette tips | VWR, PA, USA | 732-2383 | |
Plastic container with holes | Any | Has to allow for circulation of air | |
Printer labels B-492, hvit, 25 mm x 9 mm, 3000 labels | VWR, PA, USA | BRDY805911 | For nunc tubes |
Razor, single use disposable | Any | ||
Rubber gloves | Any | ||
Rubber hot water bottles | Any | ||
Self-inflating silicone pediatric bag 500 ml | Laerdal Medical, Stavanger, Norway | 86005000 | |
Smallbore T-Port Extension Set | B. Braun Melsungen AG, Melsungen, Germany | 471954 | |
Sterile surgical gloves latex, Sempermed supreme | Semperit Technische Produkte Ges.m.b.H., Vienna, Austria | size 7: 822751701 | Different sizes |
Stethoscope | Any | ||
Stopcocks, 3-way, Discofix | B. Braun Melsungen AG, Melsungen, Germany | 16494C | |
Stylet size 3.5 | Any | ||
SunMed Greenlinen laryngoscope blade No 2 | KaWe Medical, Asperg, Germany | ||
Surgical blade, size 15 | Swann Morton LTD, Sheffield England | 205 | |
Surgical forceps | Any | ||
Surgical scissors | Any | ||
Surgical sponges, sterile | Mölnlycke Health Care, Göteborg, Sweden | C0130-3025 | |
Surgical swabs | Mölnlycke Health Care, Göteborg, Sweden | 159860-00 | |
Surgical tape Micropore 2.5 cm x 9.1 m | 3M Norge AS, Lillestrøm, Norway | 153.5 | |
Suture, Monsoft Monofilament Nylon 3-0 | Covidien LP (formerly Nellcor Puritan Bennett Inc.), Boulder, CO, USA | SN653 | |
Suture, Polysorb Braided Absorbable | Covidien LP (formerly Nellcor Puritan Bennett Inc.), Boulder, CO, USA | GL884 | |
Syringe 0.01-1 mL Omnifix F Luer Solo | B. Braun Melsungen AG, Melsungen, Germany | 9161406V | Used for acid base blood sampling. Flush with heparin |
Syringe 10 mL Omnifix Luer Solo | B. Braun Melsungen AG, Melsungen, Germany | 4616103V | |
Syringe 2.5 mL BD Plastipak | Beckton Dickinson S.A., Madrid, Spain | 300185 | Used for blood sampling. Flush with heparinized NaCl |
Syringe 20 mL Omnifix Luer Loc Solo | B. Braun Melsungen AG, Melsungen, Germany | 4617207V | |
Syringe 20 mL Omnifix Luer Solo | B. Braun Melsungen AG, Melsungen, Germany | 4616200V | |
Syringe 5 mL Omnifix Luer Solo | B. Braun Melsungen AG, Melsungen, Germany | 4616057V | |
Syringe 50 mL Omnifix Luer Lock Solo | B. Braun Melsungen AG, Melsungen, Germany | 4617509F | |
Syringe 50 mL Omnifix Luer Solo | B. Braun Melsungen AG, Melsungen, Germany | 4616502F | |
Table drape sheet, asap drytop | Asap Norway AS, Skien, Norway | 83010705 | |
Tape Tensoplast 2.5 cm x 4.5 m | BSN Medical, Essity Medical Solutions, Charlotte, NC, USA | 66005305, 72067-00 | |
Timer | Any | ||
Towels | Any | ||
Transparent IV-fixation | Mediplast AB, Malmö, Sweden | 60902106 | |
Ultrasound gel | Optimu Medical Solutions Ltd. Leeds, UK | 1157 | |
Ultrasound machine, LOGIQ e | GE Healthcare, GE Medical Systems, WI, USA | 5417728-100 | |
Utility drape, sterile | OneMed Group Oy, Helsinki, Finland | 1415-01 | |
Vacuette K3E K3EEDTA 2mL | Greiner Bio-One GmbH, Kremsmünster, Austria | 454222 | |
Venflon Pro Safety 22 G 0.9 mm x 25 mm | Becton Dickinson Infusion Therapy, Helsingborg, Sweden | 393222 | |
Ventilation mask made to fit tightly around a piglet snout | Any | Typically cone shaped | |
Weight | Any |