Summary

カスタムメイド給餌システムを用いたマウスのリズミカルな食物摂取量の操作

Published: December 16, 2022
doi:

Summary

食物摂取のタイミングを制限することは、食事誘発性代謝性疾患を弱めるための有望な介入として浮上しています。この原稿では、マウスのリズミカルな食物摂取量を測定および操作するために社内で構築された効率的なシステムの構築と使用について詳しく説明します。

Abstract

リズミカルな遺伝子発現は概日リズムの特徴であり、適切な時間帯に生体機能のリズム性を促進するために不可欠です。過去数十年にわたる研究は、リズミカルな食物摂取(すなわち、生物が24時間の間に食物を食べる時間)が、全身の様々な器官および組織における遺伝子発現のリズミカルな調節に大きく寄与することを示した。それ以来、リズミカルな食物摂取が健康と生理に及ぼす影響は広く研究されており、活動期に8時間の食物摂取を制限すると、さまざまな肥満食から生じる代謝性疾患が軽減されることが明らかになりました。これらの研究では、動物への食物の配達のタイミングを計るために管理された方法の使用を必要とすることがよくあります。この原稿では、毎日の食物消費量を測定し、マウスのリズミカルな食物摂取量を操作するために社内で構築された、低コストで効率的なシステムの設計と使用について説明しています。このシステムは、ユーザーフレンドリーな取り扱い手順に従って、食品配達に適したケージを構築するために手頃な価格の原材料の使用を伴います。このシステムは、 自由摂取、時間制限、または不整脈スケジュールなどのさまざまな給餌レジメンでマウスに給餌するために効率的に使用でき、高脂肪食を組み込んで行動、生理学、および肥満への影響を研究することができます。野生型(WT)マウスが異なる摂食レジメンにどのように適応するかの説明が提供される。

Introduction

概日時計は種を超えて遍在しており、生物がリズミカルに変化する環境に適応するのに役立つ計時メカニズムを提供します。マスター概日ペースメーカーは視床下部の視交叉上核(SCN)にあります。SCNは主に環境の明暗サイクルに同伴され、ニューロンやホルモンのシグナル、摂食、体温など、複数の手がかりを介して体のほぼすべての細胞に存在する末梢時計を同期させます1,2,3,4,5,6,7,8 .哺乳類では、分子概日時計はヘテロ二量体転写因子CLOCK:BMAL19,10に依存しており、周期(Per1、Per2、およびPer3)およびクリプトクロム(Cry1およびCry2)という名前のコアクロック遺伝子の発現を制御して、概日リズムの生成に重要な転写フィードバックループを開始します9,11,12.分子時計はまた、事実上すべての生物学的機能のリズム性を制御する何千もの遺伝子のリズミカルな転写を調節します13,14,15。哺乳類のゲノムの50%以上が少なくとも1つの組織型でリズミカルに発現しており16,17,18、マウスの肝臓などの組織は、トランスクリプトームの約25%〜30%がリズミカルに発現しています18,19リズミカルな遺伝子発現は、生物の適応度を高めるために、細胞周期制御20、グルコース恒常性21、アミノ酸代謝22などの重要な生物学的プロセスを適切な時間に活性化するために重要です。

過去数十年にわたって、食物摂取が肝臓を含む複数の組織における遺伝子発現のリズムを同調させるための強力な同期合図として作用できることを示唆する証拠が増えています23,24。重要なことに、摂食はSCNまたは明暗サイクル25とは無関係に肝臓のリズムを同調させることが示されており、リズミカルな摂食は分子時計262728293031を関与させることなくリズミカルな遺伝子発現を駆動することができる。マウスの不活性期間(昼間)に限定された摂食は、コアクロック遺伝子および多くのリズム遺伝子の発現の位相を反転させる31。毎日のカロリー摂取量が8〜10時間に制限される栄養介入である時間制限摂食(TRF)は、肥満、高インスリン血症、肝脂肪症、およびメタボリックシンドロームから保護することが示されています32,33。食物摂取量の操作を含む上記のすべての実験では、実験者は適切な時間に食物を届けるための効果的な方法を利用する必要があります。

食品送達の異なる方法が開発されており、いくつかの長所と短所があります2934、3536、373839(表1)。いくつかの自動給餌器は、マウス34における摂食および自発的な車輪走行活動を記録しながら、食物の入手可能性の量、持続時間、およびタイミングを制御するソフトウェアに基づいて動作するように設計された。他のいくつかの方法は、マウスを異なる摂食条件のために異なるケージに入れることを含み、実験者は前提条件の時間38,39に手動で食物ペレットを加える。別のシステムは、空気圧駆動シールドが食品へのアクセスを防止し、時間間隔または食品の質量のいずれかによって制御することができるコンピュータによって制御される自動フィーダシステムを使用する35。これらの方法はすべて、高価で機器の適切な操作のためにある程度のトレーニングを必要とする可能性のあるコンピューター化されたソフトウェアの利用とセットアップを必要とするか、手動で給餌条件を変更するために実験者が特定の時間に立ち会う必要があるため、労働集約的です。コンピュータ化されたシステムには、食品を外に出すレバーやドアの誤動作、食品ペレットがコンセントに詰まっている、ソフトウェアの故障など、さまざまな問題もあります。さらに、ドアやレバーの開放中に発生する可能性のある音は、これらを食物送達に関連付けるようにマウスを条件付けるリスクを提示し、それによって食物操作の効果の解釈を、厳密に食物へのアクセスによるもの、または睡眠/覚醒サイクルなどの他の行動リズムへの影響によるものとして危うくする。この研究の全体的な目標は、これらの前述の問題の多くを軽減するのに役立つ、長期的なリズミカルな食物摂取を操作するための手頃な価格で効率的なシステムを開発することでした。まず、以下に説明する供給装置は、自動化機(表2)と比較して非常に低コストで構築でき、取り扱い、操作、および保守のための高度なトレーニングを必要としません。第二に、給餌システムは、食品の配達中にバックグラウンドホワイトノイズのみを生成し、大きな音を生成しないため、パブロフの条件付けを防ぎます。全体として、この給餌システムは、リズミカルな食物摂取の操作に効率的でありながら、研究者にとって経済的で、よりアクセスしやすく、信頼性があります。

Protocol

すべての動物の被験者は、テキサスA&M大学の施設動物管理および使用委員会(AUP #2022-0050)によって定められたガイドラインに従って使用されます。ここでは、生後2〜4か月の雄と雌の両方のC57BL / 6マウスが使用されます。供給システムを構築するための手順を以下に説明し、装置を構築するために必要な原材料を 材料表で参照する。 1. 給餌システムの構築 ポリ塩化ビニル(PVC)ベースの建設次の寸法に従ってカットされた0.25インチのPVCシートを4枚調達します:4.875インチx4.5インチ。4.875インチx2.125インチ;9.5インチx2.125インチ(2個)。 図 1A に示す測定値を使用して、4.875 インチ x 4.5 インチのベースに 24 時間のタイマーを取り付けるための 4 つの穴を開けます。 図1Aのように、4枚のPVCを接着してベースを取得します。 PVCベースのタイマーの固定タイマーを開いてプラグを取り外します。標準の延長/電気コードを使用して接続します(図1B)。 タイマーをPVCベースに配置して、手順1.1.1でベースに開けた穴に合わせます。1.5インチのネジを使用して、タイマーをPVCベースに固定します。タイマーが平らで、PVCベースで安定していることを確認してください。 タイマーの上部に4つの穴を開け、0.75インチのネジを固定して8コンパートメントの食品容器を保持します(図1B)。システムのベースが完成し、 図1Cのようになります。注意: タイマー全体に穴を開けないでください。 ケージのセットアップ4インチの高さで4インチのPVCチューブ(外径3.5インチ)を切り取ります。パイプの底に約0.5インチの穴を開けて、電気ケーブルを通します。 パイプの上部を研磨して(ルーターや回転工具などを使用して)、食品容器を交換するときにキャップを簡単に取り外せるようにします。 幅が4.5インチを超えるマウスケージを使用し、ホールソーを使用してケージの下部に4.5インチの穴を開けます。注意: 穴の位置は、ケージのセットアップによって異なります(たとえば、ケージの上部とウォーターボトルの位置、ランニングホイールの追加など)。 給餌コンテナのセットアップ図1Dに示すように、4インチの8コンパートメントジュエリーオーガナイザーからフードディスペンサーを作成します。パイプにうまく収まるように容器の縁を切ります。 4インチのPVCパイプキャップを使用し、単一のディスペンサーコンパートメントのサイズに対応する穴を開けて(回転工具など)、一度に8つのコンパートメントの1つだけを露出させる開口部を作成します。タイマーが動くと、開口部は3時間ごとに新しいコンパートメントを露出させます。これで、供給システムコンポーネントを使用する準備が整いました。すべてのケージが設定されると、最終的なセットアップは 図1Eのようになります。 一度に多くの食品容器を輸送するのは面倒な場合があります。輸送を容易にするために、0.25インチのPVCパイプを3本取ります。2つのピースの中央に0.625インチの穴を開け、それらを接着します。次に、 図1Fに示すように、穴に収まり、フードカップの中央を通る細い0.625インチのPVCパイプを使用して、フードカップを積み重ねて輸送を容易にします。 マウスを導入する前に、セットアップを電源コンセントに接続し、記録された時間に1つのコンパートメントにネストレットを配置し、12時間後にネスレットの位置を監視して、タイマーがすぐに回転することを確認することにより、タイマーをテストします。 2.給餌システムの適用 マウスの食物摂取量の連続測定マウスを実験室に移し、部屋に設定された明暗(LD)サイクルに少なくとも1週間、明暗サイクルが3時間以上ずれた場合は2週間順応させます。この実験では、LD 12:12に曝露された生後2〜4か月の男性と女性のC57BL / 6マウスからデータを収集します(n = 7人の男性と4人の女性)。 マウスをフィーダーケージに個々に収容する前にマウスの体重を記録する(体重は午後3:00、すなわち食物交換が行われた時点で記録した)。マウスが水と十分な寝具と小節に 自由 にアクセスできることを確認してください。 フィーダーカップの8つのコンパートメントすべてに1.5 gの食品(日常的に使用されている45 mgのほこりのない精密ペレット)を追加します。フィーダーカップをタイマーの上に置きます。次に、1つのコンパートメントだけが露出するようにフィーダーカップに蓋をし、食品の提示の時間をメモします。4 つのコンパートメントは夜間のポイントを表し、他の 4 つのコンパートメントは日中のポイントを表します。注:過剰な食物提示時に観察された買いだめ行動のため、1.5gが開始食品重量として最適化されました。マウスは、フードカップの蓋の上またはケージ内の寝具のいずれかにペレットを蓄える傾向があります。これにより、データが歪んで誤解が生じます。オスのマウスは、コンパートメントあたり1.5 g以下を与えた場合、ペレットを蓄えません。女性は男性よりも食べ物を蓄える傾向がありますが、これはマウス固有であり、コンパートメントごとに1 gのペレットを提供すると弱めることができます。 毎日同時に食べ物を交換し、各コンパートメントに残っているペレットの数を数えて、消費された食べ物の量を計算します。1週間の摂食プロファイルを監視して、 自由摂取を与えられたマウスのベースライン摂食プロファイルを取得します。 すべてのコンパートメントで消費される食物に基づいて、各マウスの毎日の平均食物消費量を計算します(図2)。 高脂肪食(HFD)治療注:この給餌システムは、代謝性疾患に対するHFDの効果を研究するためにも使用でき、最終的には時間制限のある給餌スケジュールに使用できます。HFDは正確なサイズと重量のペレットとして市販されておらず、供給用のペレットは通常0.5インチのペレットとして調達されます。HFDペレットをきれいな表面または透明なフィルムに置き、かみそりの刃を使用して均一なサイズの6〜7個の小さな断片にカットします。上記のセクション2.1で使用されている通常のチャウペレットに似せるように、ペレットを十分に小さくカットします。注:マウスはケージに大きなペレットを蓄える傾向があり、消費される食物の誤算につながります。 カットされたHFD片1.5 gを量り、8つの食品コンパートメントのそれぞれに入れます。一日おきに食品を交換するには、コンパートメントあたり1.5 gのHFDで十分です。 実験の必要性に従って毎日または隔日で食べ物を交換し、残っている食べ物の重量を記録します。 与えられた食物の初期量から食物の残りの重量を差し引くことによって消費される食物の量を計算します。このプロセスを1週間にわたって繰り返して、HFD食物摂取量のベースラインを取得します(図2)。 オスマウスを夜間制限(NR)食に順応させる手順2.1.1〜2.1.4に従って、 自由 摂取のベースラインを取得します。この実験では、LD 12:12(n = 18人の男性)に曝露された生後2〜4か月の雄C57BL / 6マウスからデータを収集します。 自由食の3〜7日後、マウスを一日区画内のペレットの数を徐々に減少させることによって移行食に入れる。これを行うには、移行の1日目にコンパートメントあたり5つのペレット(コンパートメントあたり0.225 g)、2日目に3つのペレット(コンパートメントあたり0.135 g)、3日目に1つのペレット(コンパートメントあたり0.045 g)があり、その後は何もせずに、夜間制限食でマウスを完全に移行させます。注意: マウスがカロリー制限されていないことを確認してください。 自由摂取 ベースラインに基づいてコンパートメントあたりのマウスの毎日の食物消費量を平均し、同じ量の食物を与えて、4泊の区画にのみ分配します。 マウスが夜間制限レジメンに適応した後、2週間食物摂取量を監視し続けます。この期間中、各マウスに与える食物の量を、その総食物消費量に合わせて調整します(図3A)。通常、マウスが2泊連続ですべての食べ物を食べるときに、食物ペレット(4つの夜間区画のそれぞれに1つのペレット)を追加します。 2週間の終わりにマウスの体重を量り、摂食レジメンによる体重の変化を監視します。この期間の終わりに、マウスをイソフルランで麻酔し、断頭によって安楽死させる。組織を収集し、摂食パラダイムによる日々の変化についてそれらを分析します。 雄マウスを不整脈(AR)食に順応させる手順2.1.1〜2.1.4に従って、 自由 摂取のベースラインを取得します。この実験では、LD 12:12(n = 18人の男性)に曝露された生後2〜4か月の雄C57BL / 6マウスからデータを収集します。 1週間 の自由 食の後、1日あたりの平均食物消費量を計算し、その数を8で割って、各コンパートメントで提供される食物の量を求めます。マウスが一日を通して8つのコンパートメントすべてで同じ量の食物を確実に得ることによって、AR摂食を達成します。 次いで、マウスを移行食に乗せ、3〜5日間かけて、区画当たりに与えられる食物の量を徐々に減少させ、最終的に食物摂取の任意のリズムを廃止する( 図3Bに示されるように)。ARダイエット中は、マウスが8つのコンパートメントのそれぞれで1日の食物摂取量の1/8にアクセスできるようにし、3時間ごとに食物にアクセスできるようにします。マウスがカロリー制限されていないことを確認してください。 マウスをAR食で2週間以上維持する(図3B)。 ARダイエット中は、マウスが数個のペレット(通常は5未満)しか残らないように、毎日食べ物を調整してください。これにより、マウスは適切な量の食物を摂取し、カロリー制限を受けなくなります。食物摂取のリズムを引き起こさないように、8つのコンパートメントすべてでペレットを減らすか追加するか、2つの反対側のコンパートメントでペレットを減らすか追加することによって調整します。注:ARダイエットの下で与えられたマウスは、ZT3からZT9の間(点灯後3時間から9時間の間)にほぼ独占的に食物を残しますが、夜に空腹であり、次のコンパートメントにアクセスするためにフードディスペンサーを噛みます。それにもかかわらず、AR給餌マウスはカロリー制限されておらず、実際、時間の経過とともにNR給餌マウスよりも体重が増えます。 2週間の終わりにマウスの体重を量り、摂食レジメンによる体重の変化を監視します。この期間の終わりに、マウスをイソフルランで麻酔し、断頭によって安楽死させる。組織を収集し、摂食パラダイムによる日々の変化についてそれらを分析します。

Representative Results

上記の摂食システムは、マウスにおけるリズミカルな食物摂取の長期操作に使用することができる。このシステムは基本的に、3時間ごとに新しい食物コンパートメントをマウスに公開し、研究者がすべてのコンパートメントの食物を特異的に操作できるようにします。1つのアプリケーションは、24時間にわたる食物摂取量のプロファイルを分析することでした。データは、通常の固形飼料 を自由に 与えられたWTマウスが夜間に食物の約75%を食べることを示しています(図2A)。さらに、日中に食べられる食べ物のほとんどは、消灯前の3時間以内に発生します。 HFDを 自由摂取 したマウスは、おそらくHFDの新規性のために、曝露の最初の2日間により多くの食物を食べました(図2A)。2日後、HFD摂取量はリズミカルなままでしたが、通常の固形飼料 を自由に給餌した場合と比較して振幅が減少しました。オスとメスの両方のWTマウスにHFDを与えたが、メスのマウスは給餌装置の蓋とケージに大量の餌を蓄えているのに対し、オスは目立った買いだめを示さなかった。上記のように、食品を買いだめすると、食品消費量の計算が誤ってなり、データの誤った解釈につながる可能性があります。さらに、メスのマウスは、特に夜間コンパートメントで、フードカップのプラスチックの縁に頻繁に噛みつきました。雄マウスは、正常固形飼料の自由 摂取 の1週間後およびHFDの1週間後に有意な体重増加を示した(図2E)。同様の傾向が雌マウスでも観察されましたが、おそらく雄と比較して使用される雌の数が少ないため、有意なp値に達しませんでした。 NR食に移行したマウスは、最初の3〜5週間はカロリー摂取量を大幅に減少させることなく、夜間のみ毎日の総カロリーを食べます(図3A)。NRスケジュールへのより長い曝露は、他の場所に記載されているように、自由摂取を与えられたマウスと比較して、毎日の平均カロリー摂取量を10%〜15%減少させます34。AR食に移行したマウスは、1日の総カロリーを1日を通して等量で消費し、毎日の食物摂取のリズムを劇的に低下させました(図3B)。NR給餌スケジュールに関しては、カロリー摂取量の1日平均は、曝露の最初の3〜5週間のAR給餌スケジュールの影響を受けませんが、曝露が長くなると減少します。マウスは、NR(図3C)およびARスケジュール(図3C)の後に体重増加を示した。 図1:供給装置システムの設計と構築 。 (A)供給システムのPVCベースの寸法、およびタイマーを固定するために穴を開ける必要がある場所の説明。(B)ワイヤーを転用し、フードカップを配置するためのネジで穴を開ける前後の24時間のタイマー。(C)組み立てられた灰色のベースとタイマー、および4インチのPVCパイプ。(D)外縁をトリミングした後の8コンパートメントのフードカップ。(E)一度に1つのコンパートメントしかアクセスできないように、フードカップが4インチのキャップで覆われたケージの最終セットアップ。(F)実験中の複数のフードカップの輸送。 この図の拡大版を表示するには、ここをクリックしてください。 図2:異なる食事法の下での摂食プロファイル 。 (A)通常の固形飼料(NC)を7日間、高脂肪食(HFD)をさらに7日間 自由 摂取させた雄性WTマウスの摂食プロファイル。色付きの線は個々のマウスプロファイル(n=7)を表し、黒い線は7匹のマウスの平均±SEMを示す。(B)スライス前後の高脂肪食。(C)SEM±3時間ごとの食物摂取量の1日平均(n = 7)。平均は、NCまたはHFD給餌スケジュールのいずれかの過去5日間にわたって計算されました。(D)NCまたはHFDを与えられたマウスの昼と夜の食物摂取量の平均(左)と割合(右)。値はSEM±7匹のマウスの平均を表し、NCまたはHFD給餌スケジュールのいずれかの過去5日間の食物摂取データを使用して計算された。* P < 2つのグループ間で0.05(対応のある t検定)。(e)NCの1週間後およびHFDの1週間後の実験に用いたマウスの平均体重。男性(左)と女性(右)のデータは、2つのグループ間で* p < 0.05で示されています(対応のある t検定)。 この図の拡大版を表示するには、ここをクリックしてください。 図3:食物摂取の毎日のリズムの操作 。 (A)通常の固形飼料を2日間 自由摂取 し、3日間夜間制限(NR)給餌体制に移行し、NR給餌下で8日間維持した雄性WTマウスの摂食プロファイル。色付きの線は個々のマウスプロファイル(n=18)を表し、黒い線は18匹のマウスの平均±SEMを示す。灰色のアスタリスクは、タイマーが回転を停止したその1日に、そのマウスのタイマーが誤動作していることを示します。(B)通常の固形飼料を2日間 自由摂取 し、1日間不整脈(AR)給餌体制に移行し、AR給餌下で8日間維持した雄WTマウスの摂食プロファイル。色付きの線は個々のマウスプロファイル(n = 18)を表し、黒い線は18匹のマウスの平均±SEMを示します。(C)NRおよびAR食への2週間の曝露後の実験に使用したマウスの平均体重。データは、2つのグループ間で* p<0.05で示されます(対応のある t検定)。 この図の拡大版を表示するには、ここをクリックしてください。 表1:既存の給餌システムの長所と短所。 食物摂取の操作に使用されるさまざまな給餌システムを強調し、各システムの長所と短所を簡単に説明した表。 この表をダウンロードするには、ここをクリックしてください。 表2:供給システムの構築に必要な材料のコスト。 この論文に記載されている給餌システムの建設に必要なアイテムのコストと、ケージあたりの建設コストの見積もりをリストした表。 この表をダウンロードするには、ここをクリックしてください。

Discussion

摂食リズムの操作と生理機能への影響について、過去数十年にわたって広範な研究が行われてきました。ここで説明する給餌システムの構築と利用は、食物摂取を操作するための効率的な方法として使用できます。このプロトコルは、システムの主要コンポーネントとして、共通の24時間タイマーと8コンパートメントオーガナイザーとして設計されたフードカップを利用しています。ケージは、簡単にアクセスできるいくつかのツールを使用して簡単に構築でき、システムの取り扱いはユーザーフレンドリーです。リズミカルな食物摂取量を操作するようにシステムを適応させるためのプロトコルの重要な側面のいくつかには、タイマーが24時間にわたって回転するので、食物カップの毎日の交換、残りの食物の手動カウントまたは計量、およびAR給餌のためのペレット数の毎日の調整が含まれる。典型的には、プラスチックの削りくずは、マウスが空腹で十分な食物を得ていないときに見られる。この問題は、プラスチックの削りくずが見られなくなるまで、給餌レジメンに従う食品ペレットをさらにいくつか追加することで修正できます。毎日の食事を調整する必要があるAR給餌の場合、食物摂取のリズムを誘発しないように注意する必要があります(図3B)。したがって、マウスを不整脈的に摂食させ続けるために、全体を通して反対側のコンパートメントにあるペレットを加算または減算することが好ましい。

このシステムは、マウスがプラスチックを噛むのを防ぐためにエポキシの層でフードカップをコーティングすることでさらに改善でき、フードカップの寿命を延ばすことができます。フードカップを配置するためのタイマーの表面を変更して、フードカップがタイマー上で平らで安定するようにすることもできます。これにより、タイマーが不均等に配置されることによって引き起こされるタイマーの偶発的な停止を防ぐことができます。フードカップなどのケージコンポーネントのいくつかは、コストを削減するために3Dプリントし、研究者の好みに合わせてカスタムメイドすることもできます。これには、8つ以上のコンパートメントを備えたフードカップを含めることができ、現在の3時間のウィンドウよりも優れた時間分解能を提供できます。

非常に効率的ですが、このシステムには労働集約的であるなどのいくつかの制限があり、研究者は24時間ごとにフードカップを交換する必要があり、残りのフードを手動でカウント/計量する必要があります。さらに、タイマーは、潜在的な問題や動作を停止したかどうかを特定するために、時々監視する必要があります。これは、摂食後に残っている食物ペレットを数えながら達成することができる(例えば、いくつかのマウスが少数の区画でのみ食物を食べ、いくつかの区画を手つかずのままにしたかどうかを決定することによって)。このシステムの別の制限は、雌で行われたいくつかの実験では、雄のマウスよりも食べ物を蓄え、プラスチックを噛む傾向があることが示されたため、雌のマウスではうまく機能しない可能性があることです。

それにもかかわらず、この給餌システムは、食物摂取を操作するのに非常に効果的であり、構築、操作、保守が容易であり、市場に存在する高価な自動給餌器と比較して安価である。研究者の要件に合わせて簡単に適応および変更でき、システムを操作するための特別なトレーニングは必要ありません。重要なことに、タイマーは少量の一定のホワイトノイズしか生成しないため、マウスは音を食物の入手可能性と関連付けることができません。

要約すると、この論文では、マウスの毎日の食物消費量を監視するために使用でき、時間制限給餌、不整脈給餌、高脂肪食での給餌などのさまざまなパラダイムでマウスに給餌するように適応できる革新的な給餌システムについて説明します。このシステムは、リズミカルな食物摂取とその生理機能への影響の分野で重要な質問に対処するために使用できるツールのリストに追加されます。

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

この作業は、NIH/NIDDK(J.S.Mへ)からの助成金R01DK128133とテキサスA&M大学からのスタートアップ資金によって財政的に支援されました。

Materials

#6 x 0.75 inch Phillips Pan Head Stainless Steel Sheet Metal Screw (50-Pack) Everbilt #800172
#8 x 1.5 inch Phillips Pan Head Zinc Plated Sheet Metal Screw (100-Pack) Everbilt  #801622
0.25 inch gray PVC sheet (24 inch x 48 inch) USPlastic #45088
4 inch PVC pipe (10 ft) Home Depot #531103
45 mg dustless precision pellets Bio-Serv #F0165
6 ft. Extension Cord HDX HD#145-017
Food container (eight-compartment jewelry organizer)  JewelrySupply #PB8301
Indoor Basic Timer General Electric #15119
Oatey 4 inch ABS Pipe Test Cap with Knockout Home Depot #39103D
Rodent Diet with 45 kcal% fat (with red dye) Research Diets #D12451

References

  1. Boothroyd, C. E., Wijnen, H., Naef, F., Saez, L., Young, M. W. Integration of light and temperature in the regulation of circadian gene expression in Drosophila. PLoS Genetics. 3 (4), 0492-0507 (2007).
  2. Brown, S. A., Zumbrunn, G., Fleury-Olela, F., Preitner, N., Schibler, U. Rhythms of mammalian body temperature can sustain peripheral circadian clocks. Current Biology. 12 (18), 1574-1583 (2002).
  3. Buhr, E. D., Yoo, S. H., Takahashi, J. S. Temperature as a universal resetting cue for mammalian circadian oscillators. Science. 330 (6002), 379-385 (2010).
  4. Kawamoto, T., et al. Effects of fasting and re-feeding on the expression of Dec, Per1, and other clock-related genes. Journal of Biochemistry. 140 (3), 401-408 (2006).
  5. Lamia, K. A., Storch, K. F., Weitz, C. J. Physiological significance of a peripheral tissue circadian clock. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 105 (39), 15172-15177 (2008).
  6. Oosterman, J. E., Kalsbeek, A., La Fleur, S. E., Belsham, D. D. Impact of nutrients on circadian rhythmicity. American Journal of Physiology – Regulatory Integrative and Comparative Physiology. 308 (5), 337-350 (2015).
  7. Pitts, S. N., Perone, E., Silver, R. Food-entrained circadian rhythms are sustained in arrhythmic Clk/Clk mutant mice. American Journal of Physiology – Regulatory Integrative and Comparative Physiology. 285, 57-67 (2003).
  8. Sheward, W. J., et al. Entrainment to feeding but not to light: Circadian phenotype of VPAC 2 receptor-null mice. Journal of Neuroscience. 27 (16), 4351-4358 (2007).
  9. Gekakis, N., et al. Role of the CLOCK protein in the mammalian circadian mechanism. Science. 280 (5369), 1564-1569 (1998).
  10. King, D. P., et al. Positional cloning of the mouse circadian Clock gene. Cell. 89 (4), 641-653 (1997).
  11. Kume, K., et al. mCRY1 and mCRY2 are essential components of the negative limb of the circadian clock feedback loop. Cell. 98 (2), 193-205 (1999).
  12. Shearman, L. P., et al. Interacting molecular loops in the mammalian circadian clock. Science. 288 (5468), 1013-1019 (2000).
  13. Beytebiere, J. R., et al. Tissue-specific BMAL1 cistromes reveal that rhythmic transcription is associated with rhythmic enhancer-enhancer interactions. Genes and Development. 33 (5-6), 294-309 (2019).
  14. Menet, J. S., Pescatore, S., Rosbash, M. CLOCK: BMAL1 is a pioneer- like transcription factor. Genes and Development. 28 (1), 8-13 (2014).
  15. Koike, N., et al. Transcriptional architecture and chromatin landscape of the core circadian clock in mammals. Science. 338 (6105), 349-354 (2012).
  16. Mure, L. S., et al. Diurnal transcriptome atlas of a primate across major neural and peripheral tissues. Science. 359 (6381), (2018).
  17. Ruben, M. D., et al. A database of tissue-specific rhythmically expressed human genes has potential applications in circadian medicine. Science Translational Medicine. 10 (458), 1-8 (2018).
  18. Zhang, R., Lahens, N. F., Ballance, H. I., Hughes, M. E., Hogenesch, J. B. A circadian gene expression atlas in mammals: Implications for biology and medicine. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 111 (45), 16219-16224 (2014).
  19. Menet, J. S., Rodriguez, J., Abruzzi, K. C., Rosbash, M. Nascent-Seq reveals novel features of mouse circadian transcriptional regulation. eLife. 2012 (1), 1-25 (2012).
  20. Miller, B. H., et al. Circadian and CLOCK-controlled regulation of the mouse transcriptome and cell proliferation. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 104 (9), 3342-3347 (2007).
  21. Cailotto, C., et al. The suprachiasmatic nucleus controls the daily variation of plasma glucose via the autonomic output to the liver: Are the clock genes involved. European Journal of Neuroscience. 22 (10), 2531-2540 (2005).
  22. Eckel-Mahan, K. L., et al. Coordination of the transcriptome and metabolome by the circadian clock. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 109 (14), 5541-5546 (2012).
  23. Damiola, F., et al. Restricted feeding uncouples circadian oscillators in peripheral tissues from the central pacemaker in the suprachiasmatic nucleus. Genes and Development. 14 (23), 2950-2961 (2000).
  24. Saini, C., et al. Real-time recording of circadian liver gene expression in freely moving mice reveals the phase-setting behavior of hepatocyte clocks. Genes and Development. 27 (13), 1526-1536 (2013).
  25. Stokkan, K. A., Yamazaki, S., Tei, H., Sakaki, Y., Menaker, M. Entrainment of the circadian clock in the liver by feeding. Science. 291 (5503), 490-493 (2001).
  26. Atger, F., et al. Circadian and feeding rhythms differentially affect rhythmic mRNA transcription and translation in mouse liver. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 112 (47), 6579-6588 (2015).
  27. Greenwell, B. J., et al. Rhythmic food intake drives rhythmic gene expression more potently than the hepatic circadian clock in mice. Cell Reports. 27 (3), 649-657 (2019).
  28. Izumo, M., et al. Differential effects of light and feeding on circadian organization of peripheral clocks in a forebrain Bmal1 mutant. eLife. 3, 04617 (2014).
  29. Mange, F., et al. Diurnal regulation of RNA polymerase III transcription is under the control of both the feeding-fasting response and the circadian clock. Genome Research. 27 (6), 973-984 (2017).
  30. Van Der Veen, D. R., et al. Impact of behavior on central and peripheral circadian clocks in the common vole Microtus arvalis, a mammal with ultradian rhythms. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 103 (9), 3393-3398 (2006).
  31. Vollmers, C., et al. Time of feeding and the intrinsic circadian clock drive rhythms in hepatic gene expression. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 106 (50), 21453-21458 (2009).
  32. Chaix, A., Lin, T., Le, H. D., Chang, M. W., Panda, S. Time-Restricted feeding prevents obesity and metabolic syndrome in mice lacking a circadian clock. Cell Metabolism. 29 (2), 303-319 (2019).
  33. Hatori, M., et al. Time-restricted feeding without reducing caloric intake prevents metabolic diseases in mice fed a high-fat diet. Cell Metabolism. 15 (6), 848-860 (2012).
  34. Acosta-Rodríguez, V. A., de Groot, M. H. M., Rijo-Ferreira, F., Green, C. B., Takahashi, J. S. Mice under caloric restriction self-impose a temporal restriction of food intake as revealed by an automated feeder system. Cell Metabolism. 26 (1), 267-277 (2017).
  35. Chung, H., et al. Time-restricted feeding improves insulin resistance and hepatic steatosis in a mouse model of postmenopausal obesity. Metabolism: Clinical and Experimental. 65 (12), 1743-1754 (2016).
  36. Sen, S., et al. Ultradian feeding in mice not only affects the peripheral clock in the liver, but also the master clock in the brain. Chronobiology International. 34 (1), 17-36 (2017).
  37. Xie, X., et al. Natural food intake patterns do not synchronize peripheral clocks. BMC Biology. 18 (160), 1-11 (2020).
  38. Swamy, S., et al. Circadian disruption of food availability significantly reduces reproductive success in mice. Hormones and Behavior. 105, 177-184 (2018).
  39. Xin, H., et al. Protocol for setup and circadian analysis of inverted feeding in mice. STAR Protocols. 2 (3), 100701 (2021).

Play Video

Cite This Article
Sahasrabudhe, A., Guy, C. R., Greenwell, B. J., Menet, J. S. Manipulation of Rhythmic Food Intake in Mice Using a Custom-Made Feeding System. J. Vis. Exp. (190), e64624, doi:10.3791/64624 (2022).

View Video