JoVE Journal > Biology
Summary
Abstract
Introduction
Protocol
Results
Discussion
Disclosures
Acknowledgements
Materials
References
français

Automatically Generated
Please note that all translations are automatically generated. Click here for the English version.
Biology

Manipulation de l’apport alimentaire rythmique chez la souris à l’aide d’un système d’alimentation sur mesure

Published: December 16, 2022
doi:
10.3791/64624
, , ,
1Department of Biology,Texas A&M University, 2Center for Biological Clocks Research,Texas A&M University, 3Interdisciplinary Program of Genetics,Texas A&M University

Summary

La restriction du moment de la prise alimentaire est apparue comme une intervention prometteuse pour atténuer les maladies métaboliques induites par l’alimentation. Ce manuscrit détaille la construction et l’utilisation d’un système efficace construit en interne pour mesurer et manipuler l’apport alimentaire rythmique chez la souris.

Abstract

L’expression rythmique des gènes est une caractéristique du rythme circadien et est essentielle pour stimuler la rythmicité des fonctions biologiques au moment approprié de la journée. Des études menées au cours des dernières décennies ont montré que l’apport alimentaire rythmique (c’est-à-dire le moment auquel les organismes mangent de la nourriture pendant la journée de 24 heures) contribue de manière significative à la régulation rythmique de l’expression des gènes dans divers organes et tissus du corps. Les effets de l’apport alimentaire rythmique sur la santé et la physiologie ont été largement étudiés depuis et ont révélé que la restriction de l’apport alimentaire pendant 8 heures pendant la phase active atténue les maladies métaboliques résultant d’une variété de régimes obésogènes. Ces études nécessitent souvent l’utilisation de méthodes contrôlées pour chronométrer la livraison de nourriture aux animaux. Ce manuscrit décrit la conception et l’utilisation d’un système peu coûteux et efficace, construit en interne pour mesurer la consommation alimentaire quotidienne ainsi que pour manipuler l’apport alimentaire rythmique chez la souris. Ce système implique l’utilisation de matières premières abordables pour construire des cages adaptées à la livraison de nourriture, en suivant une procédure de manipulation conviviale. Ce système peut être utilisé efficacement pour nourrir les souris selon différents régimes alimentaires tels que ad libitum, les horaires limités dans le temps ou arythmiques, et peut incorporer un régime riche en graisses pour étudier son effet sur le comportement, la physiologie et l’obésité. Une description de la façon dont les souris de type sauvage (WT) s’adaptent aux différents régimes alimentaires est fournie.

Introduction

L’horloge circadienne est omniprésente chez les espèces et fournit un mécanisme de chronométrage qui aide les organismes à s’adapter à leur environnement changeant rythmiquement. Le stimulateur circadien maître est situé dans le noyau suprachiasmatique (NSC) de l’hypothalamus. Le SCN est principalement entraîné par le cycle lumière-obscurité de l’environnement et synchronise les horloges périphériques présentes dans presque toutes les cellules du corps via de multiples signaux, y compris les signaux neuronaux et hormonaux, l’alimentation et la température corporelle 1,2,3,4,5,6,7,8 . Chez les mammifères, l’horloge circadienne moléculaire repose sur le facteur de transcription hétérodimérique CLOCK: BMAL1 9,10, qui contrôle l’expression des gènes de l’horloge centrale nommés Period (Per1, Per2 et Per3) et Cryptochrome (Cry1 et Cry2) pour initier une boucle de rétroaction transcriptionnelle essentielle à la génération de rythmes circadiens 9,11,12 . L’horloge moléculaire régule également la transcription rythmique de milliers de gènes qui contrôlent la rythmicité de pratiquement toutes les fonctions biologiques13,14,15. Plus de 50% du génome chez les mammifères est exprimé rythmiquement dans au moins un type de tissu 16,17,18, et les tissus tels que le foie chez la souris ont environ 25%-30% de leur transcriptome exprimé rythmiquement18,19. L’expression rythmique des gènes est cruciale pour activer des processus biologiques importants tels que le contrôle du cycle cellulaire20, l’homéostasie du glucose 21 et le métabolisme des acides aminés22 au bon moment de la journée afin d’améliorer la condition physique de l’organisme.

Au cours des dernières décennies, il y a eu de plus en plus de preuves suggérant que l’apport alimentaire peut agir comme un puissant signal de synchronisation pour entraîner les rythmes dans l’expression des gènes dans plusieurs tissus, y compris le foie23,24. Il est important de noter qu’il a été démontré que l’alimentation entraîne les rythmes dans le foie indépendamment du NSC ou du cycle lumière-obscurité25, et que l’alimentation rythmique peut conduire l’expression rythmique des gènes sans impliquer l’horloge moléculaire 26,27,28,29,30,31. L’alimentation limitée à la période d’inactivité des souris (diurne) inverse la phase d’expression des gènes de l’horloge centrale et de nombreux gènes rythmiques31. Il a été démontré que l’alimentation limitée dans le temps (TRF), qui est une intervention nutritionnelle où l’apport calorique quotidien est limité à une période de 8 à 10 h, protège contre l’obésité, l’hyperinsulinémie, la stéatose hépatique et le syndrome métabolique32,33. Toutes les expériences ci-dessus impliquant la manipulation de l’apport alimentaire exigent que l’expérimentateur utilise des méthodes efficaces pour livrer de la nourriture au bon moment de la journée.

Différentes méthodes de livraison de nourriture ont été développées, présentant plusieurs avantages et inconvénients 29,34,35,36,37,38,39 (tableau 1). Certaines mangeoires automatisées ont été conçues pour fonctionner à partir d’un logiciel qui contrôle la quantité, la durée et le moment de la disponibilité de la nourriture tout en enregistrant l’alimentation et l’activité volontaire de roulage chez les souris34. Quelques autres méthodes impliquent que les souris soient placées dans différentes cages pour différentes conditions d’alimentation, l’expérimentateur ajoutant manuellement des granulés alimentaires au moment requis38,39. Un autre système utilise un système d’alimentation automatisé contrôlé par un ordinateur où un bouclier pneumatique empêche l’accès aux aliments et qui peut être contrôlé soit par intervalles de temps, soit par masse de nourriture35. Toutes ces méthodes nécessitent soit l’utilisation et la configuration d’un logiciel informatisé qui peut être coûteux et nécessiter une certaine formation pour le bon fonctionnement de l’instrument, soit nécessitent beaucoup de main-d’œuvre car l’expérimentateur doit être présent à des moments précis pour modifier manuellement les conditions d’alimentation. Les systèmes informatisés ont également leur lot de problèmes, notamment un dysfonctionnement des leviers ou des portes qui laissent sortir la nourriture, des granulés alimentaires coincés dans les prises et une panne logicielle. De plus, le son qui peut être produit lors de l’ouverture des portes ou des leviers présente le risque de conditionner les souris à les associer à la livraison de nourriture, compromettant ainsi l’interprétation des effets de la manipulation des aliments comme étant strictement dus à l’accès à la nourriture ou à des effets sur d’autres rythmes comportementaux tels que le cycle veille/sommeil. L’objectif global de cette étude était de développer un système abordable et efficace pour manipuler l’apport alimentaire rythmique à long terme qui aiderait à atténuer bon nombre de ces problèmes susmentionnés. Tout d’abord, l’appareil d’alimentation qui a été mis au point et qui est décrit ci-dessous peut être construit à un coût très minime par rapport aux machines automatisées (tableau 2) et ne nécessite pas de formation sophistiquée pour la manipulation, le fonctionnement et l’entretien. Deuxièmement, le système d’alimentation ne produit qu’un bruit blanc de fond et aucun son fort pendant la livraison de la nourriture, empêchant ainsi le conditionnement pavlovien. Dans l’ensemble, ce système d’alimentation est économique, plus accessible et plus fiable pour les chercheurs tout en étant efficace dans la manipulation de l’apport alimentaire rythmé.

Protocol

Tous les sujets animaux sont utilisés conformément aux directives établies par le Comité institutionnel de soin et d’utilisation des animaux de l’Université Texas A & M (AUP # 2022-0050). Les souris C57BL/6 mâles et femelles âgées de 2 à 4 mois sont utilisées ici. La procédure de construction du système d’alimentation est décrite ci-dessous, et les matières premières nécessaires à la construction de l’appareil sont référencées dans le tableau des matériaux. 1. Construction du système d’alimentation Construction d’une base en polychlorure de vinyle (PVC)Procurez-vous quatre morceaux de feuilles de PVC de 0,25 pouce coupées selon les dimensions suivantes : 4,875 pouces x 4,5 pouces; 4,875 pouces x 2,125 pouces; 9,5 pouces x 2,125 pouces (deux pièces). Percez quatre trous dans la base de 4,875 pouces x 4,5 pouces pour fixer une minuterie de 24 heures en utilisant les mesures fournies à la figure 1A. Collez les quatre morceaux de PVC pour obtenir la base comme dans la figure 1A. Fixation de la minuterie sur la base en PVCOuvrez la minuterie pour retirer la fiche. Effectuez une connexion à l’aide d’une rallonge/cordon électrique standard (Figure 1B). Placez la minuterie sur la base en PVC pour l’aligner avec les trous percés sur la base à l’étape 1.1.1. Utilisez des vis de 1,5 pouce pour fixer la minuterie sur la base en PVC. Assurez-vous que la minuterie est à plat et stable sur la base en PVC. Percez quatre trous sur le dessus de la minuterie et fixez des vis de 0,75 pouce pour maintenir le contenant alimentaire à huit compartiments (Figure 1B). La base du système est complète et ressemble à la figure 1C.ATTENTION : Ne percez pas les trous dans toute la minuterie. Mise en cageCoupez un tube en PVC de 4 pouces (diamètre externe de 4,5 pouces) à une hauteur de 3,125 pouces. Percez un trou d’environ 0,5 pouce au bas du tuyau pour laisser passer le câble électrique. Poncez le haut du tuyau (p. ex., à l’aide d’une toupie ou d’un outil rotatif) pour permettre de retirer facilement le bouchon lors du changement du contenant alimentaire. Utilisez une cage à souris d’une largeur supérieure à 4,5 pouces et coupez un trou de 4,5 pouces au fond de la cage à l’aide d’une scie à trou.REMARQUE : L’emplacement du trou dépend de la configuration de la cage (p. ex., emplacement du dessus de la cage et de la bouteille d’eau, ajout d’une roue de roulement, etc.). Configuration du conteneur d’alimentationFabriquez un distributeur de nourriture à partir d’un organisateur de bijoux à huit compartiments de 4 pouces, comme illustré à la figure 1D. Coupez le bord du récipient de manière à ce qu’il s’insère bien dans le tuyau. Utilisez un bouchon de tuyau en PVC de 4 pouces et percez un trou correspondant à la taille d’un seul compartiment de distributeur (par exemple, avec un outil rotatif) pour créer une ouverture qui n’expose qu’un seul des huit compartiments à la fois. Au fur et à mesure que la minuterie se déplace, l’ouverture expose un nouveau compartiment toutes les 3 heures. Les composants du système d’alimentation sont maintenant prêts à être utilisés. Une fois toutes les cages installées, la configuration finale ressemble à celle illustrée à la figure 1E. Le transport de nombreux contenants alimentaires à la fois peut être fastidieux. Pour faciliter le transport, prenez trois morceaux de tuyau en PVC de 0,25 pouce. Percez un trou de 0,625 pouce au centre de deux pièces et collez-les ensemble. Ensuite, utilisez un tuyau étroit en PVC de 0,625 pouce qui s’insère dans le trou et au centre des gobelets alimentaires pour empiler les gobelets de nourriture afin de faciliter leur transport, comme illustré à la figure 1F. Testez les minuteries avant d’introduire les souris en branchant l’installation sur les prises de courant, en plaçant un morceau de nestlet dans un compartiment à une heure enregistrée et en surveillant la position de la nestlet 12 heures plus tard pour vous assurer que la minuterie tourne rapidement. 2. Application du système d’alimentation Mesure continue de l’apport alimentaire chez la sourisTransférer les souris dans la salle expérimentale et les acclimater au cycle lumière-obscurité (LD) défini dans la pièce pendant au moins 1 semaine et pendant 2 semaines si le cycle lumière-obscurité est décalé de plus de 3 heures. Pour cette expérience, les données sont recueillies auprès de souris C57BL/6 mâles et femelles âgées de 2 à 4 mois exposées à la DL 12:12 (n = 7 mâles et 4 femelles). Enregistrer le poids des souris avant de les loger individuellement dans les cages d’alimentation (les poids ont été enregistrés à 15h00, c’est-à-dire au moment où les changements de nourriture ont été effectués). Assurez-vous que les souris ont un accès ad libitum à de l’eau et suffisamment de litière et de nidification. Ajouter 1,5 g de nourriture (couramment utilisé 45 mg de granulés de précision sans poussière) dans les huit compartiments de la gobelet d’alimentation. Placez la gobelet d’alimentation sur la minuterie. Ensuite, placez le couvercle sur le gobelet d’alimentation de manière à ce qu’un seul compartiment soit exposé et notez l’heure de la présentation des aliments. Quatre compartiments représentent les points nocturnes et les quatre autres représentent les points de jour.REMARQUE: En raison du comportement de thésaurisation observé lors de la présentation excessive de la nourriture, 1,5 g a été optimisé comme poids de départ de l’aliment. Les souris ont tendance à accumuler des granulés soit sur le dessus des couvercles des gobelets de nourriture, soit dans la litière de la cage. Cela fausse les données, ce qui conduit à une mauvaise interprétation. Les souris mâles n’accumulent pas de granulés lorsqu’elles sont nourries avec 1,5 g ou moins par compartiment. Les femelles ont tendance à accumuler plus de nourriture que les mâles, mais cela est spécifique à la souris et peut être atténué si vous fournissez 1 g de granulés par compartiment. Changez les aliments tous les jours à la même heure et comptez le nombre de granulés restant dans chaque compartiment pour calculer la quantité de nourriture consommée. Surveillez le profil d’alimentation pendant une semaine pour obtenir un profil d’alimentation de base des souris nourries ad libitum. En fonction des aliments consommés dans chaque compartiment, calculez la consommation alimentaire quotidienne moyenne de chaque souris (Figure 2). Traitement de régime riche en graisses (HFD)REMARQUE: Ce système d’alimentation peut également être utilisé pour étudier l’effet de la HFD sur les maladies métaboliques et éventuellement être utilisé pour des programmes d’alimentation limités dans le temps. HFD n’est pas disponible dans le commerce sous forme de granulés de taille et de poids précis, et les granulés destinés à l’alimentation sont généralement achetés sous forme de granulés de 0,5 pouce.Placez les granulés HFD sur une surface propre ou un film transparent et coupez-les en 6-7 petits morceaux de taille égale à l’aide d’une lame de rasoir. Couper les granulés suffisamment petits pour qu’ils ressemblent à des granulés de chow normaux tels qu’utilisés à la section 2.1 ci-dessus.REMARQUE: Les souris ont tendance à accumuler de plus gros granulés dans leurs cages, ce qui entraîne une erreur de calcul des aliments consommés. Peser 1,5 g de morceaux de HFD coupés et les placer dans chacun des 8 compartiments alimentaires. Pour le remplacement des aliments tous les deux jours, 1,5 g de HFD par compartiment suffit. Changez la nourriture tous les jours ou tous les deux jours selon les besoins expérimentaux et notez le poids de la nourriture restante. Calculez la quantité d’aliments consommés en soustrayant le poids restant de la nourriture de la quantité initiale de nourriture donnée. Répétez ce processus sur une période de 1 semaine pour obtenir une base de référence de l’apport alimentaire HFD (Figure 2). Acclimatation des souris mâles à un régime restreint de nuit (NR)Suivez les étapes 2.1.1-2.1.4 pour obtenir une base de référence de l’alimentation ad libitum . Pour cette expérience, les données sont recueillies auprès de souris mâles C57BL/6 âgées de 2 à 4 mois exposées à la DL 12:12 (n = 18 mâles). Après 3 à 7 jours de régime ad libitum , mettez les souris sur un régime de transition en réduisant progressivement le nombre de granulés dans les compartiments de jour. Pour ce faire, avoir cinq granulés par compartiment le jour 1 de la transition (0,225 g par compartiment), 3 granulés le jour 2 (0,135 g par compartiment), 1 granulé le jour 3 (0,045 g par compartiment), et aucun par la suite pour faire complètement passer les souris à un régime restreint de nuit.REMARQUE: Assurez-vous que les souris ne sont pas limitées en calories. Faites la moyenne de la consommation alimentaire quotidienne des souris par compartiment en fonction de la base ad libitum et donnez-leur la même quantité de nourriture, en la répartissant uniquement sur les compartiments de quatre nuits. Continuez à surveiller l’apport alimentaire pendant 2 semaines après que les souris se soient adaptées au régime restreint de nuit. Pendant cette période, ajustez la quantité de nourriture donnée à chaque souris pour mieux l’adapter à sa consommation alimentaire totale (Figure 3A). Ajoutez généralement des granulés alimentaires (1 granulé pour chacun des quatre compartiments de nuit) lorsque les souris mangent toute leur nourriture pendant deux nuits consécutives. Pesez les souris à la fin de la période de 2 semaines pour surveiller tout changement de poids dû au régime alimentaire. À la fin de cette période, anesthésiez les souris avec de l’isoflurane et euthanasiez-les par décapitation. Collectez des tissus et analysez-les pour détecter les changements quotidiens dus au paradigme alimentaire. Acclimatation des souris mâles à un régime arythmique (AR)Suivez les étapes 2.1.1-2.1.4 pour obtenir une base de référence de l’alimentation ad libitum . Pour cette expérience, les données sont recueillies auprès de souris mâles C57BL/6 âgées de 2 à 4 mois exposées à la DL 12:12 (n = 18 mâles). Après une semaine de régime ad libitum , calculez la consommation alimentaire moyenne par jour et divisez ce nombre par 8 pour obtenir la quantité de nourriture à fournir dans chaque compartiment. Obtenez une alimentation AR en veillant à ce que les souris reçoivent une quantité égale de nourriture dans les huit compartiments tout au long de la journée. Ensuite, mettez les souris sur un régime de transition en réduisant progressivement, sur 3-5 jours, la quantité de nourriture donnée par compartiment pour finalement abolir tout rythme d’apport alimentaire (comme le montre la figure 3B). Lors d’un régime AR, assurez-vous que les souris ont accès à 1/8 de leur apport alimentaire quotidien dans chacun des huit compartiments, et donc à la nourriture toutes les 3 heures. Assurez-vous que les souris ne sont pas limitées en calories. Maintenez les souris sous régime AR pendant 2 semaines ou plus (Figure 3B). Pendant le régime AR, ajustez la nourriture tous les jours pour vous assurer que les souris ne laissent que quelques granulés derrière eux (généralement moins de 5). Cela garantit que les souris reçoivent juste la bonne quantité de nourriture et ne sont pas limitées en calories. Faire des ajustements en réduisant ou en ajoutant des granulés dans les huit compartiments ou en réduisant ou en ajoutant des granulés dans deux compartiments opposés, afin de ne pas induire de rythmes de prise alimentaire.REMARQUE: Les souris nourries dans le cadre d’un régime AR laissent la nourriture presque exclusivement entre ZT3 et ZT9 (entre 3 h et 9 h après la lumière) mais ont faim la nuit et mordent le distributeur de nourriture pour accéder au compartiment suivant. Néanmoins, les souris nourries avec AR ne sont pas limitées en calories et prennent en fait plus de poids que les souris nourries NR au fil du temps. Pesez les souris à la fin de la période de 2 semaines pour surveiller tout changement de poids dû au régime alimentaire. À la fin de cette période, anesthésiez les souris avec de l’isoflurane et euthanasiez-les par décapitation. Collectez des tissus et analysez-les pour détecter les changements quotidiens dus au paradigme alimentaire.

Representative Results

Le système d’alimentation décrit ci-dessus peut être utilisé pour la manipulation à long terme de l’apport alimentaire rythmique chez la souris. Ce système expose essentiellement un nouveau compartiment alimentaire à la souris toutes les 3 heures, ce qui permet au chercheur de manipuler spécifiquement les aliments dans chaque compartiment. Une application consistait à analyser le profil de l’apport alimentaire sur la période de 24 heures. Les données indiquent que les souris WT nourries avec du chow ad libitum normal mangent environ 75% de leur nourriture pendant la nuit (Figure 2A). De plus, la plupart des aliments consommés pendant la journée se produisent dans les 3 heures précédant l’extinction de la lumière. Les souris nourries ad libitum de HFD ont mangé plus de nourriture au cours des 2 premiers jours d’exposition, probablement en raison de la nouveauté de la HFD (Figure 2A). Après 2 jours, l’apport HFD est resté rythmé, mais avec une amplitude réduite par rapport à l’alimentation normale de chow ad libitum. Alors que les souris WT mâles et femelles ont été nourries avec HFD, il a été constaté que les souris femelles accumulaient une grande quantité de nourriture sur le couvercle de l’appareil d’alimentation et dans la cage, alors que les mâles ne présentaient aucune thésaurisation notable. Comme mentionné ci-dessus, l’accumulation d’aliments peut entraîner un mauvais calcul de la consommation alimentaire et entraîner une mauvaise interprétation des données. De plus, les souris femelles mordaient plus fréquemment dans les bords en plastique des gobelets alimentaires, en particulier dans les compartiments de nuit. Les souris mâles ont montré un gain de poids significatif après 1 semaine de chow normal ad libitum et après 1 semaine de HFD (Figure 2E). Une tendance similaire a été observée chez les souris femelles, mais n’a pas atteint des valeurs p significatives, probablement en partie à cause du nombre plus faible de femelles utilisées par rapport aux mâles. Les souris qui sont passées à un régime NR ne mangent leurs calories totales quotidiennes que la nuit, sans diminution significative de l’apport calorique pendant les 3 à 5 premières semaines (Figure 3A). Une exposition plus longue au calendrier NR diminue l’apport calorique moyen quotidien de 10% à 15% par rapport aux souris nourries ad libitum, comme décrit ailleurs34. Les souris qui sont passées à un régime AR ont consommé leurs calories totales quotidiennes en quantités égales tout au long de la journée, ce qui a entraîné un ralentissement spectaculaire du rythme quotidien de l’apport alimentaire (Figure 3B). En ce qui concerne le calendrier d’alimentation NR, l’apport calorique moyen quotidien n’est pas affecté par le programme d’alimentation AR pour les 3 à 5 premières semaines d’exposition, mais diminue avec une exposition plus longue. Les souris ont montré un gain de poids après les calendriers NR (Figure 3C) et AR (Figure 3C). Figure 1 : Conception et construction du système d’appareillage d’alimentation. (A) Les dimensions de la base en PVC pour le système d’alimentation et la description de l’endroit où des trous doivent être faits pour fixer la minuterie. (B) Une minuterie de 24 heures avant et après la réutilisation du fil et le perçage avec des vis pour la mise en place du gobelet alimentaire. (C) La base grise assemblée et la minuterie ainsi qu’un tuyau en PVC de 4 pouces. (D) Le gobelet alimentaire à huit compartiments après avoir coupé les bords extérieurs. (E) La configuration finale des cages avec le gobelet de nourriture recouvert d’un bouchon de 4 pouces de sorte qu’un seul compartiment soit accessible à la fois. (F) Le transport de plusieurs gobelets alimentaires au cours d’une expérience. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure. Figure 2 : Profils d’alimentation selon différents régimes alimentaires. (A) Le profil alimentaire des souris WT mâles nourries ad libitum avec du chow normal (NC) pendant 7 jours et un régime riche en graisses (HFD) pendant 7 jours supplémentaires. Les lignes colorées représentent les profils de souris individuels (n = 7) et la ligne noire indique la moyenne ± MEB de sept souris. (B) Le régime riche en graisses avant et après le tranchage. (C) La moyenne quotidienne de l’apport alimentaire toutes les 3 heures ± SEM (n = 7). La moyenne a été calculée au cours des 5 derniers jours du programme d’alimentation NC ou HFD. (D) La moyenne (à gauche) et le pourcentage (à droite) de l’apport alimentaire pendant la journée et la nuit pour les souris nourries avec NC ou HFD. Les valeurs représentent la moyenne de sept souris ± MEB et ont été calculées à l’aide des données sur l’apport alimentaire au cours des 5 derniers jours des calendriers d’alimentation NC ou HFD. * p < 0,05 entre les deux groupes (test t apparié). (E) Le poids corporel moyen des souris utilisées dans l’expérience après 1 semaine de NC et 1 semaine de HFD. Les données pour les hommes (à gauche) et les femmes (à droite) sont présentées avec * p < 0,05 entre les deux groupes (test t apparié). Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure. Figure 3 : Manipulation du rythme quotidien de la prise alimentaire. (A) Le profil alimentaire des souris WT mâles nourries avec du chow ad libitum normal pendant 2 jours, est passé à un régime alimentaire restreint la nuit (NR) pendant 3 jours et est maintenu sous alimentation NR pendant 8 nuits. Les lignes colorées représentent les profils individuels des souris (n = 18) et la ligne noire indique la moyenne ± MEB de 18 souris. L’astérisque gris indique un dysfonctionnement de la minuterie de cette souris le seul jour où la minuterie a cessé de tourner. (B) Profil alimentaire des souris WT mâles nourries avec du chow ad libitum normal pendant 2 jours, sont passées à un régime alimentaire arythmique (AR) pendant 1 jour et ont été maintenues sous alimentation AR pendant 8 nuits. Les lignes colorées représentent les profils individuels des souris (n = 18) et la ligne noire indique la moyenne ± MEB des 18 souris. (C) Le poids corporel moyen des souris utilisées dans l’expérience après 2 semaines d’exposition aux régimes NR et AR. Les données sont indiquées avec * p < 0,05 entre les deux groupes (test t apparié). Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure. Tableau 1: Avantages et inconvénients des systèmes d’alimentation existants. Un tableau mettant en évidence les différents systèmes d’alimentation utilisés pour la manipulation de l’apport alimentaire, avec une brève description des avantages et des inconvénients de chaque système. Veuillez cliquer ici pour télécharger ce tableau. Tableau 2 : Coût des matériaux nécessaires à la construction du système d’alimentation. Un tableau énumérant le coût des articles nécessaires à la construction du système d’alimentation décrit dans le présent document ainsi qu’une estimation du coût de construction par cage. Veuillez cliquer ici pour télécharger ce tableau.

Discussion

Des recherches approfondies ont été menées au cours des dernières décennies sur la manipulation des rythmes d’alimentation et leurs effets sur la physiologie. La construction et l’utilisation du système d’alimentation décrit ici peuvent être utilisées comme une méthode efficace pour manipuler l’apport alimentaire. Le protocole utilise une minuterie commune de 24 heures et un gobelet alimentaire conçu comme un organisateur à huit compartiments comme composants clés du système. Les cages peuvent être construites facilement à l’aide de quelques outils facilement accessibles, et la manipulation du système est conviviale. Certains des aspects clés du protocole d’adaptation du système pour manipuler l’apport alimentaire rythmique comprennent le changement quotidien des gobelets alimentaires puisque la minuterie tourne sur une période de 24 heures, le comptage manuel ou la pesée des aliments restants et l’ajustement quotidien du nombre de granulés pour l’alimentation AR. En règle générale, les copeaux de plastique sont observés lorsque les souris ont faim et ne reçoivent pas suffisamment de nourriture. Ce problème peut être résolu en ajoutant quelques granulés alimentaires supplémentaires respectant le régime alimentaire jusqu’à ce qu’aucun copeau de plastique ne soit vu. Dans le cas de l’alimentation par EI, où les aliments quotidiens doivent être ajustés, il faut veiller à ne pas induire le rythme de l’apport alimentaire (Figure 3B). Par conséquent, il est préférable d’ajouter ou de soustraire des granulés dans des compartiments opposés pour garder les souris nourries de manière arythmique.

Ce système peut être encore amélioré en recouvrant les gobelets alimentaires d’une couche d’époxy pour empêcher les souris de mordre le plastique et ainsi aider à prolonger la durée de vie des gobelets alimentaires. La surface de la minuterie pour le placement du gobelet alimentaire peut également être modifiée pour aider le gobelet à rester à plat et stable sur la minuterie. Cela pourrait empêcher l’arrêt accidentel de la minuterie causé par une minuterie mal placée. Quelques-uns des composants de la cage, tels que les gobelets alimentaires, peuvent également être imprimés en 3D pour réduire les coûts et fabriqués sur mesure au goût du chercheur. Cela peut inclure des gobelets alimentaires avec plus de huit compartiments, ce qui peut donner une meilleure résolution temporelle que la fenêtre actuelle de 3 heures.

Bien que très efficace, ce système présente certaines limites, telles que la nécessité d’une main-d’œuvre intensive, le chercheur devant toujours changer les gobelets alimentaires toutes les 24 heures et les obligeant à compter / peser manuellement les aliments restants. De plus, les minuteries doivent être surveillées de temps en temps pour identifier les problèmes potentiels et/ou si elles ont cessé de fonctionner. Cela peut être réalisé en comptant les granulés de nourriture restants après l’alimentation (par exemple, en déterminant si certaines souris ont mangé de la nourriture seulement dans quelques compartiments et ont laissé certains compartiments intacts). Une autre limite de ce système est qu’il peut ne pas fonctionner aussi bien avec les souris femelles, car les quelques expériences effectuées avec les femelles ont montré qu’elles ont tendance à accumuler de la nourriture et à mâcher le plastique plus que les souris mâles.

Néanmoins, ce système d’alimentation est très efficace pour manipuler l’apport alimentaire, est facile à construire, à utiliser, à entretenir et est peu coûteux par rapport aux mangeoires automatisées coûteuses existantes sur le marché. Il peut être facilement adapté et modifié pour répondre aux besoins du chercheur et ne nécessite aucune formation particulière pour faire fonctionner le système. Il est important de noter que les minuteries ne produisent qu’une faible quantité de bruit blanc constant, ce qui empêche les souris d’associer tout son à la disponibilité de la nourriture.

En résumé, cet article décrit un système d’alimentation innovant qui peut être utilisé pour surveiller la consommation alimentaire quotidienne chez les souris et peut être adapté pour nourrir les souris selon différents paradigmes tels que l’alimentation limitée dans le temps, l’alimentation arythmique et l’alimentation avec un régime riche en graisses. Ce système s’ajoute à la liste des outils qui peuvent être utilisés pour répondre à des questions importantes dans le domaine de l’apport alimentaire rythmique et de son effet sur la physiologie.

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Ce travail a été soutenu financièrement par la subvention R01DK128133 du NIH / NIDDK (à J.S.M) et des fonds de démarrage de la Texas A & M University.

Materials

#6 x 0.75 inch Phillips Pan Head Stainless Steel Sheet Metal Screw (50-Pack) Everbilt #800172
#8 x 1.5 inch Phillips Pan Head Zinc Plated Sheet Metal Screw (100-Pack) Everbilt  #801622
0.25 inch gray PVC sheet (24 inch x 48 inch) USPlastic #45088
4 inch PVC pipe (10 ft) Home Depot #531103
45 mg dustless precision pellets Bio-Serv #F0165
6 ft. Extension Cord HDX HD#145-017
Food container (eight-compartment jewelry organizer)  JewelrySupply #PB8301
Indoor Basic Timer General Electric #15119
Oatey 4 inch ABS Pipe Test Cap with Knockout Home Depot #39103D
Rodent Diet with 45 kcal% fat (with red dye) Research Diets #D12451
DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Boothroyd, C. E., Wijnen, H., Naef, F., Saez, L., Young, M. W. Integration of light and temperature in the regulation of circadian gene expression in Drosophila. PLoS Genetics. 3 (4), 0492-0507 (2007).
  2. Brown, S. A., Zumbrunn, G., Fleury-Olela, F., Preitner, N., Schibler, U. Rhythms of mammalian body temperature can sustain peripheral circadian clocks. Current Biology. 12 (18), 1574-1583 (2002).
  3. Buhr, E. D., Yoo, S. H., Takahashi, J. S. Temperature as a universal resetting cue for mammalian circadian oscillators. Science. 330 (6002), 379-385 (2010).
  4. Kawamoto, T., et al. Effects of fasting and re-feeding on the expression of Dec, Per1, and other clock-related genes. Journal of Biochemistry. 140 (3), 401-408 (2006).
  5. Lamia, K. A., Storch, K. F., Weitz, C. J. Physiological significance of a peripheral tissue circadian clock. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 105 (39), 15172-15177 (2008).
  6. Oosterman, J. E., Kalsbeek, A., La Fleur, S. E., Belsham, D. D. Impact of nutrients on circadian rhythmicity. American Journal of Physiology – Regulatory Integrative and Comparative Physiology. 308 (5), 337-350 (2015).
  7. Pitts, S. N., Perone, E., Silver, R. Food-entrained circadian rhythms are sustained in arrhythmic Clk/Clk mutant mice. American Journal of Physiology – Regulatory Integrative and Comparative Physiology. 285, 57-67 (2003).
  8. Sheward, W. J., et al. Entrainment to feeding but not to light: Circadian phenotype of VPAC 2 receptor-null mice. Journal of Neuroscience. 27 (16), 4351-4358 (2007).
  9. Gekakis, N., et al. Role of the CLOCK protein in the mammalian circadian mechanism. Science. 280 (5369), 1564-1569 (1998).
  10. King, D. P., et al. Positional cloning of the mouse circadian Clock gene. Cell. 89 (4), 641-653 (1997).
  11. Kume, K., et al. mCRY1 and mCRY2 are essential components of the negative limb of the circadian clock feedback loop. Cell. 98 (2), 193-205 (1999).
  12. Shearman, L. P., et al. Interacting molecular loops in the mammalian circadian clock. Science. 288 (5468), 1013-1019 (2000).
  13. Beytebiere, J. R., et al. Tissue-specific BMAL1 cistromes reveal that rhythmic transcription is associated with rhythmic enhancer-enhancer interactions. Genes and Development. 33 (5-6), 294-309 (2019).
  14. Menet, J. S., Pescatore, S., Rosbash, M. CLOCK: BMAL1 is a pioneer- like transcription factor. Genes and Development. 28 (1), 8-13 (2014).
  15. Koike, N., et al. Transcriptional architecture and chromatin landscape of the core circadian clock in mammals. Science. 338 (6105), 349-354 (2012).
  16. Mure, L. S., et al. Diurnal transcriptome atlas of a primate across major neural and peripheral tissues. Science. 359 (6381), (2018).
  17. Ruben, M. D., et al. A database of tissue-specific rhythmically expressed human genes has potential applications in circadian medicine. Science Translational Medicine. 10 (458), 1-8 (2018).
  18. Zhang, R., Lahens, N. F., Ballance, H. I., Hughes, M. E., Hogenesch, J. B. A circadian gene expression atlas in mammals: Implications for biology and medicine. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 111 (45), 16219-16224 (2014).
  19. Menet, J. S., Rodriguez, J., Abruzzi, K. C., Rosbash, M. Nascent-Seq reveals novel features of mouse circadian transcriptional regulation. eLife. 2012 (1), 1-25 (2012).
  20. Miller, B. H., et al. Circadian and CLOCK-controlled regulation of the mouse transcriptome and cell proliferation. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 104 (9), 3342-3347 (2007).
  21. Cailotto, C., et al. The suprachiasmatic nucleus controls the daily variation of plasma glucose via the autonomic output to the liver: Are the clock genes involved. European Journal of Neuroscience. 22 (10), 2531-2540 (2005).
  22. Eckel-Mahan, K. L., et al. Coordination of the transcriptome and metabolome by the circadian clock. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 109 (14), 5541-5546 (2012).
  23. Damiola, F., et al. Restricted feeding uncouples circadian oscillators in peripheral tissues from the central pacemaker in the suprachiasmatic nucleus. Genes and Development. 14 (23), 2950-2961 (2000).
  24. Saini, C., et al. Real-time recording of circadian liver gene expression in freely moving mice reveals the phase-setting behavior of hepatocyte clocks. Genes and Development. 27 (13), 1526-1536 (2013).
  25. Stokkan, K. A., Yamazaki, S., Tei, H., Sakaki, Y., Menaker, M. Entrainment of the circadian clock in the liver by feeding. Science. 291 (5503), 490-493 (2001).
  26. Atger, F., et al. Circadian and feeding rhythms differentially affect rhythmic mRNA transcription and translation in mouse liver. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 112 (47), 6579-6588 (2015).
  27. Greenwell, B. J., et al. Rhythmic food intake drives rhythmic gene expression more potently than the hepatic circadian clock in mice. Cell Reports. 27 (3), 649-657 (2019).
  28. Izumo, M., et al. Differential effects of light and feeding on circadian organization of peripheral clocks in a forebrain Bmal1 mutant. eLife. 3, 04617 (2014).
  29. Mange, F., et al. Diurnal regulation of RNA polymerase III transcription is under the control of both the feeding-fasting response and the circadian clock. Genome Research. 27 (6), 973-984 (2017).
  30. Van Der Veen, D. R., et al. Impact of behavior on central and peripheral circadian clocks in the common vole Microtus arvalis, a mammal with ultradian rhythms. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 103 (9), 3393-3398 (2006).
  31. Vollmers, C., et al. Time of feeding and the intrinsic circadian clock drive rhythms in hepatic gene expression. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 106 (50), 21453-21458 (2009).
  32. Chaix, A., Lin, T., Le, H. D., Chang, M. W., Panda, S. Time-Restricted feeding prevents obesity and metabolic syndrome in mice lacking a circadian clock. Cell Metabolism. 29 (2), 303-319 (2019).
  33. Hatori, M., et al. Time-restricted feeding without reducing caloric intake prevents metabolic diseases in mice fed a high-fat diet. Cell Metabolism. 15 (6), 848-860 (2012).
  34. Acosta-Rodríguez, V. A., de Groot, M. H. M., Rijo-Ferreira, F., Green, C. B., Takahashi, J. S. Mice under caloric restriction self-impose a temporal restriction of food intake as revealed by an automated feeder system. Cell Metabolism. 26 (1), 267-277 (2017).
  35. Chung, H., et al. Time-restricted feeding improves insulin resistance and hepatic steatosis in a mouse model of postmenopausal obesity. Metabolism: Clinical and Experimental. 65 (12), 1743-1754 (2016).
  36. Sen, S., et al. Ultradian feeding in mice not only affects the peripheral clock in the liver, but also the master clock in the brain. Chronobiology International. 34 (1), 17-36 (2017).
  37. Xie, X., et al. Natural food intake patterns do not synchronize peripheral clocks. BMC Biology. 18 (160), 1-11 (2020).
  38. Swamy, S., et al. Circadian disruption of food availability significantly reduces reproductive success in mice. Hormones and Behavior. 105, 177-184 (2018).
  39. Xin, H., et al. Protocol for setup and circadian analysis of inverted feeding in mice. STAR Protocols. 2 (3), 100701 (2021).

Tags

Rhythmic Food IntakeFeeding SystemMicePVCTimerFood DispenserHigh-fat DietTime-restricted FeedingAd Libitum FeedingArrhythmic Feeding ScheduleMetabolic Diseases

Play Video
PDF
DOI
DOWNLOAD MATERIALS LIST
Cite This Article
Sahasrabudhe, A., Guy, C. R., Greenwell, B. J., Menet, J. S. Manipulation of Rhythmic Food Intake in Mice Using a Custom-Made Feeding System. J. Vis. Exp. (190), e64624, doi:10.3791/64624 (2022).
Download Citation
Reprints and Permissions

View Video

✖

To prove you're not a robot, please enter the text in the image below

CAPTCHA Image
Play CAPTCHA Audio
Refresh Image