A conjugação medeia a transferência horizontal de genes mobilizando o DNA plasmídico através de duas células diferentes, facilitando a disseminação de genes benéficos. Este trabalho descreve um método amplamente utilizado para a detecção eficiente da transferência conjugativa de plasmídeos, baseado no uso de marcadores diferenciais no plasmídeo conjugativo, doador e receptor para detectar a transconjugação.
A conjugação representa um dos principais mecanismos que facilitam a transferência horizontal de genes em bactérias Gram-negativas. Este trabalho descreve métodos para o estudo da mobilização de plasmídeos conjugativos de ocorrência natural, utilizando como exemplo dois plasmídeos de ocorrência natural. Esses protocolos dependem da presença diferencial de marcadores selecionáveis no plasmídeo doador, receptor e conjugativo. Especificamente, os métodos descritos incluem 1) a identificação de plasmídeos conjugativos naturais, 2) a quantificação das taxas de conjugação em cultura sólida e 3) a detecção diagnóstica dos genes de resistência a antibióticos e tipos de replicões plasmídicos em receptores transconjugantes por reação em cadeia da polimerase (PCR). Os protocolos aqui descritos foram desenvolvidos no contexto do estudo da ecologia evolutiva da transferência horizontal de genes, para rastrear a presença de plasmídeos conjugativos portadores de genes de resistência a antibióticos em bactérias encontradas no ambiente. A transferência eficiente de plasmídeos conjugativos observada nesses experimentos em cultura destaca a relevância biológica da conjugação como um mecanismo que promove a transferência horizontal de genes em geral e a disseminação da resistência aos antibióticos em particular.
Em 1946, Lederberg e Tatum1 descreveram um processo sexual em Escherichia coli K-12 que agora é conhecido como conjugação. A conjugação bacteriana é o processo pelo qual uma célula bacteriana (o doador) transfere unidirecionalmente material genético para outra célula (o receptor) por contato direto célula-a-célula. A conjugação é amplamente distribuída em bactérias2,3, embora a fração de células doadoras que expressam a maquinaria de conjugação seja tipicamente muito pequena4.
Os plasmídeos são elementos de DNA extracromossômico que se replicam de forma autônoma. Além dos genes envolvidos na replicação e manutenção dos plasmídeos, os plasmídeos frequentemente carregam uma carga de genes envolvidos na adaptação a desafios ambientais, como metais pesados ou exposição a antibióticos5. Os plasmídeos conjugativos são uma classe de plasmídeos com um conjunto de genes especializados que permitem sua transferência para as células receptoras e sustentam sua persistência após a transferência6. Os plasmídeos conjugativos variam em tamanho de 21,8 kb a 1,35 Mb em bactérias do filo Pseudomonadota (sinônimo de Proteobacteria), com mediana em torno de 100 kb 5,7. Eles também geralmente têm um baixo número de cópias, possivelmente para manter a carga metabólica sobre o hospedeiro baixa 8,9.
O aparelho conjugativo típico é composto por quatro componentes: uma origem de transferência (oriT), uma relaxase, uma proteína de acoplamento tipo IV e um sistema de secreção tipo IV (uma estrutura em forma de tubo chamada pilus que permite que os doadores entrem em contato com os receptores)6. Apenas uma fração muito pequena de células portadoras de plasmídeos conjugativos expressa a maquinaria de conjugação4, mas se os plasmídeos fornecerem uma vantagem de aptidão, os transconjugantes podem se expandir rapidamente na população. Entre 35% e mais de 80% dos isolados de E. coli coletados de diferentes habitats apresentam plasmídeos conjugativos com genes que conferem resistência a pelo menos um antibiótico10,11; portanto, a transferência horizontal de genes mediada por plasmídeos conjugativos é um dos principais mecanismos que impulsionam a disseminação global de genes de resistência a antibióticos12.
Experimentos de acasalamento realizados em cultura laboratorial mostraram que a frequência de conjugação é afetada por múltiplos fatores, incluindo a natureza das células receptoras, a fase de crescimento, a densidade celular, a relação doador-receptor, se a conjugação é conduzida em meios líquidos ou sólidos, carbono, oxigênio, sais biliares, concentrações de metais, presença de células de mamíferos, temperatura, pH e tempo de acasalamento13,14, 15.
Este trabalho descreve protocolos para detectar a presença de plasmídeos conjugativos em uma determinada cepa hospedeira, quantificar as taxas de conjugação em cultura sólida e verificar novamente sua transferência para células receptoras. Esses protocolos podem ser utilizados como um primeiro passo para a identificação de plasmídeos conjugativos naturais adequados para pesquisa. Eles usam um número mínimo de etapas simplificadas porque são projetados para rastrear a presença de plasmídeos conjugativos em bactérias obtidas de múltiplas fontes (ambientais, mensais e patogênicas) em escala (dezenas a centenas de doadores).
Além disso, são mostrados testes para detectar se a mobilização de um determinado plasmídeo conjugativo é independente do antibiótico usado para detecção (ou seja, a relevância do gene de resistência a antibióticos sob seleção) e para comparar as taxas de conjugação de dois plasmídeos conjugativos encontrados em diferentes isolados ambientais.
Com base na composição genética dos plasmídeos conjugativos relevantes (replicão plasmídico e composição gênica de resistência a antibióticos), cada etapa do protocolo pode ser modificada para estudar o impacto de uma variedade de fatores que provavelmente afetarão a taxa de conjugação.
Delineamento experimental geral:
Os componentes essenciais necessários para estabelecer um experimento de acasalamento são células doadoras, uma cepa receptora e meios sólidos para selecionar doadores (antibiótico A), receptores (antibiótico B) e transconjugantes (antibióticos A e B). Os transconjugantes são células receptoras que mantêm de forma estável o plasmídeo conjugativo do doador.
As células doadoras são resistentes a um antibiótico (antibiótico A) e são suscetíveis ao marcador ou marcadores usados para selecionar as células receptoras (antibiótico B). A localização genômica do gene de resistência a antibióticos (ou seja, se ele está localizado no cromossomo ou em um plasmídeo da célula doadora) não precisa ser conhecida a priori, porque a mobilização de marcadores de resistência a antibióticos para o receptor (após um contato direto doador-receptor) implica que os marcadores fornecidos pelo doador estavam em um plasmídeo.
Uma cepa receptora (conhecida por tomar plasmídeos conjugativos) precisa ter um marcador selecionável estável não presente no doador; este marcador selecionável é geralmente resistente a um antibiótico ou biocida localizado no cromossomo. A seleção do receptor a ser utilizado em experimentos de acasalamento é fundamental, pois algumas cepas de E. coli variam em sua capacidade de tomar plasmídeos conjugativos16.
Uma vez estabelecidos esses componentes, qualquer colônia que cresça em meio com antibióticos (A e B) após um contato do par doador-receptor é um suposto transconjugante (Figura 1). Isso está assumindo que os doadores podem crescer em meios com o antibiótico A, mas não podem crescer em meios com o antibiótico B, e que os receptores são capazes de crescer em meios com o antibiótico B, mas não podem crescer com o antibiótico A. A transconjugação pode ser confirmada usando dois testes diagnósticos. O primeiro teste consiste na detecção (por amplificação de genes por reação em cadeia da polimerase [PCR], ou outros métodos) de genes encontrados no plasmídeo conjugativo em colônias transconjugantes. O segundo teste envolve o uso de marcadores diferenciais de cor da colônia com base no metabolismo da lactose. A cor diferencial da colônia é revelada pelo uso do ágar MacConkey; a lactose no ágar pode ser usada como fonte de fermentação por microrganismos fermentadores de lactose (lac+). Esses microrganismos produzem ácidos orgânicos, particularmente o ácido lático, que diminuem o pH. O vermelho neutro é um indicador de pH incluído no meio que passa de esbranquiçado para vermelho/rosa brilhante à medida que o pH cai abaixo de 6,817. Assim, cepas positivas para lactose de E. coli produzem colônias rosa maiores no ágar MacConkey, enquanto as cepas negativas para lactose produzem colônias amarelas pálidas e menores no ágar MacConkey.
Figura 1: Delineamento experimental utilizado para detectar a presença de plasmídeos conjugativos em cepas doadoras. Neste exemplo, o doador carrega um plasmídeo conjugativo com um gene de resistência a antibióticos que confere resistência ao antibiótico A, mas eles são suscetíveis ao antibiótico B. Por outro lado, o receptor tem um determinante de resistência cromossômica que confere proteção contra o antibiótico B, mas é suscetível ao antibiótico A. Os transconjugantes são resistentes a ambos os antibióticos (A e B), porque eles têm o plasmídeo conjugativo do doador que confere resistência ao antibiótico A e o cromossomo do receptor que confere proteção contra o antibiótico B. Por favor, clique aqui para ver uma versão maior desta figura.
A taxa de conjugação de um par dador-receptor (em determinadas condições experimentais) pode ser calculada dividindo o número de transconjugantes pelo número de dadores ou pelo número de receptores; a primeira taxa indica a fração de células doadoras que exibem expressão funcional da maquinaria de conjugação pelo doador16,18, enquanto a segunda taxa indica a capacidade do receptor de tomar plasmídeos conjugativos 19,20. Neste estudo, salvo indicação em contrário, a taxa de conjugação representa a fração de células receptoras que se tornam transconjugantes (ou seja, taxa por receptor).
Aqui, dois experimentos independentes de acasalamento são relatados, envolvendo um receptor de E. coli e dois doadores de E. coli. Além disso, diferentes antibióticos foram usados para selecionar transconjugantes para um dos doadores para confirmar que um único plasmídeo multirresistente pode ser selecionado com qualquer um dos genes de resistência a antibióticos encontrados no plasmídeo conjugativo.
As cepas doadoras e receptoras utilizadas neste trabalho foram totalmente sequenciadas para entender todos os componentes deste sistema experimental; no entanto, esses protocolos foram projetados para rastrear a presença de plasmídeos conjugativos em hospedeiros de sequência desconhecida, podendo ser utilizados também nesse contexto experimental; no entanto, neste caso, os genes relevantes são sequenciados primeiro.
As estirpes dadoras e receptoras utilizadas no protocolo são as seguintes:
Doador 1. E. coli SW4955 foi coletado em um lago em Baton Rouge (LA, EUA). Possui um plasmídeo conjugativo de 134.797 pb (p134797) com emendas IncFIC(FII) e IncFIB (AP001918). Este plasmídeo conjugativo possui genes que conferem resistência a cefalosporinas de terceira geração (blaCTX-M-55), aminoglicosídeos (aac(3)-IIa e aadA1), fenicolares (catA2), tetraciclinas (tet(A)), trimetoprim (dfrA14) e sulfonamidas (sul3). Para obter um mapa completo da p134797, consulte a Figura 2A. E. coli SW4955 é lactose-positivo, produzindo colônias rosa em ágar MacConkey.
Doador 2. E. coli SW7037 foi coletado no Lago Erie (Condado de Ottawa, OH, EUA). Ele carrega um plasmídeo conjugativo de 101.718 pb (p101718) com uma emenda IncI1-I(Alpha). Este plasmídeo conjugativo tem um gene que confere resistência aos beta-lactâmicos (blaCMY-2). Para obter um mapa completo da p101718, consulte a Figura 2B. E. coli SW7037 também é positivo para lactose, produzindo colônias cor-de-rosa no ágar MacConkey.
Figura 2: Mapa genético dos plasmídeos conjugativos utilizados neste estudo . (A) Plasmídeo p134797, o plasmídeo conjugativo encontrado na cepa SW4955 de E. coli. (B) Plasmídeo p101718, o plasmídeo conjugativo encontrado na estirpe SW7037 de E. coli. Os genes de resistência a antibióticos são destacados em azul e os genes pertencentes ao aparelho conjugativo são destacados em vermelho. Por favor, clique aqui para ver uma versão maior desta figura.
Destinatário. E. coli LMB100 é usado como destinatário. Esta é uma estirpe sem plasmídeos que é resistente à rifampicina (100 mg/L) e à estreptomicina (100 mg/L). Ter resistência a dois antibióticos reduz a possibilidade de surgirem mutações de resistência no doador que interfeririam na interpretação dos resultados. Além disso, a E. coli LMB100 é negativa à lactose e pode ser distinguida das duas cepas doadoras porque produz colônias amarelas pálidas e pequenas (em oposição às colônias maiores e rosas) no ágar MacConkey.
Quando o doador é lactose-negativo, recomendamos o uso de um receptor positivo para lactose (por exemplo, E. coli J53). As cepas LMB100 e J53 estão disponíveis para outros laboratórios para uso. Por favor, envie um pedido ao Dr. Gerardo Cortés-Cortés juntamente com um endereço e número FedEx.
O meio sólido necessário para selecionar e contar doadores, receptores e transconjugantes é o ágar MacConkey em placas de Petri de 100 mm de diâmetro. É necessária a adição dos seguintes antibióticos: (i) Média A: carbenicilina (100 mg/L) para contar os dadores e garantir que os recetores não podem crescer com este antibiótico. ii) Meios B: rifampicina (100 mg/L) + estreptomicina (100 mg/L) para contar os recetores e garantir que os dadores não podem crescer nestes dois antibióticos. iii) Meios AB: carbenicilina (100 mg/L) + rifampicina (100 mg/L) + estreptomicina (100 mg/L) para obtenção e contagem de transconjugantes. iv) Meios C: ausência de antibióticos para riscar todos os isolados estudados.
As taxas de conjugação de plasmídeos conjugativos de E. coli SW4955 e E. coli SW7037 a E. coli LMB100 são comparadas. Além disso, no caso do plasmídeo conjugativo p134797 (cepa SW4955), o antibiótico carbenicilina (100 mg/L) é substituído por gentamicina (2 mg/L), cloranfenicol (25 mg/L), tetraciclina (10 mg/L), trimetoprim (20 mg/L) ou sulfametoxazol (100 mg/L) em experimentos subsequentes para estabelecer se o marcador de resistência a antibióticos usado para seleção tem algum impacto nos resultados.
Os plasmídeos conjugativos fornecem acesso a um conjunto comum de genes dentro de um ambiente particular através da recombinação e transferência horizontal de genes34. Assim, os plasmídeos conjugativos são entidades evolutivas capazes de adquirir e conferir funções que permitem que as bactérias se adaptem a múltiplas condições (incluindo resistência a antibióticos, resistência a metais, aquisição de metais, formação de biofilme e genes patogênicos, entre outros) dentro de uma escala temporal de horas.
Este trabalho apresenta um protocolo para a identificação de plasmídeos conjugativos em bactérias. Para que o protocolo funcione, os marcadores utilizados precisam diferenciar as cepas doadora e receptora, como mostram os controles nas mídias A e B. Eles também precisam selecionar efetivamente as células que carregam o plasmídeo. A reação de acasalamento é crítica. Nessa reação, doadores e receptores precisam fazer contato prolongado (através de pili) para que a conjugação ocorra. Qualquer coisa que possa interromper o contato célula-a-célula, como um tempo de incubação insuficiente ou agitação ou agitação da cultura, diminui assim a eficiência da conjugação. A escolha do receptor também é fundamental, pois algumas cepas receptoras são refratárias à conjugação35,36. LMB100 é proposto como o receptor de escolha, pois é capaz de tomar plasmídeos de vários tipos de incompatibilidade.
A taxa de conjugação é específica para cada par de cromossomos plasmídeo-doador, receptor e condição ambiental. A conjugação de plasmídeos específicos mostrou-se sensível a um grande número de variáveis, incluindo fase de crescimento, densidade celular, relação doador-receptor, se a conjugação é conduzida em meio líquido ou sólido, carbono, oxigênio, sais biliares, concentrações de metais, presença de células de mamíferos, temperatura, pH e tempo de acasalamento13,14,15 . O estudo dessas interações depende da detecção inicial de um plasmídeo conjugativo a ser estudado em profundidade. Assim, o protocolo aqui descrito também pode ser modificado para explorar o impacto de diferentes variáveis experimentais, embora isso venha ao custo de restringir o número de doadores triados. Também pode identificar plasmídeos mobilizáveis em hospedeiros que possuem plasmídeos auxiliares (ou seja, plasmídeos que permitem a conjugação, fornecendo funções ausentes dos plasmídeos mobilizáveis em trans6).
Conhecer a sequência do plasmídeo conjugativo é recomendado (mas não é necessário para detectar a conjugação, como discutido acima). Quando os doadores são lactose-negativos (produzindo colônias amarelas no ágar MacConkey), um receptor positivo para lactose (produzindo colônias rosa no ágar MacConkey) pode ser usado para distinguir transconjugantes verdadeiros de células doadoras que são capazes de crescer no meio para selecionar transconjugantes. O protocolo aqui descrito é projetado para detectar plasmídeos conjugativos de membros ambientais, comensais e patogênicos da família Enterobacteriaceae; no entanto, pode ser usado com qualquer espécie bacteriana com um doador, receptor, antibiótico(s) e marcadores de cor adequados. A identificação desses componentes críticos em outras bactérias requer estudos sistemáticos usando múltiplos doadores, receptores e marcadores (antibióticos e cores). Este protocolo não foi testado em bactérias Gram-positivas.
Diversas variantes do método aqui apresentado têm sido relatadas na literatura, recentemente revisadas20. O resultado qualitativo também pode ser referido de diferentes maneiras (por exemplo, frequência de exconjugantes e frequência de transferência de genes), e unidades adimensionais podem ser usadas para relatar a eficiência da conjugação (mL/UFC x h)20.
O protocolo aqui descrito resolve diversas limitações anteriormente não abordadas pelos métodos existentes16,18,19,20. Em primeiro lugar, foi identificado um destinatário adequado. Em segundo lugar, o uso de dois antibióticos (rifampicina e estreptomicina) para selecionar transconjugantes verdadeiros minimiza a possibilidade de que os doadores desenvolvam resistência a um dos antibióticos utilizados para selecionar transconjugantes através da mutagênese espontânea. Os falsos transconjugantes também podem resultar da proteção do espectador pela hidrólise do antibiótico usado para selecionar transconjugantes por enzimas (por exemplo, beta-lactamases) produzidas em grandes quantidades pelo doador. Em terceiro lugar, vários controles experimentais são incluídos para garantir que o produto do acasalamento seja um verdadeiro transconjugante (ou seja, uma célula receptora que incorporou de forma estável o plasmídeo conjugativo do doador). Aqui, apresentamos dois métodos independentes para testar a autenticidade dos transconjugantes, a saber, um marcador colorimétrico no ágar MacConkey e a detecção por PCR dos replicões e genes de resistência a antibióticos do plasmídeo conjugativo no receptor. Além disso, o protocolo descrito aqui é projetado para isolar e caracterizar plasmídeos conjugativos de membros ambientais, commentais e patogênicos da família Enterobacteriaceae (Escherichia, Klebsiella, Enterobacter, Citrobacter, Salmonella, Shigella e outras espécies).
Para entender a mecânica da conjugação, observações experimentais foram modeladas usando simulações de computador. Esses modelos preditivos estimam a frequência de transferência de plasmídeos para determinadas densidades de crescimento de doadores, receptores e transconjugantes. Um modelo conhecido como modelo de desfecho encontrou limiares acima dos quais a taxa de transferência de plasmídeos em cultura líquida e concluiu que a taxa de transferência não é afetada pela densidade celular, razão doador:receptor e tempo de acasalamento19. A hibridização in situ por fluorescência (FISH) tem sido utilizada como método alternativo de detecção de plasmídeos transconjugantes. O FISH permite a visualização plasmídica usando microscopia de fluorescência através da hibridização de uma sonda de DNA e um DNA alvo. Assim, o FISH permite a detecção visual de fluxos plasmídicos em diferentes populações celulares37, embora não tenha o mesmo nível de sensibilidade que o método aqui apresentado se os transconjugantes forem detectados por triagem visual em oposição à seleção.
Há uma enorme necessidade de entender a biologia dos plasmídeos conjugativos que estão dispersando genes de resistência a antibióticos através de diferentes componentes do ecossistema (clínica, agricultura, esgoto, vida selvagem, animais domésticos, solos, rios e lagos). Em suma, as condições experimentais simplificadas apresentadas nos protocolos aqui descritos facilitam o rastreamento de doadores em escala e, portanto, representam uma ferramenta fundamental para o estudo da transferência horizontal de genes originados em plasmídeos conjugativos de uma variedade de fontes. Eles podem ser usados para investigar a prevalência de genes de resistência a antibióticos ou outros genes clinicamente relevantes em plasmídeos conjugativos de múltiplas fontes e bactérias. Eles também podem ser adaptados para o estudo da conjugação in vivo (por exemplo, no intestino de vertebrados) e para estudar as condições que modulam a eficiência da conjugação. Todos esses estudos contribuirão muito para a compreensão de como a mobilização de plasmídeos conjugativos multirresistentes contribui para a disseminação da resistência a múltiplas drogas.
The authors have nothing to disclose.
LM-B, IMG, AT e IS foram apoiados pela subvenção do NIH GM055246 concedida à LM-B. O GC-C foi premiado com a Bolsa de Pós-Doutorado UC MEXUS-CONACYT por dois anos consecutivos: AY 2017-18 e 2018-19. Agradecemos imensamente aos alunos Sage Chavez e Pepper St. Clair, do programa de orientação da Rede de Inspiração Acadêmica (GAIN) patrocinado pela Genentech-Foundation por seu apoio técnico em experimentos.
1.5 mL tube racks | Thermo Fisher Scientific | 22-313630 | It can be replaced for another brand |
2.0 mL Cryogenic vials | Corning | 430659 | It can be replaced for another brand |
14 mL conical tubes | FALCON | 149597 | It can be replaced for another brand |
14 mL tube racks | Thermo Fisher Scientific | 8850 | It can be replaced for another brand |
1 kb DNA ladder | New England Biolabs | N0552G | |
250 mL sterile flasks | PYREX | 5320 | It can be replaced for another permanent marker brand |
Acetic acid | Fisher Scientific | A38SI-212 | It can be replaced for another brand |
Agarose (molecular biology grade, multipurpose) | Fisher Scientific | BP160-500 | It can be replaced for another brand |
Carbenicillin | GOLD BIOTECHNOLOGY | C-103-50 | It can be replaced for another brand |
Disposable inoculating loops: 1 µL | Fisherbrand | 22-363-595 | It can be replaced for another brand |
DNA gel loading dye 6x | New England Biolabs | B7024S | It can be replaced for another brand |
EDTA | Fisher Scientific | BP119-500 | It can be replaced for another brand |
Electronic digital scale | Denver Instrument | APX-2001 | It can be replaced for another brand |
Eppendorf conical tubes: 1.5 mL | Eppendorf | 14-282-302 | It can be replaced for another brand |
Equipment for agarose gel electrophoresis | Fisher Scientific | FP300 | It can be replaced for another brand |
Ethanol-resistant markers | Sharpie | 37001; 37002; 37003 | It can be replaced for another brand |
Gel documentation systems (UVP GelSolo) | Analytakjena | SP-1108; 849-97-0936-01; 95-0612-01 | It can be replaced for another brand |
Gloves | X-GEN | 44-100M | Any nitrile gloves brand works |
Ice bucket | Thermo Fisher Scientific | 432128 | It can be replaced for another brand |
MacConkey agar | BD DIFCO | 212123 | |
Master Mix | BioLabs | M0496S | It can be replaced for another brand |
Methanol | Fisher Scientific | A452-4 | It can be replaced for another brand |
Microcentrifuge tubes: 2.0 mL | Fisherbrand | 05-408-138 | It can be replaced for another brand |
Mueller Hinton agar | BD DIFCO | DF0479-17-3 | |
Mueller Hinton broth | BD DIFCO | 275730 | |
NucleoSpin Plasmid, Mini kit for plasmid DNA | Takara Bio USA, Inc., MACHEREY-NAGEL | 740588. 250 | |
PCR tube racks | AXYGEN | R96PCRFSP | It can be replaced for another brand |
PCR tubes (0.2 mL) | AXYGEN | PCR-02-C | It can be replaced for another brand |
Rifampicin | Fisher Scientific | 50-164-7517 | |
Set of micropipettes that dispense between 1 – 10 μL (P10), 2–20 μL (P20), 20–200 μL (P200) and 200–1000 μL (P1000) | RAININ | 17008648; 17008650; 17008652; 17008653 | Micropipettes should be calibrated; can be replaced for another brand |
Sodium chloride | Fisher Scientific | S671-3 | It can be replaced for another brand |
Spectrophotometer | Thermo Scientific | 335905P | It can be replaced for another brand |
Sterilized tips for 10 μL, 200 μL and 1000 μL | Eclipse | 1011-260-000-9; 1018-260-000; 1019-260-000-9 | It can be replaced for another brand |
Streptomycin | Fisher Scientific | BP910-50 | |
SYBR Safe DNA gel stain | Thermo Fisher Scientific | S33102 | |
Taq DNA Polymerase | BioLabs | M0273S | |
Thermal cycler C1000 Touch | Bio-Rad | 1851196 | It can be replaced for another brand |
Tris | Fisher Scientific | BP153-500 | It can be replaced for another brand |