Presentato qui è un protocollo per l’induzione e l’analisi di trappole extracellulari (NET) di neutrofili in vitro . La quantificazione del DNA, della catelicidina (LL37) e dell’attività enzimatica ha prodotto dati che mostrano la variabilità nella composizione e morfologia dei NET indotta da stimoli microbici e chimici in condizioni controllate simili.
I neutrofili funzionano come la prima linea di difesa cellulare in una risposta immunitaria innata impiegando diversi meccanismi, come la formazione di trappole extracellulari per neutrofili (NET). Questo studio analizza i cambiamenti morfologici e composizionali nei NET indotti da stimoli microbici e chimici utilizzando metodologie standardizzate in vitro per l’induzione e la caratterizzazione del NET con cellule umane. Le procedure qui descritte consentono l’analisi della morfologia NET (litica o non litica) e della composizione (strutture DNA-proteina e attività enzimatica), e l’effetto di fattori solubili o di contatto cellulare su tali caratteristiche. Inoltre, le tecniche qui descritte potrebbero essere modificate per valutare l’effetto di fattori solubili esogeni o del contatto cellulare sulla composizione NET.
Le tecniche applicate includono la purificazione di cellule polimorfonucleate dal sangue periferico umano utilizzando un gradiente a doppia densità (1,079-1,098 g/ml), garantendo purezza e vitalità ottimali (≥ 95%) come dimostrato dalla colorazione di Wright, dall’esclusione del blu di tripano e dalla citometria a flusso, compresa l’analisi FSC versus SSC e la colorazione 7AAD. La formazione di NET è indotta da stimoli microbici (Pseudomonas aeruginosa, Staphylococcus aureus e Candida albicans) e chimici (phorbol myristate acetate, HOCl) e i NET sono caratterizzati da colorazione DNA-DAPI, immunocolorazione per il peptide antimicrobico catelicidina (LL37) e quantificazione dell’attività enzimatica (elastasi neutrofila, catepsina G e mieloperossidasi). Le immagini vengono acquisite al microscopio a fluorescenza e analizzate con ImageJ.
I neutrofili sono i leucociti più abbondanti nel flusso sanguigno, svolgendo un ruolo essenziale durante la clearance degli agenti patogeni attraverso diversi meccanismi, tra cui il rilascio di grandi strutture cromatiniche composte da DNA e diverse proteine antibatteriche nucleari, citoplasmatiche e granulari 1,2. L’antecedente diretto che descrive questo ruolo antimicrobico dei neutrofili è stato fatto da Takei et al.3 nel 1996. Questi autori hanno riportato una nuova forma di morte diversa dall’apoptosi e dalla necroptosi nei neutrofili, hanno mostrato cambiamenti morfologici che mostrano rottura nucleare, seguita da fuoriuscita dal nucleoplasma nel citoplasma e un aumento della permeabilità della membrana da 3 ore di incubazione con forbolo miristato acetato (PMA)2,3. Tuttavia, non è stato fino al 2004 che è stato utilizzato il termine “trappole extracellulari di neutrofili (NET)”4.
La formazione di NET è stata osservata in varie condizioni, come infezioni batteriche, fungine5, virali6 e parassitarie, per neutralizzare, uccidere e prevenire la diffusione microbica7. Altri studi dimostrano che può verificarsi anche in condizioni non patogene da stimoli sterili, come citochine, acido urico monosodico o cristalli di colesterolo, autoanticorpi, immunocomplessi e piastrine attivate7. Il lipopolisaccaride (LPS), l’interleuchina-8 (IL-8) e la PMA sono stati tra i primi stimoli in vitro descritti come induttori NET e il coinvolgimento in vivo del NET nei processi patogeni è stato dimostrato in due modelli di infiammazione acuta: dissenteria sperimentale e appendicite umana spontanea4. Il DNA è un componente essenziale di NET. La sua struttura e composizione appropriate sono necessarie per il sequestro e l’uccisione dei microrganismi fornendo un’alta concentrazione locale di molecole antimicrobiche verso i microbi catturati, come dimostrato da un breve trattamento con desossiribonucleasi (DNasi) che disintegra i NET e le loro proprietà microbicide4. Oltre al DNA, i NET comprendono proteine attaccate come istoni, elastasi neutrofila (NE), catepsina G (CG), proteinasi 3, lattoferrina, gelatinasi, mieloperossidasi (MPO) e peptidi antimicrobici (AMP) come il peptide pro-infiammatorio cationico catelicidina LL-37 tra gli altri 8,9. Tali aggregati possono formare fili più grandi con diametri fino a 50 nm. Questi fattori possono interrompere i fattori di virulenza microbica o l’integrità della membrana cellulare patogena; inoltre, gli AMP possono stabilizzare il DNA derivato dal NET contro la degradazione da parte delle nucleasi batteriche10.
I meccanismi specifici che regolano la formazione di NET non sono ancora stati completamente chiariti. La via meglio caratterizzata che porta al rilascio di NET è attraverso la segnalazione ERK, che porta all’attivazione della NADPH ossidasi e alla produzione di specie reattive dell’ossigeno (ROS), nonché all’aumento del calcio intracellulare che innesca l’attivazione della via MPO. Questo a sua volta trasforma il perossido di idrogeno in acido ipocloroso, attivando NE per ossidazione11,12. NE è responsabile della degradazione dei filamenti di actina del citoscheletro per bloccare la fagocitosi e della loro traslocazione al nucleo per l’elaborazione mediante scissione proteolitica e deaminazione da parte di PAD4 che guidano la desensibilizzazione delle fibre di cromatina, che si associano a proteine granulari e citoplasmatiche, e vengono quindi rilasciate extracellulare7. Queste proteasi includono quelle rilasciate dal complesso degli azurosomi dei granuli azurofili e altre proteasi come la catepsina G13.
A seconda dei cambiamenti morfologici nei neutrofili, i NET sono classificati in due tipi: formazione di NET suicidaria o litica che porta alla morte cellulare4 e formazione di NET vitale o non litica prodotta da cellule vitali mediate da un rilascio vescicolare di DNA nucleare o mitocondriale, con un residuo di un citoplasto anucleato con capacità fagocitaria14,15. Generalmente, i NET composti da DNA mitocondriale presentano una morfologia allungata della fibra14, mentre quelli strutturati di DNA nucleare hanno un aspetto simile a una nuvola3. Tuttavia, non è noto come il neutrofilo scelga la sua origine del DNA. Contrariamente a studi precedenti che descrivevano i percorsi canonici dei NET come se richiedessero diverse ore, il percorso vitale viene rapidamente attivato in soli 5-60 minutie 15.
Nonostante questi progressi, la composizione NET varia a seconda dello stimolo; ad esempio, diversi ceppi mucoidi e non mucoidi di P. aeruginosa inducono la formazione di NET contenenti 33 proteine comuni e fino a 50 proteine variabili7. Pertanto, è necessario omogeneizzare le tecniche che consentono la generazione di conclusioni oggettive nei gruppi di ricerca. Questo articolo descrive un protocollo con varie tecniche che consentono il confronto e la valutazione della composizione, della struttura e della morfologia dei NET indotti con diversi microrganismi: Staphylococcus aureus (batterio gram-positivo), Pseudomonas aeruginosa (batterio gram-negativo) e Candida albicans (fungo), nonché stimoli chimici (PMA, HOCl) in neutrofili umani da individui sani. I risultati rappresentativi dimostrano l’eterogeneità dei NET a seconda del loro stimolo inducente in condizioni comparabili in vitro, caratterizzate da colorazione DNA-DAPI, immunocolorazione per LL37 e quantificazione dell’attività enzimatica (NE, CG e MPO).
Una popolazione altamente pura di neutrofili vitali deve essere ottenuta per indurre il rilascio di NET poiché queste cellule hanno una durata ex vivo limitata di 8 ore in media, un periodo entro il quale devono essere eseguiti tutti gli esperimenti. A tal fine, la metodologia ideale è il gradiente a doppia densità per ottimizzare il tempo di purificazione isolando cellule non attivate più sensibili alla stimolazione esogena, in contrasto con le tecniche di sedimentazione del gradiente di Ficoll-Histopaque o…
The authors have nothing to disclose.
Questo lavoro è stato supportato da una borsa di studio scientifica di base (# 285480) da CONACyT e dal Dipartimento di ricerca immunologica clinica della Facoltà di Scienze Biochimiche, Universidad Autónoma ‘Benito Juárez’ de Oaxaca. A.A.A, S.A.S.L e W.J.R.R. hanno borse di dottorato dei numeri CONACyT #799779, #660793 e #827788, rispettivamente.
24 Well plate for cell culture | Corning | 3526 | |
7-aminoactinomycin D (7-AAD) | BD Pharmingen | 51-668981E | |
96 Well plate for cell culture | Costar | 3596 | Flat bottom |
Agitator | CRM Globe | CRM-OS1 | |
Antibody LL37 | Santa Cruz Biotechnology | sc-166770 | |
Blood collection tubes | BD VACUTAINER | 368171 | K2 EDTA 7.2 mg |
Carboxyfluorescein succinimidyl ester (CFSE) | Sigma-Aldrich | 21878 | |
Centrifuge | Hettich | 1406-01 | |
Coverslip | Madesa | M03-CUB-22X22 | 22 mm x 22 mm |
Dulbecco´s phosphate-buffered saline (DPBS) | Caisson | 1201022 | |
Falcon tubes 50 mL | CORNING | 430829 | |
Flow Cytometry Tubes | Miltenyi Biotec | 5 mL – Without caps | |
FlowJo Software | BD Biosciences | Analyze flow cytometry data | |
Fluorescence microscope | DM 2000 | LEICA | |
Fluoroshield with DAPI | Sigma-Aldrich | F6057 | |
Incubator | NUAIRE | UN-4750 | |
MACSQuant Analyzer | Miltenyi Biotec | Flow cytometer | |
Microplate reader photometer | Clarkson Laboratory – CL | ||
Microtubes 1.5 mL | Zhejiang Runlab Tech | 35200N | wire snap |
Minitab Software | Minitab | Statistical analysis | |
Needles | BD VACUTAINER | 301746 | Diameter 1.34 mm |
Optical microscope | VELAB | VE-B50 | |
Percoll | GE Healthcare | 17-0891-01 | Solution for density gradient |
Phosphate Buffered Saline (10x) | Caisson | PBL07-500ML | |
Pyrex culture tubes | CORNING | CLS982025 | N°9820 |
RPMI 1640 1x | Corning | 10-104-CV | contains Glutagro |
Slides | Madesa | PDI257550 | 22 mm x 75 mm |
Trypan Blue solution 0.4% | SIGMA | T8154-100ML |