Summary

نموذج الأرنب الانتقالي لسرعة القلب المزمنة

Published: January 06, 2023
doi:

Summary

نقدم نموذج ليبورين طفيف التوغل لسرعة القلب على المدى الطويل والتي يمكن استخدامها للسرعة الاصطناعية وتطوير قصور القلب في الدراسات قبل السريرية.

Abstract

تعد النماذج الحيوانية لسرعة القلب مفيدة لاختبار الأجهزة الجديدة ، ودراسة الفيزيولوجيا المرضية لإيقاعات القلب المصطنعة ، ودراسة اعتلال عضلة القلب الناجم عن عدم انتظام ضربات القلب وفشل القلب اللاحق. حاليا ، لا يتوفر سوى عدد قليل من هذه النماذج ، وتتطلب في الغالب موارد واسعة. أبلغنا عن نموذج تجريبي جديد لتنظيم ضربات القلب في الثدييات الصغيرة مع إمكانية دراسة قصور القلب الناجم عن عدم انتظام ضربات القلب.

في ستة أرانب بيضاء نيوزيلندية (متوسط الوزن: 3.5 كجم) تحت التخدير الاستنشاقي العام ، تم تشريح المنطقة الوداجية وتم إدخال سلك سرعة واحد عبر الوريد الوداجي الخارجي الأيمن. باستخدام التوجيه بالمنظار ، تم تطوير الرصاص إلى قمة البطين الأيمن ، حيث تم تثبيته باستخدام التثبيت السلبي. ثم تم توصيل جهاز تنظيم ضربات القلب ودفنه في جيب تحت الجلد.

كان زرع جهاز تنظيم ضربات القلب ناجحا مع الشفاء الجيد. تشريح الأرنب مناسب لوضع الرصاص. خلال 6 أشهر من المتابعة مع السرعة المتقطعة ، كان متوسط إمكانات عضلة القلب المستشعرة 6.3 مللي فولت (الحد الأدنى: 2.8 مللي فولت ، الحد الأقصى: 12 مللي فولت) ، وكان متوسط مقاومة الرصاص المقاسة 744 Ω (الحد الأدنى: 370 Ω ، الحد الأقصى: 1014 Ω). كانت عتبة السرعة في البداية 0.8 فولت ± 0.2 فولت وظلت مستقرة أثناء المتابعة.

هذه الدراسة الحالية هي الأولى التي تقدم سرعة القلب عبر الوريد الناجحة في نموذج الثدييات الصغيرة. على الرغم من الحجم وهشاشة الأنسجة ، يمكن استخدام الأجهزة ذات الحجم البشري مع التعديلات بأمان لسرعة القلب المزمنة ، وبالتالي ، فإن هذا النموذج المبتكر مناسب لدراسة تطور اعتلال عضلة القلب الناجم عن عدم انتظام ضربات القلب وما يترتب على ذلك من فيزيولوجيا مرضية لفشل القلب.

Introduction

في أبحاث قصور القلب وتطوير تنظيم ضربات القلب ، غالبا ما تكون النماذج الانتقالية مطلوبة للاختبار قبل السريري1. علاوة على ذلك ، يجب اختبار الأجهزة والمواد الجديدة وتحسينات الرصاص لمضاعفاتها المحتملة قبل استخدامها السريري. وبالتالي ، فإن نماذج تنظيم ضربات القلب لها مجموعة واسعة من التطبيقات ، بما في ذلك تحليل إيقاعات القلب المصطنعة ودراسة آثارها الفسيولوجية المرضية على وظيفة القلب 2,3. يمكن أن تستخدم تجارب اعتلال عضلة القلب الناجم عن سرعة القلب أو تسرع القلب نماذج من أحجام حيوانية مختلفة ، مع تطور قصور القلب في غضون أسابيع من السرعة العالية1،3،4،5.

أفادت الدراسات السابقة عن استخدام نماذج حيوانية كبيرة – الخنازير والكلاب والأغنام – في مثل هذه التطبيقات2،3،6. ومع ذلك ، فإن توافر هذه النماذج محدود ، وتتطلب موارد واسعة لجراحة الحيوانات والتعامل معها. وعلى النقيض من ذلك، فإن استخدام الثدييات الصغيرة يمكن أن يعالج الشواغل المذكورة أعلاه، وبالتالي يكون بمثابة نموذج بحثي مثالي وبأسعار معقولة. ومع ذلك ، نادرا ما تم الإبلاغ عن دراسات تنظيم ضربات القلب على الثدييات الصغيرة ، وقد يكون هذا بسبب تشريحها الدقيق ، وهشاشة الأنسجة ، وارتفاع معدل السرعة المطلوب7،8،9،10،11،12.

تم استخدام النماذج الجراحية فقط لخيوط تنظيم ضربات القلب المزروعة جزئيا مع أجهزة تنظيم ضربات القلبالخارجية 11،12 أو أجهزة تنظيم ضربات القلب المجهريةاللاسلكية 5،7،8،9 في دراسات جهاز تنظيم ضربات القلب للثدييات الصغيرة ، ولكن على حد علمنا ، لم يتم الإبلاغ عن استخدام أنظمة تنظيم ضربات القلب المزروعة بالكامل وبحجم الإنسان والوريد حتى الآن. تظهر الأدلة السابقة في نماذج leporine أن السرعة عند معدلات ضربات القلب السريعة على مدار أسابيع تؤدي إلى اكتئاب عضلة القلب11,12. تقدم هذه الورقة أول نموذج للثدييات الصغيرة قابل للتطبيق عمليا ، مما يدل على الزرع الناجح لجهاز تنظيم ضربات القلب بحجم الإنسان في الأرانب. تهدف المنهجية الموصوفة إلى تقديم نموذج ذي صلة سريريا لسرعة القلب ويمكن ترجمته عن كثب إلى الدراسات البشرية لاعتلال عضلة القلب الناجم عن عدم انتظام دقات القلب أو السرعة وما يترتب على ذلك من فيزيولوجيا مرضية لفشل القلب2،11،12.

Protocol

تمت مراجعة هذا البروتوكول التجريبي والموافقة عليه من قبل لجنة الخبراء المؤسسيين للحيوانات في كلية الطب الأولى ، جامعة تشارلز ، وتم إجراؤه في المختبر التجريبي الجامعي ، قسم علم وظائف الأعضاء ، كلية الطب الأولى ، جامعة تشارلز في براغ ، جمهورية التشيك ، وفقا للقانون رقم 246/1992 Coll. بشأن حماية الحيوانات من القسوة. تم علاج جميع الحيوانات ورعايتها وفقا لدليل رعاية واستخدام المختبر ، الطبعة 8 ، التي نشرتها مطبعة الأكاديميات الوطنية ، 2011. تم تنفيذ جميع الإجراءات وفقا للاتفاقيات البيطرية القياسية بحضور وتحت إشراف طبيب بيطري مرخص. تم تضمين ستة أرانب بيضاء نيوزيلندية في هذه السلسلة من التجارب. كان متوسط وزن الجسم 3.5 كجم ± 1 كجم في يوم زرع جهاز تنظيم ضربات القلب. يتم التعبير عن جميع القيم كمتوسط ± SEM ، وإذا كان ذلك مناسبا ، من خلال نطاقات القيم الدنيا والقصوى المقاسة. تم اعتبار قيمة P < 0.05 مهمة. لإتقان هذه التقنية بنجاح ، المهارات الأساسية في التخدير والجراحة الحيوانية ضرورية ؛ ينصح بالخبرة السابقة في تنظيم ضربات القلب ولكنها ليست مطلوبة. 1. الرعاية قبل الجراحة السماح للأرانب بالتأقلم مع مرفق السكن الخاص بهم لمدة 2 أسابيع على الأقل وتصبح مريحة مع لمسة الإنسان والتلاعب لتسهيل التعامل مع الحيوانات وإدارتها في يوم الجراحة. إطعام الحيوانات القش والنظام الغذائي للأرنب المحبب القائم على القش. توفير المياه العذبة على فترات منتظمة. قم بإجراء فحص يومي قصير لعناصرها الحيوية (درجة حرارة الجسم ومعدل التنفس) والحالة العامة ، بما في ذلك المدخول الغذائي الأمثل وغياب الضيق. 2. التخدير والتخدير والمراقبة بعد 30 دقيقة من الصيام، يتم تطبيق الدواء قبل التسمين: البوبرينورفين (0.01-0.04 ملغ/ كغ بالحقن العضلي)، الميدازولام (0.3-0.6 ملغ/ كغ بالحقن العضلي)، ميديتوميدين (0.03-0.06 ملغ/كغ بالحقن العضلي)، الكيتامين (5-10 ملغ/كغ بالحقن العضلي). أدخل قنية في وريد الأذن الهامشي لتطبيق الدواء عن طريق الوريد. جمع عينات الدم باستخدام أنابيب منخفضة الحجم (0.5 مل) لتحليلات الدم والكيمياء الحيوية. احلق جلد الأرنب باستخدام ماكينة حلاقة في المنطقة الوداجية اليمنى على الرقبة — موقع الجراحة — وعلى الأطراف لتوصيل الأقطاب الكهربائية لمراقبة تخطيط القلب. احلق بعناية ، حيث أن جلد الأرانب عرضة بسهولة للتهيج وتظهر الدموع الصغيرة بشكل شائع. ضع الحيوان على وسادة التدفئة لمنع انخفاض حرارة الجسم. راقب الوظائف الحيوية ، بما في ذلك تخطيط القلب ودرجة حرارة الجسم المستقيم وتشبع الأكسجين بواسطة مقياس التأكسج النبضي ، وفقا لبروتوكول التخدير. ضع قناعا على فم الحيوان وأنفه وقم بتثبيته بختم مطاطي حول وجه الحيوان. استخدام مرهم لحماية عيون الحيوان من الجفاف. لتحقيق التخدير الكافي ، قم بتزويد الحيوانات بالإيزوفلوران (الممزوج بالأكسجين) عبر قناع الوجه. ابدأ بتركيز 3.5٪ وقلل حسب الحاجة وفقا لاستجابات الحيوان من حيث رد فعل القرنية المكبوت واستجابة الألم الحركي.ملاحظة: لتقليل خطر إصابة الرئة أثناء التخدير ، يوصى بالتهوية التلقائية ، ولكن يجب أن يظل جهاز التنفس الصناعي اليدوي أو التلقائي لحديثي الولادة جاهزا في حالة نقص التهوية. تحضير جميع الأجهزة المعقمة. ضع الحيوان على طاولة التنظير الفلوري. ارتداء معدات الحماية الشخصية الكاملة بالأشعة السينية. 3. زرع الرصاص البطيني حدد موقع الوريد الوداجي الخارجي وحدد موضعه على الجلد. تعقيم المنطقة بأكملها باستخدام البوفيدون اليود والمضي قدما في تغطية موقع الجراحة مع ثنى معقمة مع وجود ثقب فوق المنطقة الوداجية المحددة. قم بعمل شق على الجلد بالتوازي مع الوريد الوداجي الملحوظ. حدد موقع الوريد الوداجي الخارجي واعزل بطول 1 سم عن الأنسجة الليفية المجاورة وحزمة الأوعية الدموية. العثور على الشريان السباتي للتوجيه ومنع إصابته. إنشاء جيب في الأنسجة تحت الجلد لاستيعاب جهاز تنظيم ضربات القلب. استخدم المقص للتشريح الحاد لمنع النزيف المفرط وتلف الأنسجة. قم بتأمين الوعاء باستخدام رباط مطاطي على طرفي جزء الوعاء المعزول وسد تدفق الدم (الشكل 1). باستخدام تقنية القطع القياسية ، قم بعمل قطع حوالي 1/3 من محيط جدار الوعاء بشفرة. استخدم معول وعاء لفتح القطع على نطاق واسع وإدخال سلك سرعة سلبي واحد في التجويف. تحت التوجيه بالمنظار ، قم بدفع طرفه إلى قمة البطين الأيمن (الشكل 2). قم بتشكيل نمط مسبقا في منحنى واستخدمه لتوجيه الرصاص لتمرير الحلقة ثلاثية الشرف. تأكد من أن طرف السلك غير مدعوم بالمصمم بحيث يظل السلك مرنا وغير مؤلم عند لمس المنديل. اختبر معلمات السرعة. يجب أن تكون إشارة استشعار الرصاص البطيني والمعاوقة مستقرة ، ويجب أن تكون عتبة السرعة منخفضة. يجب ألا يكون هناك لفافة في العضلات المجاورة (الشكل 3). قم بتأمين موضع الرصاص عن طريق خياطته فوق غلاف مطاطي واقي للأنسجة الليفية الأساسية وأغلق تجويف الوعاء حول الرصاص باستخدام ربطة عنق حريرية (الشكل 4). 4. زرع جهاز تنظيم ضربات القلب قم بتوصيل جهاز تنظيم ضربات القلب بسلك السرعة وقم بتأمين موصل IS-1 باستخدام برغي. إذا كان سيتم استخدام وظيفة دراسة تنظيم ضربات القلب غير الغازية (انظر الخطوة 6) أثناء المتابعة، فقم بتوصيل جهاز تنظيم ضربات القلب بمقبس القناة الأذينية. دفن جهاز تنظيم ضربات القلب والطول الإضافي للرصاص في الجيب تحت الجلد المشكل مسبقا (الشكل 5). اغسل الجيب بالبوفيدون واليود. خياطة جرح الجلد باستخدام خيط حيدة. اضبط برنامج السرعة المطلوب وقم بإجراء فحص نهائي لمعلمات السرعة (الشكل 3). 5. رعاية ما بعد الجراحة سحب التخدير ومراقبة الحيوان بعناية حتى يستعيد الوعي الكافي. يجب تطبيق أتيباميزول (0.01-0.03 ملغ/كغ بالحقن العضلي) لعكس تأثير ميديتوميدين. بعد استعادة الوعي وتحقيق درجة حرارة الجسم المثلى، يتم تطبيق ميلوكسيكام (0.4-0.6 ملغ/كغ) تحت الجلد لتخفيف الآلام. أضف البوبرينورفين بعد 6-8 ساعات إذا كان تخفيف الألم غير كاف وفقا لمقياس تقييم الألم الصحيح (على سبيل المثال ، مقياس كشر الأرنب). يجب تطبيق ميتوكلوبراميد (0.5-1 ملغ/ كغ عن طريق الوريد) لمنع المزيد من الركود المعدي المعوي وتحفيز حركية المعدة والاستمرار 3 مرات يوميا حتى يتم استعادة كمية كافية من الطعام وإنتاج البراز. اتبع نظام مضاد حيوي واسع الطيف عن طريق الوريد حتى تلتئم الجروح (إينروفلوكساسين بمعدل 10-20 ملغ/كغ 2x يوميا لمدة 3-7 أيام). نقل الحيوان إلى بيئة مريحة ومألوفة ومراقبته حتى يستعيد وعيه الكافي. لا تعيد الأرنب إلى شركة الحيوانات الأخرى حتى يتعافى تماما. يجب الحفاظ على ميلوكسيكام (0.4-0.6 ملغ/كغ من SC) يوميا لمدة 5 أيام على الأقل. مراقبة الجروح وتضميدها بانتظام لضمان الشفاء الآمن وفي الوقت المناسب. عند الشفاء التام ، بعد حوالي 14 يوما من العملية ، قم بإزالة خيوط الجلد غير القابلة للامتصاص. قم بإجراء استجواب عن بعد وتحقق من معلمات السرعة بانتظام (مثل عتبة السرعة واستشعار عضلة القلب ومقاومة الرصاص).ملاحظة: يجب أن تتبع القيم التي تم الحصول عليها اتجاها مستقرا. 6. بروتوكول السرعة وجمع البيانات استجوب جهاز تنظيم ضربات القلب واضبط وضع سرعة النسخ الاحتياطي عن طريق تحديد الحد الأدنى للمعدل الأساسي في قائمة المعلمات.ملاحظة: نظرا لارتفاع معدل ضربات القلب وتباينه العالي الأصلي للحيوانات الصغيرة ، يمكن تحقيق سرعة اصطناعية مستمرة بمعدل 300-400 نبضة في الدقيقة ، وفقا للمتطلبات المحددة. يمكن تحقيق السرعة المتقطعة أثناء كل استجواب لجهاز تنظيم ضربات القلب (اتبع الخطوة 6.4 والشكل 6). سجل مقاومة الرصاص السرعة بشكل مستمر ؛ في قائمة تشخيص مبرمج جهاز تنظيم ضربات القلب ، ابدأ في جمع البيانات. تسجيل إمكانات عضلة القلب بشكل مستمر والتحقق منه يدويا كل أسبوع عن طريق استجواب جهاز تنظيم ضربات القلب. في قائمة اختبار مبرمج جهاز تنظيم ضربات القلب ضمن علامة التبويب الاستشعار ، قم بقياس السعة المحتملة لعضلة القلب أحادية القطب وثنائية القطب. قم بتقييم عتبة السرعة بانتظام (أسبوعيا) عن طريق الاستجواب. استخدم وظيفة دراسة السرعة غير الغازية (حدد NIPS ضمن قائمة الاختبار) لقياس عتبة السرعة بمعدل سرعة كاف (الشكل 6). قم بتقييم عتبة السرعة لفترات التحفيز المختلفة (من 0.1 مللي ثانية إلى 1.5 مللي ثانية) وعبر عنها بالفولت. استخدم مخطط كهربية القلب أو مخطط كهربية القلب السطحي لتحديد فقدان الالتقاط عندما يصبح ناتج تحفيز السرعة دون العتبة. أداء جميع الإجراءات وفقا للاتفاقيات البيطرية القياسية ، والتضحية بالحيوان وفقا للوائح المؤسسية عند الانتهاء من كل دراسة ، وإجراء التشريح. زرع جهاز تنظيم ضربات القلب والرصاص وفحصهما بحثا عن الاستجابات الالتهابية وتكوين الأغشية الحيوية والتليف.ملاحظة: تم إعطاء جرعة زائدة من البوتاسيوم تحت التخدير العميق للقتل الرحيم للحيوانات في هذا البروتوكول.

Representative Results

تم تضمين ما مجموعه ستة في الدراسة. في جميع الحيوانات ، تم زرع سلك السرعة بنجاح عبر الوريد الوداجي الخارجي في قمة البطين الأيمن (الشكل التكميلي S1). تم التحقق من الموضع عن طريق التنظير الفلوري ، وتم خياطة الرصاص إلى الأنسجة المجاورة فوق غلاف مطاطي. وفقا لتصوير الأشعة السينية ، حافظ الرصاص على موقعه طوال فترة بروتوكول السرعة. كان جهاز تنظيم ضربات القلب المرفق واضحا في منطقة الرقبة الجانبية ، ولم يسبب أي مشكلة واضحة للحيوان. جميع الجروح تلتئم تماما ودون مضاعفات محلية. تم تجهيز طرف الرصاص بقطبين كهربائيين من التيتانيوم والبلاتين – حلقة نصف كروية بعيدة ، وقطب حلقة أسطواني قريب – بمسافة بين الأقطاب تبلغ 25 مم (الشكل 2). تم تقدم الخيوط بحرية إلى القمة وربطها بشكل سلبي هناك بواسطة أسنان تثبيت السيليكون. سمح ذلك بالسرعة أحادية القطب من قطب الطرف والسرعة ثنائية القطب بين كلا القطبين الموجودين في البطين الأيمن. يوضح الشكل 3 إشارة استشعار جهد عضلة القلب البطيني التمثيلية ، وترد معلمات السرعة المقاسة بالتفصيل في الجدول 1 والشكل 7. في وقت الإجراء ، كان متوسط إمكانات عضلة القلب المستشعرة 5.6 فولت ± 0.8 مللي فولت (الحد الأدنى: 2.8 مللي فولت ، الحد الأقصى: 8 مللي فولت) ، وكانت مقاومة الرصاص 675 Ω ± 74 Ω (الحد الأدنى: 468 Ω ، الحد الأقصى: 951 Ω) ، وكانت عتبة السرعة 0.8 فولت ± 0.26 فولت (الحد الأدنى: 0.2 فولت ، الحد الأقصى: 2.2 فولت) ، مع ضبط مدة التحفيز على المعيار 0.4 مللي ثانية. بعد متابعة لمدة 3 أشهر و 6 أشهر مع سرعة متقطعة ، كان متوسط إمكانات عضلة القلب المستشعرة 7.4 مللي فولت ± 1.2 مللي فولت (الحد الأدنى: 4.0 مللي فولت ، الحد الأقصى: 12.0 مللي فولت) و 6.3 مللي فولت ± 1.0 مللي فولت (الحد الأدنى: 4.2 مللي فولت ، الحد الأقصى: 10.3 مللي فولت) ، على التوالي. كان متوسط مقاومة الرصاص المقاسة 869 Ω ± 32 Ω (الحد الأدنى: 760 Ω ، الحد الأقصى: 975 Ω) و 725 Ω ± 96 Ω (الحد الأدنى: 370 Ω ، الحد الأقصى: 1014 Ω) ، على التوالي ، وتغير عتبة السرعة إلى 1.2 فولت ± 0.3 فولت (الحد الأدنى: 0.2 فولت ، الحد الأقصى: 2.2 فولت) وإلى 1.4 فولت ± 0.3 فولت (الحد الأدنى: 0.5 فولت ، الحد الأقصى: 2.3 فولت) ، على التوالي. ولم تكن جميع التغيرات في البارامترات ذات دلالة إحصائية خلال هذه الفترة (P > 0.05)، واتبعت البارامترات الثنائية القطب والأحادية القطب اتجاهات مماثلة (الشكل 7 والجدول 1). تم إنهاء حالة واحدة في وقت مبكر بسبب الاختراق الجزئي للرصاص ، والذي ظهر مع انخفاض مفاجئ في المعاوقة لوحظ في اليوم الثاني بعد الزرع. في وقت لاحق ، خلال الشهر الثاني من المتابعة ، لوحظت زيادة تدريجية في العتبة ، وتسببت وتيرة الإنتاج المرتفع في حدوث تفاف عضلي. ظل الحيوان بدون أعراض ، ولكن أثناء التشريح ، وجد أن طرف رصاص السرعة قد اخترق الجدار السفلي لعضلة القلب إلى التامور بطول حوالي 3 مم. لم يلاحظ أي نزيف ولا علامات للعدوى. قبل الإجراء ، في اليوم الأول بعد الإجراء ، وفي اليوم 7 بعد الإجراء ، كان متوسط عدد خلايا الدم البيضاء 5.9 × 10 9 / لتر ، 7.37 × 10 9 / لتر ، و 7.42 × 10 9 / لتر ، على التوالي ، كان متوسط مستويات الهيموجلوبين 105 جم / لتر و 113 جم / لتر و 110 جم / لتر على التوالي ، وكان متوسط عدد الصفائح الدموية 317 × 10 9 / لتر ، 274 × 109 / لتر ، و 219 × 109 / لتر ، على التوالي. لم تظهر القيم المختبرية تغييرات كبيرة خلال الأسبوع الأول بعد الإجراء (P > 0.05 للجميع). تحت التقييم المجهري ، تم تغطية سطح السيليكون الرصاص بسرعة بواسطة أنسجة ليفية (بسمك تقريبي يبلغ 100 ميكرومتر) ، ولكن لم يتم العثور على خلايا (الشكل 8). الشكل 1: تشريح الوريد الوداجي الجراحي. بعد قطع الجلد ، يتم تشكيل جيب تحت الجلد ، ويتم كشف الوريد الوداجي ، وربطه بعيدا ، ودعمه بشريط مطاطي أزرق قريب. يرجى النقر هنا لعرض نسخة أكبر من هذا الرقم. الشكل 2: التنظير الفلوري أثناء زرع رصاص جهاز تنظيم ضربات القلب. يتم إدخال سلك السرعة عبر الوريد الوداجي الخارجي ، وباستخدام نمط مسبق الشكل ، يتقدم السلك إلى قمة البطين الأيمن ، حيث يتم تأمينه عن طريق التثبيت السلبي بواسطة أسنان السيليكون. يتم دفن جهاز تنظيم ضربات القلب المرفق في جيب تحت الجلد في منطقة الرقبة. يشير السهم إلى الحلقة نصف الكروية البعيدة (الخضراء) وأقطاب الحلقة الأسطوانية القريبة (الحمراء). يرجى النقر هنا لعرض نسخة أكبر من هذا الرقم. الشكل 3: القياسات التمثيلية لجهود عضلة القلب البطينية المستشعرة. يظهر استشعار البطين وقياسات سعته خلال المرحلة الحادة بعد وضع الرصاص (يسار) وبعد زرع جهاز تنظيم ضربات القلب (يمين). يرجى النقر هنا لعرض نسخة أكبر من هذا الرقم. الشكل 4: تأمين سلك السرعة. تثبيت السلك بواسطة غرطتين غير قابلتين للامتصاص فوق غلاف مطاطي (سهم) على الأنسجة الأساسية يثبته في موضعه ويمنع خلعه. يرجى النقر هنا لعرض نسخة أكبر من هذا الرقم. الشكل 5: وضع جهاز تنظيم ضربات القلب. يتم دفن جهاز تنظيم ضربات القلب في الجيب تحت الجلد ويتم غسله بالبوفيدون اليود. يرجى النقر هنا لعرض نسخة أكبر من هذا الرقم. الشكل 6: قياس عتبة السرعة. باستخدام وظيفة دراسة السرعة غير الغازية لجهاز تنظيم ضربات القلب ، يتم إجراء سرعة أعلى من معدل ضربات القلب الأصلي. يتم تمييز محفزات السرعة ب P. يتم تقييم عتبة السرعة بمخرجات تحفيز متفاوتة. (أ) يوضح مثال تمثيلي لجهد الشغاف لالتقاط البطين خرج مقداره 0.8 فولت عند 0.4 مللي ثانية، (ب) ولكن يلاحظ فقدان الالتقاط مع انخفاض الناتج إلى 0.6 فولت عند 0.4 مللي ثانية. الرجاء الضغط هنا لعرض نسخة أكبر من هذا الرقم. الشكل 7: متابعة معلمات سرعة نموذج سرعة القلب الليبورين. يتم رسم اتجاهات (أ) عتبة السرعة ، (ب) مقاومة السرعة ، و (ج) استشعار عضلة القلب لجميع الأشخاص. يتم عرض متوسط القيم أحادية القطب (الخط الكامل) وثنائية القطب (الخط المنقط) بالخط العريض. يرجى النقر هنا لعرض نسخة أكبر من هذا الرقم. الشكل 8: عينة الرصاص المزروعة بسرعة. قطع جزء البطين من الرصاص وتيرة المزروعة. (أ) الصورة العيانية، و(ب) الصورة المجهرية المصبوغة بالتولويدين الأزرق تكشفان عن سطح السيليكون المغطى بطبقة من النسيج الليفي. قضبان المقياس = (أ ) 1 سم ، (ب) 10 ميكرومتر. يرجى النقر هنا لعرض نسخة أكبر من هذا الشكل. الشكل 9: اتجاهات استشعار البطين ومقاومة الرصاص. مثال تمثيلي ل (أ) استشعار عضلة القلب البطيني المستمر والمستقر و (ب) اتجاهات مقاومة الرصاص البطيني على مدى متابعة لمدة 236 يوما. يرجى النقر هنا لعرض نسخة أكبر من هذا الرقم. الشكل 10: مخطط كهربية عضلة القلب البطينية. يتم تصوير إمكانات البطين المستشعرة لجهاز تنظيم ضربات القلب مع (أ) اتصالات أحادية القطب و (ب) ثنائية القطب. جهد الموجة التائية أكثر وضوحا مع الاتصال أحادي القطب ولكنه لا يسبب الاستشعار المفرط. يرجى النقر هنا لعرض نسخة أكبر من هذا الرقم. أحادي القطب الفترة المحيطة بالإجراءات المتابعة 3 أشهر 6 أشهر إمكانات عضلة القلب المستشعرة [mV] 5.6 ± 0.8 7.4 ± 1.2 6.3 ± 1.0 عتبة السرعة [V عند 0.4 مللي ثانية] 0.8 ± 0.3 1.2 ± 0.3 1.4 ± 0.3 مقاومة الرصاص [Ω] 675 ± 74 869 ± 32 725 ± 96 الجدول 1: متابعة معلمات سرعة نموذج سرعة القلب leporine. يتم التعبير عن قيم إمكانات عضلة القلب المستشعرة ، وعتبة السرعة ، ومقاومة الرصاص كمتوسط ± SEM لمدة 3 أشهر و 6 أشهر من المتابعة. الشكل التكميلي S1: رسم تخطيطي لنظام سرعة الوريد المزروع بحجم الإنسان في أرنب. الرجاء الضغط هنا لتنزيل هذا الملف.

Discussion

على الرغم من القيود المحددة ، تقدم نماذج الثدييات الصغيرة مزايا للبحث السريري13. مع منهجية راسخة ، يمكن أن توفر نماذج تنظيم ضربات القلب منصة مثالية لمحاكاة مجموعة واسعة من أمراض القلب والأوعية الدموية والحالات المرضية للدورة الدموية 7,14 مع متطلبات موارد أقل بكثير مقارنة بالنماذج الحيوانية الكبيرة أو التجارب السريرية. تقدم هذه الورقة نموذجا مبتكرا وطفيف التوغل لسرعة القلب طويلة الأمد في الأرانب. باتباع هذا البروتوكول ، من الممكن استخدام نظام جهاز تنظيم ضربات القلب البشري بالحجم الكامل المزروع بالكامل ، بما في ذلك سلك السرعة الكامل الطول ، في نموذج الثدييات الصغيرة.

في وقت زرع جهاز تنظيم ضربات القلب ، تمكنا من وضع الرصاص في مكان مستقر ومثالي في قمة البطين الأيمن في جميع الحيوانات. كانت معلمات السرعة المقاسة الغازية ضمن النطاقات الطبيعية ، على غرار القيم الشائعة في التجارب على الحيوانات الكبيرة أو الطب البشري 2,3. يتم التعرف بوضوح على متوسط إمكانات عضلة القلب المقاسة البالغة 6.5 مللي فولت ± 1.9 مللي فولت في البطين الأيمن للأرنب بواسطة جهاز تنظيم ضربات القلب القياسي القابل للزرع. كان الحد الأقصى لعتبة السرعة المقاسة 2.5 فولت ، مع مدة تحفيز تبلغ 0.4 مللي ثانية ، وظلت المقاومة ضمن النطاقات الطبيعية أثناء المتابعة. بشكل عام ، تمثل هذه معلمات السرعة المثلى.

أثناء المتابعة ، تم التحقق من معلمات السرعة بشكل غير جراحي عن طريق استجواب جهاز تنظيم ضربات القلب المزروع ، وتم تلخيص هذه المعلمات في الشكل 7 والشكل 9 والجدول 1. لم يظهر استشعار البطين ومقاومة الرصاص أي تغييرات كبيرة على مدى 6 أشهر. على الرغم من الاتجاه المتزايد في متوسط عتبة السرعة في جميع الموضوعات ، لم تلاحظ أي تغييرات كبيرة ، مما يسمح بإجراء السرعة بأمان طوال فترة الدراسة بأكملها. يمكن أن يعزى التذبذب الصغير في معلمات السرعة إلى الاستجابات الالتهابية المحلية أو التليف ويمكن تخفيفه عن طريق استخدام مواد محملة بالستيرويد. للاستخدام في دراسات السرعة طويلة الأجل ، يجب مراقبة معلمات السرعة وتعديلها بشكل متكرر.

لم يقترح تحليل الدم التهابا جهازيا أو فقر الدم خلال الأسبوع الأول بعد الزرع. يمكن أن يعزى اتجاه زيادة عدد الصفائح الدموية قبل الإجراء إلى الإجهاد الحاد الناجم عن التعامل مع الحيوانات والتخدير ، حيث ظلت القيم مستقرة أثناء المتابعة. من المضاعفات المخيفة لزرع جهاز تنظيم ضربات القلب تغلغل الرصاص. خاصة مع هشاشة أنسجة الثدييات الصغيرة ، يجب الاشتباه في الاختراق عندما تتغير معلمات السرعة فجأة ، ويجب التأكيد على أنه يجب دائما التلاعب بالرصاص بعناية في موضعه الصحيح. يمكن أن تؤكد صورة الأشعة السينية تغلغل الرصاص. تعد العدوى البكتيرية الحادة المرتبطة بجهاز إلكتروني قابل للزرع في القلب (CIED) من المضاعفات الشديدة المحتملة الأخرى التي تساهم بشكل كبير في معدلات الوفيات والمراضة15. وبالتالي ، من المهم للغاية دراسة المواد الجديدة وتقنيات السرعة وتحسينات الرصاص لتقليل معدلات الإصابة وإطالة متانة أنظمة السرعة. توفر المنهجية المقدمة نموذجا حيوانيا مناسبا لمثل هذه الأبحاث التجريبية الحيوية.

Ryu et al. اعتلال عضلة القلب المستحث مع قصور القلب التدريجي باستخدام خيوط تنظيم الأذين المزروعة جراحيا ومولد نبض خارجي12. وبالمثل ، خلص فريمان وآخرون إلى أن سرعة البطين المستمرة تؤدي إلى اكتئاب عضلة القلب لدى الأرانب على مدى 3-4 أسابيع11. نظرا لارتفاع معدل ضربات القلب الأصلي للحيوانات الصغيرة ، يجب أن يكون جهاز تنظيم ضربات القلب قادرا على تنظيم الترددات حوالي 300-400 نبضة في الدقيقة للحفاظ على إيقاع كامل الخطى. نظرا لأن هذه الترددات ذات السرعة العالية تؤدي إلى قصور القلب التدريجي على مدار الأسابيع11,12 ، فإن نموذج الليبورين المقدم هو الأمثل لتطوير والتحقيق في اعتلال عضلة القلب الناتج. بالنظر إلى حجمها ، تعد هذه النماذج الصغيرة مثالية لتطبيقات محددة مثل تقييم تغيرات الأنسجة الخلطية أو عضلة القلب11,16. يمكن استخدام تخطيط صدى القلب أيضا لتقييم أبعاد وانقباض قلب ليبورين12,17. وبالمقارنة ، فإن النماذج الحيوانية الأكبر حجما لفشل القلب لها مزايا أخرى ، مثل إمكانية إجراء تقييم مفصل لدورة الدورة الدموية الغازية ، بما في ذلك الدورة الدموية التاجية أو تقييمات حجمالضغط 2.

استند الاختيار المحدد لنموذج الليبورين لدراسات السرعة إلى مزاياه المتعددة. تتحمل الأرانب الإجراء جيدا ، وهي واحدة من أصغر الثدييات التي تثبت القدرة على تلقي نظام تنظيم ضربات القلب بحجم الإنسان ، وتتطلب نشر موارد أقل من الحيوانات الكبيرة الأخرى. يعتقد بعض المؤلفين18 أن فسيولوجيا الثدييات الصغيرة قد لا تعكس فسيولوجيا البشر ، ومع ذلك وجدنا أن معلمات السرعة التي لوحظت في هذه الثدييات الصغيرة تشبه إلى حد كبير تلك التي شوهدت في البشر أو الحيوانات الكبيرة1،2،3،19 ، مما يعني أنه يمكن استخدامها بسهولة للبحث الانتقالي.

أثناء وضع الرصاص وزرع جهاز تنظيم ضربات القلب في هذا النموذج من الثدييات الصغيرة ، واجهنا أوجه تشابه مع التجارب السابقة في النماذج الحيوانية الكبيرة ، ولكن يجب الإشارة إلى الاختلافات الكبيرة. أنسجة Leporine هشة ، وجدران الأوعية والبطين رقيقة. التلاعب اللطيف ضروري أثناء الإجراء بأكمله ؛ يجب أن يكون طرف الرصاص دائما غير مدعوم من قبل stylet ، وبالتالي فهو مرن. خاصة عند المرور عبر الحلقة ثلاثية الشرف ووضع طرف الرصاص في قمة البطين الأيمن ، يجب إجراء التلاعب بحذر شديد وتحت توجيه التنظير الفلوري لتجنب الإصابة. يجب أن يكون وضع الطرف في مواقع أخرى ممكنا أيضا. لقد اختبرنا مواضع الزائدة الأذينية اليمنى ومجرى التدفق البطيني مع المعلمات المحيطة بالإجراء الأمثل ، ولكن قد يكون استقرار الرصاص محدودا ، ولا يمكن للبيانات الحالية دعم مواقع السرعة البديلة. يتم تحديد حجم الوريد الوداجي الخارجي للأرنب بشكل مناسب لإدخال سلك سرعة واحد. إذا كان المقصود زرع خيوط متعددة ، فقد ينصح باستخدام أكبر.

تم تحقيق تثبيت الرصاص في ترابيق عضلة القلب بشكل سلبي مع أسنان السيليكون في طرف الرصاص. بناء على تجربتنا ، يجب تجنب استخدام التثبيت النشط بواسطة حلزون مشدود في طبقة عضلة القلب الرقيقة لمنع إصابة الأنسجة بسبب السدادة أو نزيف الصدر. على الرغم من صغر حجم البطين الأيمن للأرنب ، إلا أن زوج أقطاب السرعة المتباعدة بمقدار 25 مم سمح لكل من تكوينات الاستشعار والسرعة أحادية القطب وثنائية القطب (الشكل 10). هذا يمكن أن يوفر براعة لدراسات تنظيم ضربات القلب.

نظرا لارتفاع معدل ضربات القلب الأصلي للثدييات الصغيرة18 ، يمكن تحقيق السرعة المستمرة عن طريق البرمجة المخصصة لجهاز تنظيم ضربات القلب القابل للزرع. بدلا من ذلك ، يمكن استخدام طريقة التعديل الداخلي البسيط لنظام سرعة مشترك معتمد من الإنسان للحصول على ترددات سرعة عالية المعدل ، كما هو موضح بالتفصيلسابقا 2,20. تم تقييم فقدان الالتقاط باستخدام وظيفة دراسة السرعة غير الغازية ، وهي طريقة فريدة تسمح بالاختبار حتى في حالة ارتفاع معدل ضربات القلب الأصلي. تم قياس معلمات السرعة المبلغ عنها بانتظام. كان جهاز تنظيم ضربات القلب المزروع قادرا على تسجيل استشعار إمكانات عضلة القلب ومقاومة الرصاص تلقائيا وبشكل مستمر ، ولكن كان لا بد من قياس عتبة السرعة يدويا بسبب ارتفاع معدل ضربات القلب الأصلي. لذلك ، إذا كانت السرعة المستمرة مطلوبة ، يوصى بإجراء تقييمات متكررة لمنع فقدان الالتقاط.

أبلغ Gutruf et al. سابقا عن استخدام أجهزة تنظيم ضربات القلب المصغرة للغاية واللاسلكية والخالية من البطاريات في نماذج الحيوانات الصغيرة7. بالمقارنة مع دراساتهم ، فإن زرع جهاز تنظيم ضربات القلب بحجم الإنسان الموصوف هنا يمثل نهجا مختلفا يوفر إمكانية اختبار الرصاص المبتكر ، والترجمة الوثيقة للبحوث السريرية ، والتطبيقات الأوسع مع المواد المتاحة بشكل عام. قدم Zhou et al. تطوير جهاز تنظيم ضربات القلب المصغر المصمم ليتم زرعه عن طريق الجلد في قلب الجنين لعلاج الإحصار الأذيني البطيني. أبلغوا عن استخدام تجارب الأرانب البالغة لتأكيد جدوى مثل هذا الجهاز9. أبلغ آخرون سابقا عن مزايا تنبيب الأرانب للإجراءات الغازية. بناء على تجربتنا ، فإن نهج الحفاظ على التنفس التلقائي باستخدام قناع الفم والأنف له فوائد أكثر لمثل هذه الإجراءات القصيرة لأنه يقلل من خطر حدوث مضاعفات ناجمة عن التلاعب في الشعب الهوائية. علاوة على ذلك ، يمكن أيضا منع إصابات الرئة الضغطية.

على الرغم من أن بروتوكول الدراسة قد تم إعداده بعناية وكان العدد الإجمالي للحيوانات المدرجة كافيا ، إلا أنه يجب الإشارة إلى العديد من القيود. لم يسمح الحجم الصغير للبطين الأيمن للأرنب بمواضع الرصاص المتعددة. على الرغم من أننا حاولنا اختبار موضع طرف الرصاص في مجرى تدفق البطين الأيمن ، إلا أن لدينا معرفة محدودة حول ثباته ونتوقع أن يكون محدودا إلى حد ما. أظهر اتجاه مقاومة السرعة انخفاضا خلال الأسبوع الأول بعد وضع العميل المتوقع. قد يكون هذا بسبب الالتهاب الموضعي والتليف الخفيف ، ولكن بعد فترة وجيزة ، تمت استعادة مقاومة الرصاص ، وتم الحفاظ على اتجاه الاستقرار باستمرار. تم استخدام نظام سرعة غرفة واحدة في هذه الدراسة. في الدراسات المستقبلية ، يجب أيضا التحقيق في تطوير زوج من خيوط السرعة عبر الوريد الوداجي الأحادي. على الرغم من أن هذا لم يتم اختباره في هذه الدراسة ، إلا أننا نعتقد أنه يمكن إدخال سلك ثان واستقراره في الأذين الأيمن.

بشكل عام ، النماذج الحيوانية لتنظيم ضربات القلب لها تطبيقات عديدة في أبحاث القلب والأوعية الدموية. أولا ، يؤدي الإيقاع بترددات عالية غير فسيولوجية على مدى عدة أسابيع إلى اعتلال عضلة القلب الناجم عن عدم انتظام دقات القلب ، كما تم الإبلاغ عنه سابقا ، ويسمح بدراسة الفيزيولوجيا المرضية وعلاج قصور القلب المزمن2،3،11،12. علاوة على ذلك ، يمكن للبحوث المتعلقة بالمواد والتقنيات المكررة استخدام نموذج leporine المقدم ، والذي يمكن اقتراحه لدراسات السرعة متوسطة الأجل. على حد علمنا ، هذه الدراسة هي الأولى التي توضح فوائد مثل هذا النموذج الصغير للثدييات لتجارب تنظيم ضربات القلب المعقدة21. في الختام ، مع المنهجية الموصوفة ، يمكن زرع نظام سرعة بحجم الإنسان بنجاح في الثدييات الصغيرة ، على الرغم من هشاشة الأنسجة والتشريح الدقيق. بعد التدريب ، يمكن تكرار هذه التقنية بسهولة ، وتوفر أساسا لنماذج عدم انتظام دقات القلب مع تطبيقات واسعة في أبحاث القلب والأوعية الدموية.

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

يود المؤلفون أن يعربوا عن امتنانهم لنصيحة ومساعدة ماريا كيم وجانا بورتيلوفا وألينا إيرليشوفا وماتيج هراشوفينا وليوش تيكل وجانا ميشكوفا وتيريزا فافريكوفا على إلهامهم وعملهم ودعمهم الفني. تم تمويل هذا العمل من قبل MH CZ-DRO (NNH ، 00023884) ، منحة IG200501.

Materials

Medication
atipamezole Eurovet Animal Health, B.V. Atipam anesthetic
buprenorphine Vetoquinol Bupaq analgetic
enrofloxacin Krka Enroxil antibiotic
isoflurane Baxter Aerrane anesthetic
ketamine hydrochloride Richter Gedeon Calypsol anesthetic
medetomidine Orion Corp. Domitor anesthetic
meloxicam Cymedica Melovem analgetic
povidone iodine Egis Praha Betadine disinfection
Silver Aluminium Aerosol Henry Schein 9003273 tincture
Surgical materials
2-0 Perma-Hand Silk Ethicon A185H silk tie suture
2-0 Vicryl Ethicon V323H absorbable braided suture
4-0 Monocryl Ethicon MCP494G monofilament
BearHugger 3M BearHugger heating pad
cauterizer
Metzenbaum scissors, lancet with #22 blade, DeBakey forceps, needle driver basic surgical equipment
sterile drapes
Diagnostic devices
Acuson VF10-5 Siemens Healthcare sonographic vascular probe
Acuson x300 Siemens Healthcare ultrasound system
ESP C-arm GE Healthcare ESP X-ray fluoro C-arm
Pacing devices
400 Medico CAT400 bipolar pacing lead
Effecta DR Biotronic 371199 implantable pacemaker
ERA 3000 Biotronic 128828 external pacemaker
ICS 3000 Biotronic 349528 pacemaker programmer

References

  1. Power, J. M., Tonkin, A. M. Large animal models of heart failure. Australian and New Zealand Journal of Medicine. 29 (3), 395-402 (2008).
  2. Hála, P., et al. Tachycardia-induced cardiomyopathy as a chronic heart failure model in swine. Journal of Visualized Experiments. (132), e57030 (2018).
  3. Powers, J. C., Recchia, F. Canine model of pacing-induced heart failure. Methods in Molecular Biology. 1816, 309-325 (2018).
  4. Whipple, G. H., Sheffield, L. T., Woodman, E. G., Theophilis, C., Friedman, S. Reversible congestive heart failure due to chronic rapid stimulation of the normal heart. Proceedings of the New England Cardiovascular Society. 20, 39-40 (1962).
  5. Laughner, J. I., et al. A fully implantable pacemaker for the mouse: From battery to wireless power. PLoS One. 8 (10), 76291 (2013).
  6. Yue-Chun, L., et al. Establishment of a canine model of cardiac memory using endocardial pacing via internal jugular vein. BMC Cardiovascular Disorders. 10, 30 (2010).
  7. Gutruf, P., et al. Wireless, battery-free, fully implantable multimodal and multisite pacemakers for applications in small animal models. Nature Communications. 10 (1), 5742 (2019).
  8. Zhou, L., et al. A percutaneously implantable fetal pacemaker. Annual International Conference of the IEEE Engineering in Medicine and Biology Society. 2014, 4459-4463 (2014).
  9. Zhou, L., Chmait, R., Bar-Cohen, Y., Peck, R. A., Loeb, G. E. Percutaneously injectable fetal pacemaker: Electrodes, mechanical design and implantation. Annual International Conference of the IEEE Engineering in Medicine and Biology Society. 2012, 6600-6603 (2012).
  10. Jordan, C. P., et al. Minimally invasive resynchronization pacemaker: A pediatric animal model. The Annals of Thoracic Surgery. 96 (6), 2210-2213 (2013).
  11. Freeman, G. L., Colston, J. T. Myocardial depression produced by sustained tachycardia in rabbits. American Journal of Physiology. 262, 63-67 (1992).
  12. Ryu, K. H., et al. Force-frequency relations in the failing rabbit heart and responses to adrenergic stimulation. Journal of Cardiac Failure. 3 (1), 27-39 (1997).
  13. Hulsmans, M., et al. A miniaturized, programmable pacemaker for long-term studies in the mouse. Circulation Research. 123 (11), 1208-1219 (2018).
  14. Nishida, K., Michael, G., Dobrev, D., Nattel, S. Animal models for atrial fibrillation: Clinical insights and scientific opportunities. Europace. 12 (2), 160-172 (2010).
  15. Clementy, N., et al. Pacemaker complications and costs: A nationwide economic study. Journal of Medical Economics. 22 (11), 1171-1178 (2019).
  16. Armoundas, A. A., et al. Cellular and molecular determinants of altered Ca2+ handling in the failing rabbit heart: primary defects in SR Ca2+ uptake and release mechanisms. American Journal of Physiology-Heart and Circulatory Physiology. 292 (3), 1607-1618 (2007).
  17. Giraldo, A., Talavera López, J., Brooks, G., Fernández-Del-Palacio, M. J. Transthoracic echocardiographic examination in the rabbit model. Journal of Visualized Experiments. (148), e59457 (2019).
  18. Spannbauer, A., et al. Large animal models of heart failure with reduced ejection fraction (HFrEF). Frontiers in Cardiovascular Medicine. 6, 117 (2019).
  19. Byrne, M. J., et al. An ovine model of tachycardia-induced degenerative dilated cardiomyopathy and heart failure with prolonged onset. Journal of Cardiac Failure. 8 (2), 108-115 (2002).
  20. Hála, P., et al. Increasing venoarterial extracorporeal membrane oxygenation flow puts higher demands on left ventricular work in a porcine model of chronic heart failure. Journal of Translational Medicine. 18 (1), 75 (2020).
  21. Riehle, C., Bauersachs, J. Small animal models of heart failure. Cardiovascular Research. 115 (13), 1838-1849 (2019).

Play Video

Cite This Article
Somaya, V., Popkova, M., Janak, D., Princova, I., Mlcek, M., Petru, J., Neuzil, P., Kittnar, O., Hala, P. Translational Rabbit Model of Chronic Cardiac Pacing. J. Vis. Exp. (191), e64512, doi:10.3791/64512 (2023).

View Video