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Medicine

Évaluation de la fonction biventriculaire murine ex vivo dans un modèle de Langendorff

Published: December 23, 2022
doi:
10.3791/64384
, , , ,
1University of Michigan, Ann Arbor, 2University of Montreal

Summary

Nous présentons ici un protocole permettant de quantifier de manière fiable la fonction ventriculaire droite et gauche des cœurs de donneurs après conservation au froid à l’aide d’un système de perfusion ex vivo .

Abstract

Le dysfonctionnement primaire du greffon (DPI) reste la principale cause de décès prématuré après une transplantation cardiaque. Un temps ischémique prolongé pendant la conservation au froid est un facteur de risque important pour le DPI, et une évaluation fiable de la fonction cardiaque est essentielle pour étudier les réponses fonctionnelles du cœur du donneur après la conservation au froid. La vidéo d’accompagnement décrit une technique d’évaluation de la fonction ventriculaire droite et gauche de la souris à l’aide d’une perfusion ex vivo basée sur un modèle de Langendorff après conservation au froid pendant différentes durées. En bref, le cœur est isolé et stocké dans une solution froide d’histidine-tryptophane-cétoglutarate (HTK). Ensuite, le cœur est perfusé avec un tampon de Kreb dans un modèle Langendorff pendant 60 min. Un ballonnet en silicone est inséré dans les ventricules gauche et droit, et les paramètres fonctionnels cardiaques sont enregistrés (dP/dt, relations pression-volume). Ce protocole permet l’évaluation fiable de la fonction cardiaque après différents protocoles de préservation cardiaque. Il est important de noter que cette technique permet d’étudier les réponses de préservation cardiaque spécifiquement dans les cellules cardiaques natives. L’utilisation de très petits cœurs murins permet d’accéder à un vaste éventail de souris transgéniques pour étudier les mécanismes du DPI.

Introduction

La transplantation cardiaque améliore la survie et la qualité de vie des patients atteints d’insuffisance cardiaque terminale1. Malheureusement, la pénurie de donneurs de cœur limite le nombre de patients qui pourraient bénéficier de cette thérapie et limite la capacité des cliniciens à jumeler de manière optimale les donneurs avec les receveurs 2,3,4. De plus, le nouveau système d’allocation a contribué à allonger les délais ischémiques et a considérablement augmenté le recours aux donneurs marginaux depuis 20185. Par conséquent, l’âge moyen des donneurs cardiaques et le temps ischémique augmentent avec le temps, ce qui entraîne un taux plus élevé de dysfonctionnement primaire du greffon (DPI) malgré des améliorations significatives des stratégies de préservation du cœur 6.

Le DPI peut affecter les ventricules gauche, droit ou les deux, et reste une complication potentiellement mortelle qui représente la principale cause de décès prématurés après une transplantation cardiaque. L’étude des mécanismes de la DGE et l’élaboration de stratégies pour une meilleure préservation du cœur sont des considérations importantes, compte tenu de l’impact potentiel sur la vie des receveurs cardiaques. Par conséquent, les modèles expérimentaux qui permettent une évaluation robuste et fiable de la fonction cardiaque du donneur après une période de stockage prolongée sont essentiels pour améliorer notre compréhension du DPI et faciliter le développement de nouvelles thérapies. La capacité d’évaluer avec précision la fonction cardiaque dans le cœur de la souris permet d’accéder à un vaste répertoire de modèles murins transgéniques capables d’identifier avec précision les mécanismes du DPI.

Dans les études physiologiques et pharmacologiques, le modèle de perfusion rétrograde de Langendorff est largement utilisé pour évaluer la fonction cardiaque7. Plus précisément, les performances cardiaques sont détectées par un ballon en silicone relié à un transducteur de pression dans la cavité ventriculaire gauche (VG). L’une des principales caractéristiques du DPI est la contraction et la relaxation inadéquates du muscle ventriculaire. Des études antérieures de Langendorff se sont concentrées sur l’utilisation d’un ballonnet VG pour produire des résultats fiables et reproductibles dans l’évaluation fonctionnelle du VG 8,9,10. Cependant, l’utilisation d’un ballonnet intracavitaire pour évaluer la fonction ventriculaire droite (RV) à l’aide du système de ballonnet est moins bien reconnue.

Compte tenu d’un taux significatif de DPI impliquant le RV après la transplantation11, des méthodes expérimentales pour étudier à la fois la fonction du VG et du RV aideraient à déterminer les mécanismes moléculaires et physiologiques qui contribuent au DPI du RV. Ce protocole montre que les ballons intracavitaires en silicone peuvent fournir des évaluations fiables de la fonction VG et RV dans le même cœur murin12. Pour évaluer l’utilisation potentielle du système de Langendorff dans l’étude DPI, nous avons examiné les fonctions cardiaques avec différentes périodes de stockage et avons constaté une diminution de la fonction cardiaque lors de la contraction et de la relaxation avec le stockage prolongé au froid des cœurs murins. Il est intéressant de noter que le LV a une réduction fonctionnelle plus élevée que le RV. En résumé, le protocole décrit ici peut être utilisé pour évaluer l’effet d’un médicament candidat et des voies moléculaires sur la fonction du VG et du RV. La possibilité d’utiliser cette méthode sur des cœurs murins facilitera la réalisation d’études mécanistiques détaillées.

Protocol

Toutes les expériences sur les animaux dans le cadre de ce protocole ont été approuvées par le Comité institutionnel de protection et d’utilisation des animaux de l’Université du Michigan, à Ann Arbor. Toutes les souris ont été logées à un cycle de lumière de 12 :12 dans des pièces exemptes d’agents pathogènes. Voir le tableau des matériaux pour plus de détails sur tous les matériaux, animaux et équipements utilisés dans ce protocole. 1. Construction du cathéter à ballonnet en silicone REMARQUE : Le ballon en silicone est fabriqué comme décrit précédemment13. Ajouter 9,5 ml d’eau distillée, 14,2 ml de sirop de maïs léger et 33,8 g de saccharose dans un bécher de 100 ml. Chauffer et remuer la solution jusqu’à ce que le sucre soit complètement dissous. Préparez la pâte en mélangeant 10 g de farine de blé et 5 g d’eau jusqu’à l’obtention d’une consistance uniforme et laissez-la reposer pendant 10 min. Façonnez un petit morceau de pâte en ovale – la « tête » – et attachez-le à l’extrémité d’un brin de spaghetti sec. Ensuite, trempez cette tête dans la solution sucrée et retirez-la lentement de la solution, car la tête est maintenant complètement enrobée.REMARQUE : La pâte doit être lisse et de texture uniforme. Les tailles de pâte peuvent être variées pour générer différentes tailles de ballons, de 5 mm (diamètre court) à 7 mm (diamètre long). Essayez de les recouvrir d’une fine pellicule de solution sucrée. Suspendez le brin de spaghetti sur un bloc de mousse de polystyrène ou d’autres supports pour former une couverture brillante uniformément sur la tête et séchez-le toute la nuit. Tremper le moule dans la dispersion de silicone (élastomère de silicone dispersé dans du xylène). Remettez le brin de spaghetti dans le bloc de mousse de polystyrène à 37 °C pendant 2 h ou jusqu’à ce qu’il soit sec. Répétez cette étape une fois.REMARQUE : Il est essentiel d’empêcher le gel de dispersion de silicone de s’oxyder en raison de l’exposition à l’air, car cela générera une épaisseur de ballon inégale. Placez le moule dans l’eau pour séparer et recueillir le ballon. Conservez le ballon dans de l’azoture de sodium à 0,02 %. Coupez une pointe à deux extrémités émoussées dans une aiguille de 22 G ; montez une extrémité émoussée sur le ballon en silicone et une autre extrémité émoussée sur le tube en PE. Utilisez de la soie 4-0 pour attacher le ballon en place sur l’aiguille.REMARQUE : Testez l’intégrité du ballon en y injectant de l’eau. Une fois le ballon rempli, appuyez doucement sur le ballon pour tester si le ballon maintient la tension à l’intérieur. Utilisez un nouveau ballon s’il fuit. Les ballons montés peuvent être stockés pour une utilisation future. 2. Préparation du système de perfusion cardiaque Préparez 1 L de tampon de perfusion Krebs-Henseleit (KH) et transférez-le dans le réservoir d’eau du système Langendorff. Connectez le tube d’air au réservoir d’eau et activez le flux d’air pour équilibrer le tampon KH avec 5 % de CO 2 et 95 % d’O2 pendant au moins 30 minutes. Réglez le bain-marie à 41,5 °C et faites circuler l’eau dans la couche extérieure du système Langendorff pour réchauffer le système et le tampon KH.REMARQUE : La température du bain-marie doit être optimisée pour chaque système. Pour ce système, la température du bain-marie maintiendra le KH à 37-37,5 °C lors de la perfusion dans le cœur. 3. Isolation, montage et canule du cœur de la souris Pour l’anticoagulation, administrer 200 unités d’héparine dans une solution saline par injection intrapéritonéale (i.p.) dans le quadrant droit de l’abdomen de souris C57/B6. Aspirez la seringue avant l’injection pour confirmer que le biseau des aiguilles n’est pas dans la vessie ou la lumière du tractus gastro-intestinal. Utilisez au moins quatre souris dans chaque condition expérimentale (mais tenez également compte de l’ampleur de l’effet du traitement).Après 30 min, administrer 80 mg/kg de kétamine et 10 mg/kg de xylazine i.p. pour anesthésier la souris. Vérifiez si la souris anesthésiée est inconsciente en effectuant un pincement de l’orteil et en vous assurant qu’aucune réponse n’est observée. L’acépromazine 2 mg/kg peut être ajoutée au cocktail ket/xyl si la souche de souris utilisée n’atteint pas un niveau adéquat d’anesthésie avec ket/xyl uniquement. Faites une incision juste en dessous du sternum. Utilisez des ciseaux pour ouvrir la poitrine en coupant le diaphragme et les côtes. Pliez la paroi thoracique antérieure pour exposer complètement la poitrine. Couper au niveau de l’aorte descendante (fermée à l’arc aortique). Transférez le cœur, les poumons et le thymus de la souris dans un tampon froid d’histidine-tryptophane-cétoglutarate (HTK). Isolez les organes sous un tampon HTK glacé. Exposez l’aorte en enlevant tous les tissus conjonctifs.REMARQUE : Maximisez la longueur de l’aorte en incluant à la fois l’aorte ascendante et la région de l’arc aortique dans l’excision pour laisser suffisamment d’espace pour se connecter à une aiguille. Connectez l’extrémité de l’aorte à une aiguille de 22 G et attachez-la avec une suture en soie 6-0. Assurez-vous que la canule est au-dessus de la racine aortique afin de ne pas interférer avec la valve aortique. Perfuser l’aorte avec 10 mL de tampon HTK froid (4 °C) pendant environ 10 min.REMARQUE : Il faut moins de 15 minutes entre l’ablation du cœur et la canulation de l’aorte ; Cependant, il est important de maintenir la vitesse de perfusion au niveau approprié. Des injections trop rapides et trop vigoureuses peuvent générer des pressions élevées et causer des dommages vasculaires/cardiaques. Conservez le cœur dans un tube de 50 ml avec du HTK glacé pendant 8 h ou effectuez immédiatement la perfusion (ne pas stocker le témoin) et évitez tout contact direct avec de la glace.REMARQUE : Le contact direct du tissu cardiaque avec la glace peut entraîner des blessures dues au froid. Reliez le cœur monté sur l’aiguille à la canule de l’appareil Langendorff et attachez-le avec une suture en soie.REMARQUE : Pour standardiser la procédure, attendez un total de 3 minutes pour le processus de canulation avant la perfusion. Démarrer la perfusion avec un débit constant à 3 mL/min ; ensuite, passez en mode pression constante à 70-80 mmHg et ajustez le cœur à ~6 mL/min.REMARQUE : Palper doucement le cœur peut aider à accélérer la réanimation cardiaque. Si le débit de perfusion est beaucoup plus élevé que 6 mL/min en mode pression constante, il peut y avoir une fuite dans la canulation ou la valve aortique peut ne pas fonctionner correctement. Ajustez les connexions pour réparer la fuite. Le mode de débit constant l’emporte sur l’autorégulation du tonus vasculaire du cœur. Le mode pression constante permet au cœur de réguler son débit de perfusion coronaire. Par conséquent, le mode à pression constante mesurera avec précision la fonction cardiaque et la qualité de conservation du cœur. Connectez un ballon dégonflé rempli d’eau à un transducteur de pression et à une seringue remplie d’eau avec un robinet à trois voies. Après une période d’équilibrage de 15 à 20 minutes, coupez l’oreillette droite (RA) et insérez le ballon dans le VR à travers le RA. Utilisez du ruban adhésif pour maintenir le ballonnet à l’intérieur du VR. Réduisez la zone ouverte de la PR pour aider à contraindre le ballonnet dans le ventricule (voir la figure 1 pour la configuration).REMARQUE : Une période d’équilibration est nécessaire, car la contraction et la relaxation cardiaques ne sont pas stables au début, et la mesure est moins précise et représentative. Si le nœud AV est endommagé lors de l’ouverture de la PR, le cœur présentera des arythmies fréquentes. Après 20 min de collecte des données fonctionnelles du VR, coupez l’oreillette gauche (LA) et insérez un ballon gonflé rempli d’eau dégonflé dans le LV à travers le LA. Utilisez du ruban adhésif pour maintenir le ballon à l’intérieur du LV.REMARQUE : Le cœur doit maintenir une hémodynamique stable pendant plus de 1,5 h. 4. Enregistrement des données fonctionnelles Étalonnage du transducteur de pressionRemplissez une seringue de 10 ml de solution saline tiède et connectez la seringue au dôme à l’aide d’un robinet à trois voies. Ouvrez le robinet et remplissez lentement le dôme de solution saline, puis fermez tous les robinets et retirez la seringue. Fixez le dôme rempli au transducteur ; Connectez le manomètre à la troisième extrémité du robinet à trois voies. Dans le logiciel d’enregistrement, sélectionnez Bridge Amp dans le menu déroulant du canal se connectant au transducteur. Renommez le canal Perfused pressure. Cliquez sur Zéro pour remettre le transducteur à zéro. Démarrez l’enregistrement en cliquant sur Démarrer pour que la sonde affiche maintenant 0 mmHg. Après plusieurs secondes d’enregistrement, poussez lentement la seringue et augmentez la pression à 100. Cliquez sur Arrêter pour arrêter l’enregistrement. Dans la boîte de dialogue Conversion d’unités, sélectionnez une zone d’enregistrement pour 0 mmHg et cliquez sur la flèche vers le point 1 et tapez 0 mmHg. Sélectionnez la zone d’enregistrement pour 100 mmHg, cliquez sur la flèche vers le point 2 et tapez 100 mmHg. Cliquez sur OK pour calibrer la sonde. Renommez le canal correspondant au transducteur de pression avec le ballon en Pression ventriculaire. Démarrez l’enregistrement lorsque le cœur est connecté au système. Après avoir inséré le ballonnet dans le ventricule, ajustez le volume d’eau dans le ballonnet à l’aide d’une seringue micrométrique à travers le robinet à trois voies pour maintenir la pression diastolique en fin de course à 5-10 mmHg.REMARQUE : La mesure de la fin de la diastolique peut diminuer pendant la mesure, de préférence à partir de près de 10 mmHg. Renommez un canal vide en dP/dt. Dans le menu déroulant, sélectionnez Dérivé | canal source comme Pression ventriculaire. Le canal enregistrera le rapport de changement de pression dans la cavité ventriculaire pendant la période de contraction. Sélectionnez une période de mesure stable, puis cliquez sur Réglage dans le module Pression artérielle.Sélectionnez la pression ventriculaire comme canal d’entrée et cliquez sur Sélection pour une période de calcul | D’accord. Cliquez sur Vue du classificateur pour supprimer le cycle cardiaque aberrant (par exemple, une durée de cycle ou une pression anormale). Cliquez sur la vue tabulaire pour générer les tableaux de la moyenne de dP/dt max (contraction) et de dP/dt minimum (relaxation) pour la période sélectionnée.REMARQUE : Conservez le fichier d’enregistrement pour chaque échantillon et enregistrez le tableau de la fonction cardiaque moyenne pour l’analyse statistique.

Representative Results

Des cœurs de souris C57Bl/6 adultes, âgés de 3 mois, ont été récoltés et montés dans le système Langendorff. Le cœur du donneur a été stocké dans HTK pendant 0 et 8 h, puis perfusé avec un tampon KH oxygéné. Un ballon en silicone relié à un transducteur de pression a été utilisé pour mesurer la contraction et la relaxation de la fonction BT et RV. Les pressions aortiques ont été maintenues dans la gamme 70-80 mmHg. La fréquence cardiaque était comparable dans les cœurs de souris avec 0 et 8 h de stockage. Les fonctions VG et RV ont été examinées en mesurant la pression systolique et diastolique. dP/dt, une dérivée pour calculer le rapport de variation de pression, a été calculé pour déterminer la dynamique de la pression. Le nombre absolu de dP/dt max et de dP/dt min pourrait représenter le niveau de contraction et de relaxation musculaire. À 0 h de stockage, la pression systolique du VG était plus élevée que celle du RV (Figure 2C et Figure 3A). Le VG a montré plus de contraction musculaire et de relaxation que le RV après une perfusion de 0 h de stockage (Figure 2C et Figure 3B,C). Cependant, après 8 h d’entreposage frigorifique, le VG et le RV ont tous deux montré une réduction fonctionnelle significative par rapport à une ligne de base de 0 h (Figure 2A-D et Figure 3B,C). Les diminutions de la contraction cardiaque étaient plus sévères dans le VG. Après 8 h de stockage, la contraction et la relaxation de la VG étaient de 25,1 % et 30,7 % de la ligne de base de 0 h, tandis que la RV avait 32,5 % et 29,1 % de fonction par rapport à la ligne de base de 0 h (Figure 3B, C). Ces résultats ont montré que le DPI du VG après un stockage prolongé présentait une réduction de la contraction cardiaque plus significative que le RV. Figure 1 : Montage et canulation du cœur de la souris. (A) Configuration générale de l’installation de perfusion. 1. Réservoir de perfusion. 2. Chambre d’oxygénation. 3. Chambre de piège à air. 4. Chambre cardiaque. 5. Commutateur de valeur pour un débit et une pression constants. 6 et 7. Entrée d’oxygène. (B) Coeurs canulés avec le RV à l’avant. (C) Position du VR à couper pour l’ouverture de sa cavité. (D) Tapotez le tube du ballonnet avec la canule. Abréviation : RV = ventricule droit. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure. Figure 2 : Comparaison de la fonction du VG par rapport au RV. (A) Enregistrement du dP/dt max et min dans le RV et du LV dans le cœur du donneur avec 0 h de stockage. (B) L’enregistrement des dP/dt max et min dans le RV et du LV dans le cœur du donneur avec 8 h de stockage. (C,D) Détails du dP/dt, de la pression VG, de la fréquence cardiaque et de la pression de perfusion dans le BT et le RV à 0 h et 8 h. Abréviations : RV = ventricule droit ; VG = ventricule gauche ; dP/dt = relation pression-temps. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure. Figure 3 : Comparaison de la fonction du VG par rapport à celle du RV après stockage et perfusion. (A) Pression systolique et diastolique du VG et du RV après 0 h et 8 h de stockage. (B) DP/dt max et (C) DP/dt min du BT et du RV après perfusion avec 0 h et 8 h de stockage. Cette figure provient de Lei et al.12. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.

Discussion

Ce protocole décrit la méthode de Langendorff par perfusion rétrograde par canulation aortique. Cette technique peut être utilisée pour évaluer la fonction VG et RV des cœurs murins après un stockage au froid. Les résultats montrent que le stockage prolongé au froid des cœurs de donneurs entraîne une réduction de la fonction cardiaque à la fois dans le VG et le RV en utilisant ce protocole.

Les études sur le rejet aigu et chronique après transplantation cardiaque se concentrent largement sur l’immunobiologie14. Les effets des cellules natives sur le DPI pendant l’entreposage frigorifique sont moins bien étudiés. Le DPI survient dans ~10 à 20 % des transplantations cardiaques et représente 66 % des décès prématurés dans les 30 jours suivant la transplantation. En particulier, l’incidence du DPI affectant le VG par rapport au RV diffère après la transplantation11. Sans l’apport des réponses cellulaires du receveur, cette méthode ex vivo se concentre sur les contributions des cellules cardiaques natives au DPI après conservation à froid des cœurs des donneurs. D’autres études pourraient intégrer les réponses des receveurs dans un modèle de transplantation cardiaque chez la souris.

Dans ce protocole, la perfusion Langendorff de cœurs de donneurs conservés à froid s’est concentrée sur les réponses cardiaques natives à la perfusion cristalloïde chaude sans infiltrer l’immunité cellulaire. Pour obtenir des résultats reproductibles, plusieurs étapes critiques ont été standardisées. Les cœurs de souris ont été arrêtés à l’aide d’une solution de HTK et stockés dans du HTK glacé, comme c’est le cas en clinique. Le volume de perfusion et le temps de perfusion de la solution HTK pour chaque cœur ont été étroitement surveillés à l’aide d’une minuterie. Le cœur du donneur a été conservé dans des tubes pré-refroidis sur de la glace contenant de l’HTK dans une pièce à 4 °C. Le temps de canulation est normalisé à ~3 min avant la perfusion. Toutes ces étapes ont permis de s’assurer que la durée de conservation au froid était la variable majeure de l’étude.

Une période de contractilité cardiaque irrégulière de ~20 min a été fréquemment observée au début de la perfusion. Cette période d’équilibrage et de récupération a été facilitée par le réchauffement et l’oxygénation progressifs des tissus cardiaques. On s’attendait à une période relativement stable après les 20 premières minutes. Le ballonnet a été inséré dans la cavité ventriculaire à ~18 min après la période d’équilibration initiale. Nous avons commencé à enregistrer l’hémodynamique après que le cœur ait été stable pendant ~25 min, une fois le ballon inséré. La perfusion avec tampon KH a maintenu des performances cardiaques stables pendant ~1,5-2 h. Nous avons donc choisi d’enregistrer l’hémodynamique pendant 20 min dans chacun des ventricules gauche et droit.

Il existe plusieurs limites à la perfusion rétrograde pour l’étude du DPI des cœurs après stockage au froid. Tout d’abord, en raison de la taille du ballonnet et du manque d’espace dans chaque cavité ventriculaire (en particulier, le RV), l’insertion simultanée de deux ballons dans le VG et le RV est très difficile. Ainsi, nous mesurons la fonction de RV et LV de manière séquentielle. Il est important de noter que le septum interventriculaire contribue de manière significative à la fonction ventriculaire gauche et droite. Le septum contribue à ~50% de la fonction ventriculaire droite, il y a donc une dépendance interventriculaire15. Il est également important de noter que, alors que les procédures de reperfusion du cœur murin dans le dispositif Langendorff prennent ~3 min, l’implantation chirurgicale du cœur humain dans le champ chirurgical relativement chaud prend ~45 min. En comparaison, le cœur murin de ce système de Langendorff subit moins de temps ischémique. Cela doit être pris en compte lorsque l’on envisage une traduction clinique.

Étant donné que nous avons utilisé un tampon KH pour perfuser le cœur sans sang, cela peut également avoir moins d’efficacité dans l’administration d’oxygène. Cependant, la fonction cardiaque est relativement stable pendant les 1,5 à 2 heures initiales de perfusion, ce qui permet des mesures hémodynamiques fiables. Malheureusement, il n’existe actuellement aucun modèle de perfusion cardiaque viable pour ces cœurs murins plus petits, et l’effet de la charge ventriculaire ne peut pas être évalué dans ce système. Malgré cela, le système de perfusion est hautement reproductible et nécessite moins de travail et de temps que les modèles de transplantation. Il est également moins coûteux que les études de transplantation, ce qui peut le rendre plus adapté au dépistage de différentes options thérapeutiques et de diverses voies moléculaires. Avec des modifications apportées aux solutions de conservation par l’ajout de médicaments candidats, cette plate-forme peut être utilisée pour évaluer les effets des agents pharmacologiques sur la réduction du DPI dans le VG et le RV.

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Aucun.

Materials

4-0 silk suture Braintree Scientific SUTS108
6-0 Silk suture Braintree Scientific SUTS104
All purpose flour Kroger
BD General Use and PrecisionGlide Hypodermic Needles 22 G Fisher scientific 14-826-5A
BD Syringe with Luer-Lok Tips (Without Needle) Fisher scientific 14-823-16E
Corn Syrup Kroger
Custodiol HTK Solution Essential Pharmaceuticals LLC
Dissecting Scissors  World Precision Instruments 14393/14394
Falcon 50 mL conical tubes Fisher scientific 14-959-49A
Heparin sodium salt from porcine intestinal mucosa   Sigma H4784
Krebs Henseleit buffer Sigma K3753
Nusil silicone dispersions Avantor
Perfusion system Radnoti 130101BEZ
PowerLab ADInstruments PL3508
Sodium azide Sigma S2002
Sodium bicarbonate  Sigma S5761
Sucrose Sigma S0389
Sucrose Sigma S0389
Xylazine Sigma X1126
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References

  1. Kim, I. C., Youn, J. C., Kobashigawa, J. A. The past, present and future of heart transplantation. Korean Circulation Journal. 48 (7), 565-590 (2018).
  2. Gaffey, A. C., et al. Transplantation of "high-risk" donor hearts: Implications for infection. The Journal of Thoracic and Cardiovascular Surgery. 152 (1), 213-220 (2016).
  3. Hsich, E. M. Matching the market for heart transplantation. Circulation: Heart Failure. 9 (4), 002679 (2016).
  4. Piperata, A., et al. Heart transplantation in the new era of extended donor criteria. Journal of Cardiac Surgery. 36 (12), 4828-4829 (2021).
  5. Huckaby, L. V., Hickey, G., Sultan, I., Kilic, A. Trends in the utilization of marginal donors for orthotopic heart transplantation. Journal of Cardiac Surgery. 36 (4), 1270-1276 (2021).
  6. Singh, S. S. A., Dalzell, J. R., Berry, C., Al-Attar, N. Primary graft dysfunction after heart transplantation: a thorn amongst the roses. Heart Failure Reviews. 24 (5), 805-820 (2019).
  7. Bell, R. M., Mocanu, M. M., Yellon, D. M. Retrograde heart perfusion: the Langendorff technique of isolated heart perfusion. Journal of Molecular and Cellular Cardiology. 50 (6), 940-950 (2011).
  8. Rossello, X., Hall, A. R., Bell, R. M., Yellon, D. M. Characterization of the Langendorff perfused isolated mouse heart model of global ischemia-reperfusion injury: impact of ischemia and reperfusion length on infarct size and LDH release. Journal of Cardiovascular Pharmacology and Therapeutics. 21 (3), 286-295 (2016).
  9. Matsuura, H., et al. Positive inotropic effects of ATP released via the maxi-anion channel in Langendorff-perfused mouse hearts subjected to ischemia-reperfusion. Frontiers in Cell Development Biology. 9, 597997 (2021).
  10. Tse, G., Hothi, S. S., Grace, A. A., Huang, C. L. Ventricular arrhythmogenesis following slowed conduction in heptanol-treated, Langendorff-perfused mouse hearts. The Journal of Physiological Sciences. 62 (2), 79-92 (2012).
  11. Kobashigawa, J., et al. Report from a consensus conference on primary graft dysfunction after cardiac transplantation. The Journal of Heart and Lung Transplantation. 33 (4), 327-340 (2014).
  12. Lei, I., et al. Differential inflammatory responses of the native left and right ventricle associated with donor heart preservation. Physiological Reports. 9 (17), 15004 (2021).
  13. Miller, A., Wright, G. L. Fabrication of murine ventricular balloons for the Langendorff heart preparation. Journal of Biotechnology & Biomaterials. 1 (101), (2011).
  14. Madsen, J. C. Advances in the immunology of heart transplantation. The Journal of Heart and Lung Transplantation. 36 (12), 1299-1305 (2017).
  15. Voelkel, N. F., et al. Right ventricular function and failure: report of a National Heart, Lung, and Blood Institute working group on cellular and molecular mechanisms of right heart failure. Circulation. 114 (17), 1883-1891 (2006).

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Noly, P., Huang, W., Naik, S., Tang, P., Lei, I. Assessment of Ex Vivo Murine Biventricular Function in a Langendorff Model. J. Vis. Exp. (190), e64384, doi:10.3791/64384 (2022).
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