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Amostragem de soluto dissolvido em uma interface água-solo óxico-anóxica usando perfiladores de microdiálise

Published: March 24, 2023
doi:
10.3791/64358
, , , , ,
1Department of Geography and Planning,University of Liverpool, 2Department of Health and Environmental Sciences,Xi’an Jiaotong-Liverpool University

Summary

Um perfilador de microdiálise é descrito para coletar amostras de solutos de água de poro dissolvidos através de uma interface óxico-anóxica-água do solo in situ com mínima perturbação. Este dispositivo é projetado para capturar mudanças rápidas nos perfis de concentração-profundidade induzidas por distúrbios na interface solo-água e além.

Abstract

Os processos biogeoquímicos mudam rapidamente em dimensões espaciais (escala milimétrica) e temporais (escala de horas para escala diária) na interface óxico-anóxica em resposta a distúrbios. Decifrar as rápidas mudanças biogeoquímicas requer ferramentas in situ, minimamente invasivas, com alta resolução espacial e temporal de amostragem. No entanto, os dispositivos de amostragem passiva disponíveis não são muito úteis em muitos casos, seja devido à sua natureza descartável ou à complexidade e extensa carga de trabalho para a preparação de amostras.

Para resolver esse problema, um perfilador de microdiálise com 33 tubos de nanomembrana de polietersulfona individuais (semipermeáveis de <tamanho de poro de 20 nm) integrados ao esqueleto unidimensional (60 mm) foi estabelecido para amostrar iterativamente os compostos dissolvidos em água de poro através da interface solo-água em uma alta resolução de 1,8 mm (diâmetro externo mais um espaçamento, ou seja, 0,1 mm entre sondas). O mecanismo de amostragem baseia-se no princípio do gradiente de concentração de difusão. O carregamento automático de água desgaseificada permite uma perturbação mínima para as espécies químicas através da interface óxico-anóxica.

Este artigo descreve os procedimentos de configuração do dispositivo e amostragem contínua de água de poro através da interface solo-água em uma base diária. Perfis de concentração-profundidade foram medidos seletivamente antes (no Dia 6) e após (no Dia 7) distúrbios induzidos pela irrigação. Os resultados mostraram que os perfis concentração-profundidade estavam sofrendo mudanças rápidas, especialmente para elementos redox-sensíveis (i.e., ferro e arsênio). Esses protocolos podem ajudar a investigar as respostas biogeoquímicas na interface solo-água sob vários distúrbios causados por fatores físicos, químicos e biológicos. O artigo discute detalhadamente as vantagens e desvantagens desse método para uso potencial nas ciências ambientais.

Introduction

Uma interface óxico-anóxica é uma característica geral da biosfera vital para o ciclo biogeoquímico1. Essa interface é altamente heterogênea, com amplitude espacial que se estende de milímetros na interface sedimento/solo-água1,2 a milhares de metros na zona anóxica oceânica 3,4. Esta interface é um habitat ideal para estudar a complexidade da biogeoquímica elementar.

As interfaces solo-água têm uma característica típica de gradiente óxico-anóxico dentro de centímetros e são facilmente estabelecidas em experimentos de mesocosmos. A partir do consumo de oxigênio molecular das águas superficiais, as comunidades microbianas funcionais estratificadas conduzem o desenvolvimento de vários gradientes, como os gradientes de O2, pH e Eh, na escala milimétrica1. A ciclagem biogeoquímica na interface óxico-anóxica é sensível a vários distúrbios na natureza 5,6. No caso de sedimentos e arrozais, a entrada de matéria orgânica fresca, como serapilheira e palha, inundações e drenagens periódicas, flutuações e extremos de temperatura e bioturbação podem causar alterações no ciclo biogeoquímico na interface óxico-anóxica, provavelmente resultando em impactos duradouros, como emissões de gases de efeito estufa, eutrofização e contaminação em um determinado local. Portanto, o gradiente óxico-anóxico na interface solo-água fornece uma janela para o estudo de ciclos biogeoquímicos globais em larga escala. A amostragem espaço-temporal e a análise de substâncias dissolvidas ao longo da interface solo-água em alta resolução sempre foram de interesse; no entanto, houve progressos limitados na metodologia.

Contornando as desvantagens da extração destrutiva de água de poros, a amostragem passiva não destrutiva é cada vez mais usada para evitar mudanças na química da água de poros e abordar a complexidade da preparação da amostra7. Vários dispositivos que podem realizar amostragem in situ de alta precisão (da escala micrométrica a centimétrica) têm sido amplamente utilizados, incluindo amostradores de diálise in situ (conhecidos como peepers)8, equilíbrio difusivo em filmes finos (DET)9 e gradiente difusivo em filmes finos (DGT)10. As substâncias dissolvidas são passivamente amostradas através do mecanismo de processos de difusão e adsorção. Embora tenham se mostrado úteis na descrição de perfis químicos óxico-anóxicos, ainda são de uso único, o que limita sua aplicação mais ampla.

Recentemente, a técnica de microdiálise surgiu como uma ferramenta sensível que pode ser utilizada para monitorar a dinâmica de compostos solúveis no solo em escalas temporais de minutos a dias11,12,13,14. Para um cenário típico usando microdiálise em ciências médicas e ambientais, uma sonda miniatura, do tipo concêntrica, consistindo de uma membrana tubular semipermeável (ou seja, um microdialisador) é usada para sondar o fluido intersticial ou soluções do solo para prevenir distúrbios significativos nos processos metabólicos e especiação química15,16. Uma das maiores vantagens inerentes à microdiálise é a captura in situ de mudanças de concentração dependentes do tempo no solo ou nos tecidos biológicos15,16.

Com base no conceito de microdiálise, desenvolvemos um perfilador de microdiálise mais fácil de usar, anteriormente chamado de profiler de injeção integrada de água de poro (IPI), que pode realizar diálise de equilíbrio contínuo de solutos de água porosa com base no princípio de difusão por gradiente de concentração2. O dispositivo de microdiálise usa tubos ocos de nanomembrana para pré-carregamento ativo do perfusato e difusão passiva dos solutos dissolvidos, que é diferente da difusão de água de poro em massa usada em peepers, filtros de pressão como o amostrador de Rhizon e DGT à base de acumulação. O dispositivo foi testado e validado na amostragem temporal e espacial de elementos catiônicos e aniônicos em solos alagados e alagados (Figura 1A-1)13,15,16. A microdiálise simples de entrada e saída por bomba minimiza o número de etapas no preparo da amostra 2,15.

Fabricamos um perfilador de microdiálise integrando um conjunto de amostradores em um esqueleto de suporte unidimensional, e este perfilador obteve amostragem de alta resolução na interface solo-água e rizosfera 2,15,17. Neste estudo, modificações consideráveis no dispositivo de amostragem e no método de amostragem foram feitas para permitir a coleta de 33 amostras de água de poros na interface solo-água (60 mm de profundidade vertical) com mínima perturbação para análise elementar a jusante. Todo o procedimento de amostragem leva ~15 min. Uma vez que o perfilador de microdiálise é novo para a comunidade de ciência ambiental, apresentamos detalhes dos componentes do dispositivo e procedimentos de amostragem para indicar o potencial da microdiálise no monitoramento das mudanças nos sinais químicos na interface solo-água.

Descrição do perfilador de microdiálise
O perfilador de microdiálise, com as devidas modificações do desenho anterior2, é mostrado na Figura 1. O tamanho efetivo dos poros da nanomembrana (Figura 1C-1) é estimado em apenas vários nanômetros para impedir a difusão de grandes moléculas e células microbianas. Um teste anterior sugeriu que uma incubação inundada de 6 meses não resultou em depósitos de ferro no interior ou no exterior da superfície do tubo15. Um esqueleto curvo e oco foi projetado (Figura 1C-2) e impresso em 3D usando um material de nylon estável. Um total de 33 tubos nanomembrana (polietersulfona; tamanho dos poros da superfície: 0-20 nm; diâmetro interno x diâmetro externo x comprimento efetivo de amostragem: 1,0 mm x 1,7 mm x 54 mm; volume teórico: 42,4 μL) conectados com tubos de politetrafluoretileno (PTFE) combinados (comprimento: 18 cm x 2 cm de diâmetro Figura 1C-1) foram instalados no esqueleto e em um dos lados de um recipiente de PVC (Figura 1B). Para este dispositivo, o componente de amostragem (Figura 1B-1) está a 2 cm de distância da parede lateral do recipiente de PVC. Para o lado da injeção (Figura 1B-4), todos os tubos foram conectados a um conector um-para-muitos, que foi fixado em um recipiente tampão de forma hermética (Figura 1B-7). Uma bolsa de infusão médica (Figura 1B-11) foi usada para conectar com o recipiente tampão por uma válvula de três vias. A estanqueidade do sistema foi cuidadosamente examinada em água antes de novas operações experimentais. A água pré-carregada (18,2 MΩ, 500 mL) na bolsa de infusão médica é sempre isenta de oxigênio (Figura 1C-8). A configuração detalhada do dispositivo e a amostragem de água de poros são descritas a seguir.

Protocol

1. Preparação individual do amostrador de microdiálise Corte com precisão tubos de nanomembrana imaculados (diâmetro interno x diâmetro externo x comprimento: 1,0 mm x 1,7 mm) em um total de 33 tubos curtos (58 mm de comprimento). Corte com precisão o tubo de PTFE em 66 tubos (180 mm de comprimento) com uma faca de cerâmica.NOTA: Não utilize facas à base de metal para evitar qualquer contaminação. Misture totalmente o adesivo epóxi de duas partes (AB) em qualquer placa de plástico limpa e deixe descansar por 30 minutos até ficar pegajoso. Aplique o adesivo epóxi AB cuidadosamente na superfície externa da parte superior do tubo de PTFE. Certifique-se de que o adesivo epóxi AB cubra apenas o comprimento de 4 mm do tubo e que não haja tubos de bloqueio adesivos adicionais. Conecte os dois tubos de PTFE preparados nas etapas 1.2-1.4 com cada tubo de nanomembrana preparado na etapa 1.1, rosqueando suavemente os tubos de PTFE no tubo de nanomembrana.OBS: Não permita que o excesso de adesivo se acumule na articulação. Certifique-se de que nenhum adesivo contamine o tubo de nanomembrana. Repita a etapa 1.4 para montar completamente todos os 33 amostradores de microdiálise intactos. Deixe os amostradores montados na etapa 1.6 repousarem durante a noite para garantir a cura completa e a estabilização do adesivo. Aumentar a hidrofilicidade e limpar os amostradores de microdiálise mergulhando-os em etanol (99,5% de pureza) por 1 h, seguido de limpeza ultra-sônica (temperatura ambiente) com HNO3 diluído a 2% e água ultrapura por 15 min cada. Verifique a permeabilidade e a estanqueidade do amostrador de microdiálise borbulhando em água usando uma seringa de 5 mL. 2. Montagem do perfilador de microdiálise Use o arquivo CAD anexado (Arquivo Suplementar 1) para imprimir o esqueleto pré-projetado usando material de nylon (Figura 1C-2). Esvazie um recipiente de PVC (lavado com ácido) com duas ranhuras paralelas (intervalo de 5 cm) para corresponder ao tamanho do esqueleto. Use o módulo de gravação na impressora 3D para ranhura. Construa um conector um-para-muitos estabilizando o adesivo epóxi na forma da tampa de um tubo centrífugo de 50 mL. Insira 33 tampas de silicone (1 cm de comprimento) no adesivo epóxi antes de curar e deixe repousar durante a noite. Retire o conector um-para-muitos da tampa do tubo. Use uma faca de cerâmica para cortar o adesivo epóxi curado para que todas as extremidades da tampa de silicone fiquem desobstruídas. Enxágue bem o conector um-para-muitos com HNO3 diluído a 2% e água ultrapura por 15 min cada. Seque o conector um-para-muitos em condições ambientais. Conecte uma válvula de três vias ao fundo do tubo para servir como um recipiente de amortecimento. Monte o recipiente de tamponamento instalando um conector um-para-muitos em um tubo de centrífuga de 50 mL usando adesivo epóxi AB. Montar os amostradores individuais de microdiálise preparados na secção 1 no esqueleto (passo 2.1). Nesta etapa, use adesivo hot melt para ajudar na fixação de modo que cada amostrador fique paralelo à borda superior/inferior do esqueleto. Repetir o passo 2.9 até que todos os amostradores de microdiálise (n = 33) estejam instalados no esqueleto. Certifique-se de que os 33 amostradores em ambos os lados do esqueleto passem pelos slots de PVC. Sele as lacunas nas juntas do esqueleto e das ranhuras com adesivo epóxi AB. Conecte os 33 amostradores de um lado do esqueleto a um recipiente tampão de maneira hermética através de uma válvula de conexão um-para-muitos pré-instalada em um tubo centrífugo de 50 mL (passo 2.8) Conecte um saco de infusão médica pré-preenchido com água (18,3 MΩ) ao recipiente tampão através da válvula de três vias. Use tampas de silicone para fechar os 33 amostradores do lado da amostragem. Verifique novamente a patência e a estanqueidade de cada amostrador de microdiálise girando a válvula de três vias, permitindo que a água flua da bolsa de infusão médica para o amostrador. Depois de concluir todas as verificações, feche e desligue todos os amostradores e a válvula no recipiente de tamponamento. 3. Incubação do solo Antes da incubação do solo inundado, desgaseifique a água na bolsa de infusão médica para remover o oxigênio. Gás nitrogênio bolha durante a noite no caminho da linha de gás nitrogênio de alta pureza até a bolsa de infusão médica (Figura 1-C8). Use uma válvula de três vias para fechar a conexão entre o perfilador e o saco desgaseificado. Adicione cuidadosamente 450 g de solo peneirado e seco ao ar (tamanho de partícula < 2 mm) em um recipiente de PVC, permitindo que cinco amostradores de microdiálise permaneçam acima da superfície do solo. Use um tecido para cobrir a superfície do solo e, em seguida, despeje água ultrapura (18,3 MΩ) sobre o solo para inundá-lo. Remova o tecido quando o solo estiver totalmente inundado por 5 cm acima da superfície do solo. Purgar o sistema com a solução pré-carregada imediatamente após a incubação do solo ter sido inicializada. Ligue a conexão entre a bolsa anaeróbia e o amostrador de diálise para liberar o sistema de amostragem. Use 10 vezes o volume total do amostrador ao purgar cada amostrador com água. Ao terminar a purga de um amostrador, tampa-o usando uma tampa de silicone limpa. Repita a etapa 3.6 até que todos os amostradores tenham sido limpos. Neste momento, um sistema de incubação e amostragem do solo inundado é estabelecido. Ajustar a bolsa anaeróbia à altura da superfície da água. Certifique-se de que todos os tubos estão cheios de água. Caso contrário, retire a tampa e abaixe a parte superior do tubo, permitindo que a água flua para fora da bolsa anaeróbica. Feche todas as tampas e válvulas. Desligue a conexão entre a bolsa anaeróbia e o amostrador de diálise durante a incubação por 7 dias. 4. Amostragem do perfilador de microdiálise Antes da amostragem, ajuste os níveis de água no recipiente do solo, nos topos de amostragem e na bolsa anaeróbia para uma altura semelhante para evitar potenciais hídricos marcadamente diferentes. Mantenha sempre essa prática durante o período de incubação do solo. Ligue a conexão entre o saco anaeróbio e o recipiente tampão. Remova a tampa do primeiro amostrador de cima para baixo. Use uma pipeta para aspirar com precisão 133 μL do amostrador para um frasco para injetáveis (0,6 mL) pré-carregado com 133 μL de HNO3 a 2% para preservação. Durante o processo de amostragem, observar um fluxo lento, porém uniforme, de gotículas de água em direção ao amostrador de microdiálise na câmara de observação (Figura 1A-9) da bolsa anaeróbia. Feche a parte superior do tubo com uma tampa de silicone. Passar para o próximo tubo de amostragem.NOTA: Para a análise de elementos redox-sensíveis, tais como Fe ferroso, deve ser utilizado um método de preservação diferente, como a solução de EDTA desgaseificado (10 mM), e a amostragem deve ser efectuada em condições de purga de azoto. Repetir o passo 4.6 até que todas as 33 amostras tenham sido colhidas. Desligue a conexão entre o saco anaeróbio e o recipiente tampão.NOTA: A amostragem pode geralmente ser concluída em 15 minutos. Com o desenho atual, a amostragem é realizada diariamente para evitar contaminação cruzada entre os tubos. Embora a difusão do soluto ao longo do tubo seja lenta, ela se difundiria para o recipiente tampão e contaminaria outros tubos. Imediatamente após a amostragem, no dia 6, reponha a água inundada, o que causará uma perturbação na superfície do solo. Calcular a recuperação do volume da amostra pesando o frasco para injetáveis da amostra antes e depois de a amostra de água porosa ser transferida. Use espectrometria de massa com plasma indutivamente acoplado (ICP-MS) para medir as concentrações totais dissolvidas de elementos na água dos poros.OBS: Uma curva padrão externa foi utilizada para a quantificação da concentração, enquanto o padrão interno Rh foi utilizado para monitorar a estabilidade operacional da ICP-MS.

Representative Results

Após esse protocolo, foi estabelecido um sistema profiler de microdiálise, conforme descrito na Figura 1. A incubação do solo foi realizada sob condições de inundação (24 °C, descoberto da luz). Amostras nos dias 6 e 7 foram medidas seletivamente para indicar possíveis perturbações na superfície do solo devido à prática de reposição da água alagada. Durante cada amostragem, um número consistente de gotículas de água na câmara de observação fluindo em direção ao amostrador de microdiálise foi observado, indicando que a solução da amostra transferida foi continuamente reabastecida pela solução na bolsa anaeróbia. Como mostra a Figura 2, o percentual de recuperação do volume amostral foi, em média, de 101,4% ± 0,9% e variou de 100,2% a 103,6%. Uma recuperação ligeiramente maior do volume de amostra pode indicar que houve uma diferença no nível de água entre a bolsa anaeróbia e o topo do tubo de amostragem. Utilizando as amostras na interface solo-água coletadas nos Dias 6 e 7, foram determinadas as concentrações totais dissolvidas de ferro (Fe), manganês (Mn), arsênio (As), cádmio (Cd), cobre (), chumbo (Pb), níquel (Ni) e zinco (Zn) na água dos poros (Figura 3). Os perfis concentração-profundidade variaram muito dependendo do tipo elementar e antes e depois da prática de reposição da água inundada. Embora não tenhamos realizado replicações aqui, uma vez que este estudo usou um desenho experimental baseado em gradiente, nosso estudo anterior demonstrou boas replicações de mudanças em sinais químicos dependentes da profundidade18. No Dia 6, as concentrações dissolvidas de Mn, Fe e As aumentaram com a profundidade do solo, enquanto as de e Pb diminuíram com o aumento da profundidade. Os resultados são consistentes com os princípios gerais e observações nas interfaces solo-água; especificamente, um ambiente mais reduzido em solos mais profundos causaria uma maior liberação redutiva de Mn15, Fe e As, inibindo a liberação de metais catiônicos devido à formação de minerais menos solúveis. No entanto, para Cd, Ni e Zn, os perfis concentração-profundidade indicaram um padrão diferente, uma vez que as concentrações dissolvidas tiveram uma tendência crescente de uma profundidade de cerca de −20 mm para locais mais profundos. Em comparação com os perfis concentração-profundidade de Fe (4,95 mg· L−1) e As (3,3 μg· L−1) na profundidade de -12 mm no Dia 6, as concentrações de Fe (1,46 mg· L−1) e As (0,8 μg· L−1) foram significativamente menores no Dia 7; no entanto, as concentrações de Fe e As foram significativamente maiores (inclinação dependente da profundidade, p < 0,001) das profundidades de −18 mm a −50 mm. Para a maioria dos elementos determinados, exceto Mn, as concentrações dissolvidas na água superficial e no solo superficial par na profundidade de -15 mm foram significativamente menores, em graus variados, após a reposição aeróbia de água. Observou-se que houve um pico de concentração de Pb na profundidade de aproximadamente −10 mm no Dia 7, mostrando um padrão contrastante com o observado no Dia 6. Esses resultados inconsistentes são provavelmente causados pela perturbação da reposição de água e pela evolução temporal da biogeoquímica através da interface solo-água. Em ambos os casos, o perfilador de microdiálise indicou seu grande potencial para monitorar as mudanças temporoespaciais nos perfis químicos ao longo da interface solo-água. Figura 1: Configuração do perfilador de microdiálise para monitorização da dinâmica química nas interfaces solo-água até à profundidade do solo de 50 mm. (A) Para um perfilador em uso a 50 mm de profundidade, ver também a Figura Suplementar S1. Os principais componentes incluem (B1,C1) 33 amostradores de microdiálise (B2,C2) instalados em um esqueleto impresso em 3D, que é posteriormente instalado em um recipiente de incubação (B3) (um tubo de amostra de 50 mL), (B4,B7,C4) um recipiente de tamponamento um-para-muitos, (B9-B12) um saco de infusão médica usado como fornecedor de água desgaseificada e um (C5) pipeta de amostragem off-line. (B5) Os locais de amostragem de todos os 33 amostradores são alinhados à mesma altura com (B6) uma tira plástica. A água desoxigenada é preparada pelo nitrogênio (C8) borbulhando em sentido inverso ao abastecimento de água. Clique aqui para ver uma versão maior desta figura. Figura 2: Recuperação do volume de amostragem usando H2O como perfusato. As barras de erro indicam o desvio padrão de duas amostragens independentes do profiler. Clique aqui para ver uma versão maior desta figura. Figura 3: Perfis concentração-profundidade . (A) Manganês, (B) ferro, (C) arsênio, (D) cádmio, (E) cobre, (F) chumbo, (G) níquel e (H) zinco medidos nos dias 6 e 7. Os rótulos negativos do carrapato no eixo Y indicam as profundidades abaixo do limite água-solo. Clique aqui para ver uma versão maior desta figura. Figura 4: Caso de falha de vazamento resultando em precipitação de ferro no interior dos amostradores. Clique aqui para ver uma versão maior desta figura. Arquivo suplementar 1: Arquivo de projeto assistido por computador para uma impressão do esqueleto pré-projetado. Clique aqui para baixar este arquivo. Figura suplementar S1: O criador de perfil em uso. (A) Em solo alagado. (B-E) Fotos de vistas superiores e laterais e detalhes de conexão são apresentados separadamente. (E) Válvulas de três vias são usadas para conectar o recipiente tampão e o saco de infusão médica. Clique aqui para baixar este arquivo.

Discussion

Com base em experimentos e práticasanteriores2, algumas considerações requerem atenção especial durante a montagem do perfilador de microdiálise e amostragem de água de poro. Primeiro, o tubo de nanomembrana e o tubo de conexão devem ser cuidadosamente conectados para evitar bloqueios ou vazamentos na conexão. Como o solo é incubado em condições de alagamento, a introdução de oxigênio oxidará rapidamente e precipitará ferro ferroso na tubulação de diálise (Figura 4). Por esta razão, antes de montar o perfilador de microdiálise, cada tubo de microdiálise deve ser verificado quanto à integridade (sem danos), à estanqueidade das conexões e à permeabilidade da tubulação. Da mesma forma, a conexão da estrutura de suporte à parede lateral do recipiente de incubação precisa ser feita com cuidado para evitar vazamentos. Antes de experimentos formais, as verificações de vazamento nos vários locais de conexão são sempre uma prioridade. Em segundo lugar, o perfusato na bolsa anaeróbia deve ser adequadamente desoxigenado. Caso contrário, o ferro ferroso na água dos poros reagirá com o oxigênio no perfusato para formar precipitados insolúveis (Figura 4). Isso alterará severamente a especiação e concentração de solutos e os processos de difusão em direção aos tubos de nanomembrana. Terceiro, uma baixa frequência de amostragem (dias e semanas) fará com que o soluto se difunda na região tampão. Isso pode contaminar toda a amostra do perfil. Para resolver esse problema, três soluções possíveis podem ser consideradas: (1) amostragem em alta frequência, como uma vez ao dia (no entanto, isso pode levar à depleção de solutos perto do amostrador de diálise quando várias amostragens são realizadas); 2) Alargar o comprimento do tubo de ligação na zona de injecção, conforme necessário; (3) redesenhar a conduta de amostragem para obter um controlo único de uma única conduta. Estas também são direções para a melhoria do dispositivo no futuro. Em quarto lugar, durante o processo de amostragem, deve assegurar-se que o nível da superfície da água no saco anaeróbio, no solo inundado e no tubo de recolha de amostras esteja aproximadamente à mesma altura para equilibrar a pressão da água. Caso contrário, uma diferença de potencial de água dentro e fora do tubo de membrana resultará em uma diminuição ou aumento na difusão de solutos.

Limitações
Primeiro, como o perfilador de microdiálise não está disponível comercialmente, o método permanece demorado em termos de preparação do dispositivo. Foram necessários dias para preparar um único tubo de diálise, incluindo a impressão do esqueleto de suporte, a montagem do dispositivo e a limpeza. Mas os recursos reutilizáveis subsequentes preenchem completamente essa lacuna. Em segundo lugar, existem certas limitações na aplicação do dispositivo em cenários de solo não alagado, para os quais os peepers podem ser usados18. Devido à diferença significativa de potencial de água entre o interior e o exterior do tubo de membrana em solo seco, a solução pré-carregada sofre perda de difusão; De fato, várias recuperações de volume de amostragem na faixa de 10%-36% foram observadas no teste preliminar (dados detalhados não mostrados), o que cria incerteza sobre os resultados.

Comparação do método com métodos existentes ou alternativos
O método aborda parcialmente o fato de que os amostradores passivos existentes não podem coletar amostras repetidamente e minimiza a carga de trabalho de preparação da amostra, especialmente para amostragem e preservação de água de poros anóxicos2. As mudanças instantâneas na concentração e especiação de solutos dialisados podem refletir sensivelmente a resposta da interface óxico-anóxica a quaisquer distúrbios ambientais. Teoricamente, a amostragem em uma frequência de minutos, horas ou dias permite a captura dos processos em rápida mudança na interface. Para amostradores passivos que precisam estar em implantação por dias, alguns momentos quentes e hotspots podem ser perdidos 6,19.

Importância e potenciais aplicações nas ciências ambientais
Esta abordagem poderia avançar estudos biogeoquímicos em interfaces óxico-anóxicas, por exemplo, para encontrar momentos quentes e hotspots de processos biogeoquímicos sob condições específicas de pH Eh. O processo redox é o processo básico das atividades de vida1. Os microrganismos, especialmente, requerem condições ideais de ambiente de vida e são muito sensíveis a distúrbios ambientais1. Isso resulta em um desenvolvimento altamente dinâmico das comunidades microbianas e dos processos biogeoquímicos em ambientes heterogêneos20. A amostragem direta, sem considerar a alta heterogeneidade, tende a obter uma amostra mista de várias condições ambientais. Isso causa incompatibilidades entre as informações químicas medidas e os microrganismos-chave20. A poucos centímetros da camada superficial de solo ou sedimento em um típico campo de arroz irrigado inundado, há gradientes redox acentuados, bem como vários gradientes físicos, químicos21 e biológicos1. A tecnologia deve ser capaz de captar sinais biogeoquímicos em escala milimétrica; caso contrário, dados que não correspondem à escala real podem levar a conclusões ambíguas. O perfilador de microdiálise é capaz de monitorar sinais bioquímicos em escala milimétrica na interface solo-água em dias ou horas com o mínimo de perturbação. Neste estudo, a dinâmica espaço-temporal de diferentes elementos durante um período de 48 h foi observada, possivelmente relacionada à perturbação da reposição de água. Portanto, uma aplicação mais ampla do perfilador de microdiálise pode ajudar a entender como distúrbios afetam processos-chave biogeoquímicos em um mundo em mudança.

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Este trabalho é financiado pela Fundação Nacional de Ciências Naturais da China (41977320, 41571305) e pelo Fundo Especial do Programa Chave da XJTLU (KSF-A-20).

Materials

3D Printer Snapmaker, United States Snapmaker 2.0  Model: A250
3M DP190 Scotch-Weld Gray  3M United States 489-483 Gray
Centrifuge tube Titan, China SWLX-JZ050-ZX 50 mL, Sterilized DNASE/RNASE/Protease/Pyrogen Free
Ceramic knife R felngli, China N.A. General
EDTA FREE ACID Sigma-Aldrich CAS 60-00-4 Sigma-Aldrich#EDS-1KG
Ethanol Adamas CAS 64-17-5 Water ≤ 50 ppm (by K.F.), 99.5%, SafeDry, with molecular sieves, Safeseal
Hot melt adhesive  Magic Dragon, China N.A. JTWJRRJB001
Inductively Coupled Plasma Mass Spectrometry  PerkinElmer, Inc., Shelton, CT USA N.A. Model: NexION 350X
Medical Infusion Bag  Hunan Kanglilai Medical Equipment Co., Ltd N.A. 250 Ml, Sterlized
Milli-Q water system Mingche, Inc., China N.A. 18.3 MΩ, water purification system model: 24UV
Nanomembrane Tube (polyethersulfone) Motimo Membrane Technology Co., Ltd., Tianjin, China N.A. Polyethersulfone, inner diameter 1 mm, poresize <20 nm, pretreated with ethanol (99.5%)
Nitrogen gas Suzhou Gas, Chuina N.A. High puriety
Nitrotic acid (Concentrated) Adamas CAS 7697-37-2 69%,Single Metal < 50 ppt, PFA Bottle
Nylon Fiber Soumiety 10052076600273 For 3D-printing
Pipette  Bond A3 Pipette N.A. 200 μL
Pipette Tip Titan T2-H-T0200 200 μL, 300 μL Tip Box Non-sterile|200 μL|Titan
Polytetrafluoroethylene Tube ROHS, China CJ-TTL Out diameter 1 mm
Sample vial Titan, China EP0060-B-N 0.6 mL, Sterilized DNASE/RNASE/Protease/Pyrogen Free
Silicon cap Fuchenxiangsu, China N.A. Inner diameter 1 mm, length 1 cm
Sonicator Elma N.A. model:E120H
Square PVC water pipe Taobao.com N.A. hight x width, 12 cm x 15 cm
Three-way valve for infusion OEM, China N.A. Medical level; Valve body: PC material; valve core: PE material; screw cap: ABS material
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References

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Zhang, S., Yuan, Z., Cai, Y., Liu, H., Liu, Z., Chen, Z. Dissolved Solute Sampling Across an Oxic-Anoxic Soil-Water Interface Using Microdialysis Profilers. J. Vis. Exp. (193), e64358, doi:10.3791/64358 (2023).
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