JoVE Journal > Environment
Summary
Abstract
Introduction
Protocol
Results
Discussion
Disclosures
Acknowledgements
Materials
References
Deutsch

Automatically Generated
Please note that all translations are automatically generated. Click here for the English version.
Environment

Probenahme gelöster gelöster Stoffe an einer oxisch-anoxischen Boden-Wasser-Grenzfläche mit Mikrodialyse-Profilern

Published: March 24, 2023
doi:
10.3791/64358
, , , , ,
1Department of Geography and Planning,University of Liverpool, 2Department of Health and Environmental Sciences,Xi’an Jiaotong-Liverpool University

Summary

Es wird beschrieben, dass ein Mikrodialyse-Profiler gelöste Porenwasser-Solutes über eine oxisch-anoxische Boden-Wasser-Grenzfläche in situ mit minimaler Störung beprobt. Dieses Gerät wurde entwickelt, um schnelle Änderungen von Konzentrations- und Tiefenprofilen zu erfassen, die durch Störungen an der Boden-Wasser-Grenzfläche und darüber hinaus verursacht werden.

Abstract

Biogeochemische Prozesse verschieben sich als Reaktion auf Störungen sowohl in der räumlichen (Millimeter-Skala) als auch in der zeitlichen (Stunden- bis Tagesskala) Dimension an der oxisch-anoxischen Grenzfläche. Die Entschlüsselung der schnellen biogeochemischen Veränderungen erfordert in situ minimalinvasive Werkzeuge mit hoher räumlicher und zeitlicher Probenauflösung. Die verfügbaren passiven Probenahmegeräte sind jedoch in vielen Fällen nicht sehr nützlich, entweder aufgrund ihrer Einwegbeschaffenheit oder der Komplexität und des umfangreichen Arbeitsaufwands für die Probenvorbereitung.

Um dieses Problem zu lösen, wurde ein Mikrodialyse-Profiler mit 33 einzelnen Polyethersulfon-Nanomembranröhrchen (semipermeabel, <20 nm Porengröße), die in das eindimensionale Skelett (60 mm) integriert sind, entwickelt, um die gelösten Verbindungen im Porenwasser über die Boden-Wasser-Grenzfläche mit einer hohen Auflösung von 1,8 mm (Außendurchmesser plus einen Abstand, d. h. 0,1 mm zwischen den Sonden) iterativ zu beproben. Der Probenahmemechanismus basiert auf dem Prinzip der Konzentrationsgradientendiffusion. Die automatische Beladung des entgasten Wassers ermöglicht eine minimale Störung der chemischen Spezies über die oxisch-anoxische Grenzfläche.

In diesem Artikel werden die Verfahren zum Einrichten des Geräts und zur kontinuierlichen Probenahme von Porenwasser an der Boden-Wasser-Grenzfläche auf täglicher Basis beschrieben. Konzentrationstiefenprofile wurden selektiv vor (an Tag 6) und nach (an Tag 7) durch Bewässerung induzierten Störungen gemessen. Die Ergebnisse zeigten, dass sich die Konzentrationstiefenprofile schnell änderten, insbesondere für redoxempfindliche Elemente (d.h. Eisen und Arsen). Diese Protokolle können dazu beitragen, die biogeochemischen Reaktionen an der Boden-Wasser-Grenzfläche unter verschiedenen Störungen, die durch physikalische, chemische und biologische Faktoren verursacht werden, zu untersuchen. Der Beitrag diskutiert ausführlich die Vor- und Nachteile dieser Methode für einen möglichen Einsatz in den Umweltwissenschaften.

Introduction

Eine oxisch-anoxische Grenzfläche ist ein allgemeines Merkmal in der Biosphäre, das für den biogeochemischen Kreislauf von entscheidender Bedeutungist 1. Diese Grenzfläche ist sehr heterogen, wobei sich die räumliche Spanne vonMillimetern in der Sediment-Boden-Wasser-Grenzfläche von 1,2 bis zu Tausenden von Metern in der ozeanischen anoxischen Zone 3,4 erstreckt. Diese Schnittstelle ist ein idealer Lebensraum, um die Komplexität der elementaren Biogeochemie zu untersuchen.

Boden-Wasser-Grenzflächen weisen ein typisches oxisch-anoxisches Gradientenmerkmal innerhalb von Zentimetern auf und lassen sich in Mesokosmenexperimenten leicht feststellen. Ausgehend vom Verbrauch von molekularem Sauerstoff aus Oberflächenwasser treiben die geschichteten funktionellen mikrobiellen Gemeinschaften die Entwicklung verschiedener Gradienten wieO2-, pH- und Eh-Gradienten auf der Millimeterskala1 voran. Biogeochemische Kreisläufe an der oxisch-anoxischen Grenzfläche reagieren empfindlich auf verschiedene Störungen in der Natur 5,6. Im Falle von Sedimenten und Reisfeldern können der Eintrag von frischem organischem Material wie Einstreu und Stroh, periodische Überschwemmungen und Entwässerungen, Temperaturschwankungen und -extreme sowie Bioturbation Veränderungen im biogeochemischen Kreislauf an der oxisch-anoxischen Grenzfläche verursachen, die wahrscheinlich zu dauerhaften Auswirkungen wie Treibhausgasemissionen, Eutrophierung und Kontamination an einem bestimmten Ort führen. Daher bietet der oxisch-anoxische Gradient an der Boden-Wasser-Grenzfläche ein Fenster für die Untersuchung globaler, großräumiger, biogeochemischer Kreisläufe. Die raumzeitliche Probenahme und Analyse von gelösten Stoffen entlang der Boden-Wasser-Grenzfläche in hoher Auflösung war schon immer von Interesse; Bei der Methodik sind jedoch nur begrenzte Fortschritte zu verzeichnen.

Um die Nachteile der destruktiven Porenwasserextraktion zu umgehen, wird die zerstörungsfreie passive Probenahme zunehmend eingesetzt, um Veränderungen in der Porenwasserchemie zu vermeiden und die Komplexität der Probenvorbereitung zu verringern7. Mehrere Geräte, die hochpräzise In-situ-Probenahmen (im Mikrometer- bis Zentimeterbereich) durchführen können, sind weit verbreitet, darunter In-situ-Dialyse-Probenehmer (bekannt als Peeper)8, diffusive Äquilibrierung in dünnen Schichten (DET)9 und diffusiver Gradient in dünnen Schichten (DGT)10. Gelöste Substanzen werden passiv über den Mechanismus von Diffusions- und Adsorptionsprozessen beprobt. Obwohl sie sich bei der Beschreibung oxisch-anoxischer chemischer Profile als nützlich erwiesen haben, sind sie immer noch für den einmaligen Gebrauch bestimmt, was ihre breitere Anwendung einschränkt.

In jüngster Zeit hat sich die Mikrodialysetechnik zu einem empfindlichen Werkzeug entwickelt, mit dem die Dynamik löslicher Verbindungen im Boden auf zeitlichen Skalen von Minuten bis Tagen überwacht werden kann11,12,13,14. Für ein typisches Szenario mit Mikrodialyse in den Medizin- und Umweltwissenschaften wird eine konzentrische Miniatursonde, die aus einer semipermeablen röhrenförmigen Membran (d. h. einem Mikrodialysator) besteht, verwendet, um die interstitielle Flüssigkeit oder Bodenlösungen zu sondieren, um signifikante Störungen der Stoffwechselprozesse und der chemischen Speziation zu verhindern15,16. Einer der größten inhärenten Vorteile der Mikrodialyse ist die In-situ-Erfassung von zeitabhängigen Konzentrationsänderungen im Boden oder in biologischen Geweben15,16.

Basierend auf dem Mikrodialysekonzept haben wir einen einfacher zu bedienenden Mikrodialyse-Profiler entwickelt, der früher als integrierter Porenwasserinjektions-Profiler (IPI) bezeichnet wurde und eine kontinuierliche Gleichgewichtsdialyse von porenwasserlöslichen Stoffen auf der Grundlage des Prinzips der Konzentrationsgradientendiffusion2 durchführen kann. Das Mikrodialysegerät verwendet hohle Nanomembranröhrchen zur aktiven Vorspannung des Perfusats und zur passiven Diffusion der gelösten gelösten Stoffe, was sich von der Porenwasserdiffusion unterscheidet, die in Peepern, Druckfiltern wie dem Rhizon-Probenehmer und akkumulationsbasiertem DGT verwendet wird. Das Gerät wurde bei der zeitlichen und räumlichen Probenahme von kationischen und anionischen Elementen sowohl in Hochland- als auch in überfluteten Böden getestet und validiert (Abbildung 1A-1)13,15,16. Die einfache Pump-In- und Out-Mikrodialyse minimiert die Anzahl der Schritte bei der Probenvorbereitung 2,15.

Wir stellten einen Mikrodialyse-Profiler her, indem wir eine Reihe von Probenehmern in ein eindimensionales Trägerskelett integrierten, und dieser Profiler erzielte hochauflösende Probenahmen an der Boden-Wasser-Grenzfläche und in der Rhizosphäre 2,15,17. In dieser Studie wurden erhebliche Modifikationen der Probenahmevorrichtung und der Probenahmemethode vorgenommen, um die Entnahme von 33 Porenwasserproben an der Boden-Wasser-Grenzfläche (60 mm vertikale Tiefe) mit minimaler Störung für die nachgeschaltete Elementaranalyse zu ermöglichen. Die gesamte Probenahme dauert ~15 min. Da der Mikrodialyse-Profiler neu in der Gemeinschaft der Umweltwissenschaften ist, präsentieren wir Details zu den Gerätekomponenten und Probenahmeverfahren, um das Potenzial der Mikrodialyse bei der Überwachung der Veränderungen chemischer Signale an der Boden-Wasser-Grenzfläche aufzuzeigen.

Beschreibung des Mikrodialyse-Profilers
Die Mikrodialyse-Profiler-Vorrichtung mit entsprechenden Modifikationen des vorherigen Designs2 ist in Abbildung 1 dargestellt. Die effektive Porengröße der Nanomembran (Abbildung 1C-1) wird auf nur wenige Nanometer geschätzt, um die Diffusion großer Moleküle und mikrobieller Zellen zu verhindern. Ein früherer Test deutete darauf hin, dass eine 6-monatige geflutete Inkubation weder auf der Innen- noch auf der Außenseite der Röhrchenoberfläche zu Eisenablagerungen führte15. Es wurde ein gekrümmtes, hohles Skelett entworfen (Abbildung 1C-2) und mit einem stabilen Nylonmaterial 3D-gedruckt. Insgesamt wurden 33 Nanomembranröhrchen (Polyethersulfon; Oberflächenporengröße: 0-20 nm; Innendurchmesser x Außendurchmesser x effektive Probenahmelänge: 1,0 mm x 1,7 mm x 54 mm; theoretisches Volumen: 42,4 μL), die mit aufeinander abgestimmten Polytetrafluorethylen (PTFE)-Rohren (Länge: 18 cm x 2 cm Durchmesser, Abbildung 1C-1) verbunden waren, auf dem Skelett und auf einer Seite eines PVC-Behälters installiert (Abbildung 1B). Bei diesem Gerät ist die Probenahmekomponente (Abbildung 1B-1) 2 cm von der Seitenwand des PVC-Behälters entfernt. Für die Injektionsseite (Abbildung 1B-4) wurden alle Schläuche mit einem Eins-zu-Viele-Verbinder verbunden, der luftdicht in einem Pufferbehälter fixiert wurde (Abbildung 1B-7). Ein medizinischer Infusionsbeutel (Abbildung 1B-11) wurde verwendet, um über ein Dreiwegeventil mit dem Pufferbehälter verbunden zu werden. Die Luftdichtheit des Systems wurde vor weiteren Versuchsbetrieben sorgfältig im Wasser untersucht. Das vorgeladene Wasser (18,2 MΩ, 500 mL) im medizinischen Infusionsbeutel ist immer sauerstofffrei (Abbildung 1C-8). Die detaillierte Einrichtung des Geräts und die Entnahme von Porenwasserproben werden wie folgt beschrieben.

Protocol

1. Individuelle Vorbereitung des Mikrodialyse-Probenehmers Schneiden Sie makellose Nanomembranröhrchen (Innendurchmesser x Außendurchmesser x Länge: 1,0 mm x 1,7 mm) präzise in insgesamt 33 kurze Röhrchen (58 mm Länge). Schneiden Sie das PTFE-Rohr mit einem Keramikmesser präzise in 66 Rohre (180 mm Länge).Anmerkungen: Verwenden Sie keine Messer auf Metallbasis, um Verunreinigungen zu vermeiden. Mischen Sie den zweikomponentigen (AB) Epoxidkleber vollständig auf eine saubere Kunststoffplatte und lassen Sie ihn 30 Minuten lang stehen, bis er klebrig wird. Tragen Sie den AB-Epoxidkleber vorsichtig auf die Außenfläche der Oberseite des PTFE-Rohrs auf. Stellen Sie sicher, dass AB-Epoxidkleber nur die 4 mm Länge des Rohrs bedeckt und dass keine zusätzlichen Klebeschläuche vorhanden sind, die den Klebstoff blockieren. Verbinden Sie die beiden in Schritt 1.2-1.4 vorbereiteten PTFE-Rohre mit jedem in Schritt 1.1 vorbereiteten Nanomembranschlauch, indem Sie die PTFE-Rohre vorsichtig in das Nanomembranrohr einschrauben.Anmerkungen: Achten Sie darauf, dass sich kein überschüssiger Klebstoff auf der Verbindung ansammelt. Achten Sie darauf, dass kein Klebstoff das Nanomembranröhrchen verunreinigt. Wiederholen Sie Schritt 1.4, um alle 33 makellosen Mikrodialyse-Probenehmer vollständig zusammenzubauen. Lassen Sie die in Schritt 1.6 zusammengebauten Probenehmer über Nacht stehen, um die vollständige Aushärtung und Stabilisierung des Klebstoffs zu gewährleisten. Verbessern Sie die Hydrophilie und reinigen Sie die Mikrodialyse-Probenehmer, indem Sie sie 1 Stunde lang in Ethanol (99,5 % Reinheit) einweichen, gefolgt von einer Ultraschallreinigung (Raumtemperatur) mit 2 % verdünntem HNO3 und Reinstwasser für jeweils 15 Minuten. Überprüfen Sie die Durchgängigkeit und Luftdichtheit des Mikrodialyse-Probenehmers, indem Sie mit einer 5-ml-Spritze Wasser sprudeln. 2. Montage des Mikrodialyse-Profilers Verwenden Sie die beigefügte CAD-Datei (Supplemental File 1), um das vorgefertigte Skelett aus Nylonmaterial auszudrucken (Abbildung 1C-2). Einen PVC-Behälter (säuregewaschen) mit zwei parallelen Schlitzen (5 cm Abstand) entsprechend der Skelettgröße aushöhlen. Verwenden Sie das Gravurmodul im 3D-Drucker zum Schlitzen. Konstruieren Sie einen One-to-Many-Konnektor, indem Sie Epoxidkleber in Form der Kappe eines 50-ml-Zentrifugenröhrchens stabilisieren. Vor dem Aushärten 33 Silikonkappen (1 cm lang) in den Epoxidkleber einlegen und über Nacht stehen lassen. Nehmen Sie den Eins-zu-Viele-Stecker aus der Schlauchkappe. Verwenden Sie ein Keramikmesser, um den ausgehärteten Epoxidkleber so zu schneiden, dass alle Silikonkappenenden nicht verdeckt sind. Spülen Sie den One-to-Many-Konnektor jeweils 15 Minuten lang gründlich mit 2 % verdünntem HNO3 und Reinstwasser aus. Trocknen Sie den One-to-Many-Stecker unter Umgebungsbedingungen. Schließen Sie ein Dreiwegeventil an den Boden des Rohrs an, um als Pufferbehälter zu dienen. Montieren Sie den Pufferbehälter, indem Sie einen Eins-zu-Viele-Anschluss mit AB-Epoxidkleber an einem 50-ml-Zentrifugenröhrchen anbringen. Montieren Sie die einzelnen Mikrodialyse-Probenehmer, die in Abschnitt 1 vorbereitet wurden, auf dem Skelett (Schritt 2.1). Verwenden Sie in diesem Schritt Schmelzkleber, um die Befestigung so zu unterstützen, dass jeder Probenehmer parallel zur Ober-/Unterkante des Skeletts ist. Wiederholen Sie Schritt 2.9, bis alle Mikrodialyse-Probenehmer (n = 33) auf dem Skelett installiert sind. Achten Sie darauf, dass die 33 Probenehmer auf beiden Seiten des Skeletts durch die PVC-Schlitze gehen. Versiegeln Sie die Lücken an den Fugen des Skeletts und den Schlitzen mit AB-Epoxidkleber. Verbinden Sie die 33 Probenehmer auf einer Seite des Skeletts luftdicht mit einem Pufferbehälter über ein Eins-zu-Viele-Anschlussventil, das in einem 50-ml-Zentrifugenröhrchen vorinstalliert ist (Schritt 2.8) Schließen Sie einen mit Wasser (18,3 MΩ) vorgefüllten medizinischen Infusionsbeutel über das Dreiwegeventil an den Pufferbehälter an. Verwenden Sie Silikonkappen, um die 33 Probenehmer auf der Probenahmeseite zu verschließen. Überprüfen Sie die Durchgängigkeit und Luftdichtheit jedes Mikrodialyse-Probenehmers, indem Sie das Dreiwegeventil drehen, damit Wasser aus dem medizinischen Infusionsbeutel zum Probenehmer fließen kann. Nachdem Sie alle Kontrollen abgeschlossen haben, schließen und schalten Sie alle Probenehmer und das Ventil am Pufferbehälter aus. 3. Inkubation des Bodens Entgasen Sie vor der Inkubation des überfluteten Bodens das Wasser im medizinischen Infusionsbeutel, um den Sauerstoff zu entfernen. Blasenstickergas über Nacht auf dem Weg der Leitung des hochreinen Stickstoffgases zum medizinischen Infusionsbeutel (Abbildung 1-C8). Verwenden Sie ein Dreiwegeventil, um die Verbindung zwischen dem Profiler und dem entgasten Beutel zu schließen. Geben Sie vorsichtig 450 g gesiebte, luftgetrocknete Erde (Partikelgröße < 2 mm) in einen PVC-Behälter, so dass fünf Mikrodialyse-Probenehmer über der Bodenoberfläche verbleiben. Verwenden Sie ein Taschentuch, um die Bodenoberfläche zu bedecken, und gießen Sie dann Reinstwasser (18,3 MΩ) auf den Boden, um ihn zu fluten. Entfernen Sie das Gewebe, wenn der Boden 5 cm über der Bodenoberfläche vollständig geflutet ist. Spülen Sie das System sofort mit der vorgeladenen Lösung, sobald die Bodeninkubation eingeleitet wurde. Schalten Sie die Verbindung zwischen dem anaeroben Beutel und dem Dialyseprobenehmer ein, um das Probenahmesystem zu spülen. Verwenden Sie das 10-fache des Gesamtvolumens des Probenehmers, wenn Sie jeden Probenehmer mit Wasser spülen. Wenn Sie mit dem Spülen eines Probenehmers fertig sind, verschließen Sie ihn mit einer sauberen Silikonkappe. Wiederholen Sie Schritt 3.6, bis alle Probenehmer gelöscht sind. Zu diesem Zeitpunkt wird ein Inkubations- und Probenahmesystem für überflutete Böden eingerichtet. Passen Sie den anaeroben Sack an die Höhe der Wasseroberfläche an. Stellen Sie sicher, dass alle Schläuche mit Wasser gefüllt sind. Wenn nicht, entfernen Sie die Kappe und senken Sie den Schlauch ab, damit das Wasser aus dem anaeroben Beutel abfließen kann. Schließen Sie alle Kappen und Ventile. Schalten Sie die Verbindung zwischen dem anaeroben Beutel und dem Dialyseprobenehmer während der Inkubation für 7 Tage aus. 4. Probenahme von Mikrodialyse-Profilern Vor der Probenahme ist der Wasserstand im Bodenbehälter, in den Probenahmeaufsätzen und im anaeroben Beutel auf eine ähnliche Höhe einzustellen, um deutlich unterschiedliche Wasserpotenziale zu vermeiden. Behalten Sie diese Praxis immer während der Inkubationszeit des Bodens bei. Schalten Sie die Verbindung zwischen dem anaeroben Beutel und dem Pufferbehälter ein. Entfernen Sie die Kappe des ersten Probenehmers von oben nach unten. Verwenden Sie eine Pipette, um 133 μl genau aus dem Probenehmer in ein Fläschchen (0,6 ml) zu aspirieren, das zur Konservierung mit 133 μl 2 % HNO3 vorbeladen ist. Beobachten Sie während des Probenahmevorgangs einen langsamen, aber gleichmäßigen Fluss von Wassertröpfchen in Richtung des Mikrodialyse-Probenehmers in der Beobachtungskammer (Abbildung 1A-9) des anaeroben Beutels. Verschließen Sie den Tubendeckel mit einer Silikonkappe. Wechseln Sie zum nächsten Probenahmeröhrchen.HINWEIS: Für die Analyse von redoxempfindlichen Elementen wie Eisen muss eine andere Konservierungsmethode verwendet werden, z. B. entgaste (10 mM) EDTA-Lösung, und die Probenahme sollte unter Stickstoffspülbedingungen durchgeführt werden. Wiederholen Sie Schritt 4.6, bis alle 33 Proben entnommen wurden. Schalten Sie die Verbindung zwischen dem anaeroben Beutel und dem Pufferbehälter aus.HINWEIS: Die Probenahme kann in der Regel in 15 Minuten abgeschlossen sein. Mit dem aktuellen Design wird die Probenahme täglich durchgeführt, um Kreuzkontaminationen zwischen den Röhrchen zu vermeiden. Obwohl die Diffusion des gelösten Stoffes entlang des Rohrs langsam ist, würde er in den Pufferbehälter diffundieren und andere Rohre kontaminieren. Füllen Sie unmittelbar nach der Probenahme an Tag 6 das überflutete Wasser auf, was zu einer Störung der Bodenoberfläche führt. Berechnen Sie die Rückgewinnung des Probenvolumens, indem Sie das Probenfläschchen vor und nach dem Transfer der Porenwasserprobe wiegen. Verwenden Sie die Massenspektrometrie mit induktiv gekoppeltem Plasma (ICP-MS), um die Gesamtkonzentration der gelösten Elemente im Porenwasser zu messen.HINWEIS: Für die Konzentrationsquantifizierung wurde eine externe Standardkurve verwendet, während für die Überwachung der ICP-MS-Betriebsstabilität die interne Standard-Rh verwendet wurde.

Representative Results

Im Anschluss an dieses Protokoll wurde ein Mikrodialyse-Profiler-System eingerichtet, wie in Abbildung 1 beschrieben. Die Bodeninkubation erfolgte unter Überflutungsbedingungen (24 °C, lichtunbedeckt). Die Proben an Tag 6 und Tag 7 wurden selektiv gemessen, um auf mögliche Störungen an der Bodenoberfläche durch die Praxis des Nachfüllens des Hochwassers hinzuweisen. Bei jeder Probenahme wurde eine konstante Anzahl von Wassertröpfchen in der Beobachtungskammer beobachtet, die in Richtung des Mikrodialyse-Probenehmers strömten, was darauf hindeutet, dass die übertragene Probenlösung kontinuierlich durch die Lösung im anaeroben Beutel aufgefüllt wurde. Wie in Abbildung 2 dargestellt, betrug die prozentuale Gewinnungsrate des Probenvolumens durchschnittlich 101,4 % ± 0,9 % und reichte von 100,2 % bis 103,6 %. Eine etwas höhere Ausbeute des Probenvolumens könnte darauf hindeuten, dass zwischen dem anaeroben Beutel und der Oberseite des Probenahmeröhrchens ein Wasserstandsunterschied bestand. Anhand der an Tag 6 und 7 gesammelten Proben an der Boden-Wasser-Grenzfläche wurden die Gesamtkonzentrationen von gelöstem Eisen (Fe), Mangan (Mn), Arsen (As), Cadmium (Cd), Kupfer (Cu), Blei (Pb), Nickel (Ni) und Zink (Zn) im Porenwasser bestimmt (Abbildung 3). Die Konzentrationstiefenprofile variierten stark je nach Elementtyp und vor und nach der Praxis des Nachfüllens des Hochwassers. Obwohl wir hier keine Replikationen durchführten, da diese Studie ein gradientenbasiertes experimentelles Design verwendete, zeigte unsere vorherige Studie gute Replikationen von Änderungen der tiefenabhängigen chemischen Signale18. An Tag 6 stiegen die gelösten Konzentrationen von Mn, Fe und As zusammen mit der Bodentiefe an, während die von Cu und Pb mit zunehmender Bodentiefe abnahmen. Die Ergebnisse stehen im Einklang mit den allgemeinen Prinzipien und Beobachtungen an Boden-Wasser-Grenzflächen; Insbesondere würde ein reduzierteres Milieu in tieferen Böden zu einer verstärkten reduktiven Freisetzung von Mn15, Fe und As führen, während die Freisetzung kationischer Metalle aufgrund der Bildung weniger löslicher Mineralien gehemmt würde. Für Cd, Ni und Zn zeigten die Konzentrationstiefenprofile jedoch ein anderes Muster, da die gelösten Konzentrationen ab einer Tiefe von etwa −20 mm zu tieferen Stellen einen ansteigenden Trend aufwiesen. Im Vergleich zu den Konzentrations-Tiefen-Profilen von Fe (4,95 mg· L−1) und As (3,3 μg· L−1) in der Tiefe von −12 mm an Tag 6, die Konzentrationen von Fe (1,46 mg· L−1) und As (0,8 μg· L−1) waren an Tag 7 signifikant niedriger; die Fe- und As-Konzentrationen waren jedoch ab den Tiefen von −18 mm bis −50 mm signifikant höher (tiefenabhängige Steigung, p < 0,001). Für die meisten ermittelten Elemente, mit Ausnahme von Mn, waren die gelösten Konzentrationen im Oberflächenwasser und im ebenen Oberflächenboden in der Tiefe von −15 mm nach aerober Wasserauffüllung in unterschiedlichem Ausmaß signifikant niedriger. Es wurde festgestellt, dass es an Tag 7 einen Konzentrationspeak für Blei in der Tiefe von etwa −10 mm gab, der ein kontrastierendes Muster zu dem an Tag 6 beobachteten zeigte. Diese widersprüchlichen Ergebnisse werden wahrscheinlich durch die Störung des Wassernachschubs und die zeitliche Entwicklung der Biogeochemie an der Boden-Wasser-Grenzfläche verursacht. In beiden Fällen zeigte der Mikrodialyse-Profiler sein großes Potenzial, die zeitlichen Veränderungen der chemischen Profile an der Boden-Wasser-Grenzfläche zu überwachen. Abbildung 1: Aufbau eines Mikrodialyse-Profilers zur Überwachung der chemischen Dynamik an Boden-Wasser-Grenzflächen bis zu einer Bodentiefe von 50 mm. (A) Für einen Profiler, der in 50 mm Tiefe verwendet wird, siehe auch Ergänzende Abbildung S1. Zu den Hauptkomponenten gehören (B1,C1) 33 Mikrodialyse-Probenehmer (B2,C2), die auf einem 3D-gedruckten Skelett installiert sind, das weiter auf einem (B3)-Inkubationsbehälter (einem 50-ml-Probenröhrchen) installiert ist, (B4,B7,C4) ein Eins-zu-Viele-Pufferbehälter, (B9-B12) ein medizinischer Infusionsbeutel, der als Lieferant von entgastem Wasser verwendet wird, und ein (C5) Offline-Probenahmepipette. (B5) Die Probenahmestellen aller 33 Probenehmer sind mit (B6) einem Kunststoffstreifen auf gleicher Höhe ausgerichtet. Sauerstoffarmes Wasser wird durch (C8)-Stickstoff hergestellt, der in umgekehrter Richtung zur Wasserversorgung sprudelt. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung zu sehen. Abbildung 2: Rückgewinnung des Probenahmevolumens unter Verwendung vonH2Oals Perfusat. Die Fehlerbalken geben die Standardabweichung von zwei unabhängigen Profiler-Stichproben an. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung zu sehen. Abbildung 3: Konzentrationstiefenprofile: (A) Mangan, (B) Eisen, (C) Arsen, (D) Cadmium, (E) Kupfer, (F) Blei, (G) Nickel und (H) Zink, gemessen an Tag 6 und Tag 7. Die negativen Hilfsstrichsbeschriftungen auf der Y-Achse zeigen die Tiefen unterhalb der Wasser-Boden-Grenze an. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung zu sehen. Abbildung 4: Fehlerfall einer Leckage, die zu Eisenausfällung in den Probenehmern führt. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung zu sehen. Ergänzungsdatei 1: Computergestützte Konstruktionsdatei für einen Ausdruck des vorgefertigten Skeletts. Bitte klicken Sie hier, um diese Datei herunterzuladen. Ergänzende Abbildung S1: Der Profiler im Einsatz. (A) Auf überschwemmtem Boden. (B-E) Fotos von Drauf- und Seitenansichten sowie Verbindungsdetails werden separat präsentiert. (E) Dreiwegeventile werden verwendet, um den Pufferbehälter und den medizinischen Infusionsbeutel zu verbinden. Bitte klicken Sie hier, um diese Datei herunterzuladen.

Discussion

Basierend auf früheren Experimenten und Praktiken2 erfordern einige Überlegungen besondere Aufmerksamkeit bei der Montage des Mikrodialyse-Profilers und der Porenwasserprobenahme. Zunächst sollten das Nanomembranrohr und das Verbindungsrohr sorgfältig verbunden werden, um Verstopfungen oder Leckagen an der Verbindung zu vermeiden. Wenn der Boden unter überfluteten Bedingungen inkubiert wird, oxidiert die Einführung von Sauerstoff schnell und fällt Eisen in den Dialyseschläuchen aus (Abbildung 4). Aus diesem Grund muss vor der Montage des Mikrodialyse-Profilers jedes Mikrodialyseröhrchen auf Unversehrtheit (keine Beschädigung), die Luftdichtheit der Anschlüsse und die Durchgängigkeit des Schlauches geprüft werden. Ebenso muss die Verbindung des Stützrahmens mit der Seitenwand des Inkubationsbehälters sorgfältig erfolgen, um Leckagen zu vermeiden. Vor formalen Experimenten stehen immer Dichtheitsprüfungen an den verschiedenen Anschlussstellen im Vordergrund. Zweitens muss das Perfusat im anaeroben Beutel ausreichend sauerstoffarm sein. Andernfalls reagiert Eisen in Porenwasser mit dem Sauerstoff im Perfusat und bildet unlösliche Ausfällungen (Abbildung 4). Dadurch werden die Speziation und Konzentration gelöster Stoffe sowie die Diffusionsprozesse in Richtung der Nanomembranröhren stark verändert. Drittens führt eine niedrige Probenahmefrequenz (Tage und Wochen) dazu, dass der gelöste Stoff in den Pufferbereich diffundiert. Dadurch kann die gesamte Profilprobe verunreinigt werden. Um dieses Problem zu lösen, können drei mögliche Lösungen in Betracht gezogen werden: (1) Probenahme mit hoher Frequenz, z. B. einmal täglich (dies kann jedoch zu einer Erschöpfung des gelösten Stoffes in der Nähe des Dialyseprobenehmers führen, wenn mehrere Probenahmen durchgeführt werden); (2) Verlängerung der Länge des Verbindungsrohres im Injektionsbereich nach Bedarf; (3) Neugestaltung der Probenahmeleitung, um eine einzige Kontrolle einer einzelnen Pipeline zu erreichen. Dies sind auch Anweisungen für die Verbesserung des Geräts in der Zukunft. Viertens muss bei der Probenahme darauf geachtet werden, dass sich das Niveau der Wasseroberfläche im anaeroben Beutel, der geflutete Boden und das Probenahmerohr annähernd auf gleicher Höhe befinden, um den Wasserdruck auszugleichen. Andernfalls führt ein Wasserpotentialunterschied innerhalb und außerhalb des Membranrohrs zu einer Verringerung oder Zunahme der Diffusion gelöster Stoffe.

Begrenzungen
Erstens, da der Mikrodialyse-Profiler nicht kommerziell erhältlich ist, bleibt die Methode in Bezug auf die Vorbereitung des Geräts zeitaufwändig. Es dauerte Tage, um einen einzigen Dialyseschlauch vorzubereiten, einschließlich des Drucks des Stützskeletts, der Gerätemontage und der Reinigung. Aber die anschließenden wiederverwendbaren Funktionen schließen diese Lücke vollständig. Zweitens gibt es gewisse Einschränkungen bei der Anwendung des Geräts auf nicht überflutete Bodenszenarien, für die Gucker verwendet werden können18. Aufgrund des erheblichen Wasserpotentialunterschieds zwischen der Innen- und Außenseite des Membranrohrs in trockenen Böden kommt es bei der vorgeladenen Lösung zu Diffusionsverlusten. In der Tat wurden im vorläufigen Test verschiedene Gewinnungsmengen im Bereich von 10 % bis 36 % beobachtet (detaillierte Daten nicht gezeigt), was zu Unsicherheit über die Ergebnisse führt.

Vergleich der Methode mit bestehenden oder alternativen Methoden
Die Methode trägt teilweise der Tatsache Rechnung, dass die vorhandenen Passivsammler keine wiederholten Proben nehmen können, und minimiert den Arbeitsaufwand für die Probenvorbereitung, insbesondere für die anoxische Probenahme und Konservierung von porenfreiem Wasser2. Die sofortigen Änderungen in der Konzentration und Speziation von dialysierten gelösten Stoffen können die Reaktion der oxisch-anoxischen Grenzfläche auf Umweltstörungen empfindlich widerspiegeln. Theoretisch ermöglicht die Probenahme mit einer Frequenz von Minuten, Stunden oder Tagen die Erfassung der sich schnell ändernden Prozesse an der Grenzfläche. Bei Passivsammlern, die tagelang im Einsatz sein müssen, können einige heiße Momente und Hotspots übersehen werden 6,19.

Bedeutung und Anwendungsmöglichkeiten in den Umweltwissenschaften
Dieser Ansatz könnte biogeochemische Untersuchungen an oxisch-anoxischen Grenzflächen voranbringen, um beispielsweise heiße Momente und Hotspots biogeochemischer Prozesse unter bestimmten Eh-pH-Bedingungen zu finden. Der Redoxprozess ist der grundlegende Prozess der Lebensaktivitäten1. Vor allem Mikroorganismen benötigen optimale Lebensbedingungen und reagieren sehr empfindlich auf Umweltstörungen1. Dies führt zu einer hochdynamischen Entwicklung mikrobieller Gemeinschaften und biogeochemischer Prozesse in heterogenen Umgebungen20. Bei der direkten Probenahme, ohne die hohe Heterogenität zu berücksichtigen, wird tendenziell eine Mischprobe aus verschiedenen Umgebungsbedingungen gewonnen. Dies führt zu Diskrepanzen zwischen den gemessenen chemischen Informationen und den wichtigsten Mikroorganismen20. Innerhalb weniger Zentimeter von der Oberflächenschicht des Bodens oder Sediments in einem typischen überfluteten Reisfeld gibt es steile Redoxgradienten sowie verschiedene physikalische,chemische 21 und biologische Gradienten1. Die Technologie muss in der Lage sein, biogeochemische Signale im Millimeterbereich zu erfassen. Andernfalls können Daten, die nicht mit dem tatsächlichen Maßstab übereinstimmen, zu mehrdeutigen Schlussfolgerungen führen. Der Mikrodialyse-Profiler ist in der Lage, biochemische Signale im Millimeterbereich an der Boden-Wasser-Grenzfläche innerhalb von Tagen oder Stunden mit minimaler Störung zu überwachen. In dieser Studie wurde die raumzeitliche Dynamik verschiedener Elemente über einen Zeitraum von 48 h beobachtet, die möglicherweise mit der Störung des Wassernachschubs zusammenhängt. Daher kann eine breitere Anwendung des Mikrodialyse-Profilers dazu beitragen zu verstehen, wie sich Störungen auf wichtige biogeochemische Prozesse in einer sich verändernden Welt auswirken.

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Diese Arbeit wird von der National Natural Science Foundation of China (41977320, 41571305) und dem Key Programme Special Fund of XJTLU (KSF-A-20) finanziert.

Materials

3D Printer Snapmaker, United States Snapmaker 2.0  Model: A250
3M DP190 Scotch-Weld Gray  3M United States 489-483 Gray
Centrifuge tube Titan, China SWLX-JZ050-ZX 50 mL, Sterilized DNASE/RNASE/Protease/Pyrogen Free
Ceramic knife R felngli, China N.A. General
EDTA FREE ACID Sigma-Aldrich CAS 60-00-4 Sigma-Aldrich#EDS-1KG
Ethanol Adamas CAS 64-17-5 Water ≤ 50 ppm (by K.F.), 99.5%, SafeDry, with molecular sieves, Safeseal
Hot melt adhesive  Magic Dragon, China N.A. JTWJRRJB001
Inductively Coupled Plasma Mass Spectrometry  PerkinElmer, Inc., Shelton, CT USA N.A. Model: NexION 350X
Medical Infusion Bag  Hunan Kanglilai Medical Equipment Co., Ltd N.A. 250 Ml, Sterlized
Milli-Q water system Mingche, Inc., China N.A. 18.3 MΩ, water purification system model: 24UV
Nanomembrane Tube (polyethersulfone) Motimo Membrane Technology Co., Ltd., Tianjin, China N.A. Polyethersulfone, inner diameter 1 mm, poresize <20 nm, pretreated with ethanol (99.5%)
Nitrogen gas Suzhou Gas, Chuina N.A. High puriety
Nitrotic acid (Concentrated) Adamas CAS 7697-37-2 69%,Single Metal < 50 ppt, PFA Bottle
Nylon Fiber Soumiety 10052076600273 For 3D-printing
Pipette  Bond A3 Pipette N.A. 200 μL
Pipette Tip Titan T2-H-T0200 200 μL, 300 μL Tip Box Non-sterile|200 μL|Titan
Polytetrafluoroethylene Tube ROHS, China CJ-TTL Out diameter 1 mm
Sample vial Titan, China EP0060-B-N 0.6 mL, Sterilized DNASE/RNASE/Protease/Pyrogen Free
Silicon cap Fuchenxiangsu, China N.A. Inner diameter 1 mm, length 1 cm
Sonicator Elma N.A. model:E120H
Square PVC water pipe Taobao.com N.A. hight x width, 12 cm x 15 cm
Three-way valve for infusion OEM, China N.A. Medical level; Valve body: PC material; valve core: PE material; screw cap: ABS material
DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Brune, A., Frenzel, P., Cypionka, H. Life at the oxic-anoxic interface: Microbial activities and adaptations. FEMS Microbiology Reviews. 24 (5), 691-710 (2000).
  2. Yuan, Z. -. F., et al. Tracing the dynamic changes of element profiles by novel soil porewater samplers with ultralow disturbance to soil-water interface. Environmental Science & Technology. 53 (9), 5124-5132 (2019).
  3. Henkel, S., et al. Diagenetic barium cycling in Black Sea sediments – A case study for anoxic marine environments. Geochimica et Cosmochimica Acta. 88, 88-105 (2012).
  4. Zhong, H., et al. Novel insights into the Thaumarchaeota in the deepest oceans: Their metabolism and potential adaptation mechanisms. Microbiome. 8 (1), 78 (2020).
  5. Lueder, U., et al. Influence of physical perturbation on Fe(II) supply in coastal marine sediments. Environmental Science & Technology. 54 (6), 3209-3218 (2020).
  6. Sharma, N., Wang, Z., Catalano, J. G., Giammar, D. E. Dynamic responses of trace metal bioaccessibility to fluctuating redox conditions in wetland soils and stream sediments. ACS Earth and Space Chemistry. 6 (5), 1331-1344 (2022).
  7. Vrana, B., et al. Passive sampling techniques for monitoring pollutants in water. TrAC Trends in Analytical Chemistry. 24 (10), 845-868 (2005).
  8. VanOploo, P., White, I., Macdonald, B. C. T., Ford, P., Melville, M. D. The use of peepers to sample pore water in acid sulphate soils. European Journal of Soil Science. 59 (4), 762-770 (2008).
  9. Harper, M. P., Davison, W., Tych, W. Temporal, spatial, and resolution constraints for in situ sampling devices using diffusional equilibration: Dialysis and DET. Environmental Science & Technology. 31 (11), 3110-3119 (1997).
  10. Harper, M. P., Davison, W., Tych, W. Estimation of pore water concentrations from DGT profiles: a modelling approach. Aquatic Geochemistry. 5 (4), 337-355 (1999).
  11. Gao, S., DeLuca, T. H. Use of microdialysis to assess short-term soil soluble N dynamics with biochar additions. Soil Biology and Biochemistry. 136, 107512 (2019).
  12. Buckley, S., Brackin, R., Jämtgård, S., Näsholm, T., Schmidt, S. Microdialysis in soil environments: Current practice and future perspectives. Soil Biology and Biochemistry. 143, 107743 (2020).
  13. Miró, M., Jimoh, M., Frenzel, W. A novel dynamic approach for automatic microsampling and continuous monitoring of metal ion release from soils exploiting a dedicated flow-through microdialyser. Analytical and Bioanalytical Chemistry. 382 (2), 396-404 (2005).
  14. Maddala, S., Savin, M. C., Stenken, J. A., Wood, L. S. Nitrogen dynamics: Quantifying and differentiating fluxes in a riparian wetland soil. ACS Earth and Space Chemistry. 5 (5), 1254-1264 (2021).
  15. Yuan, Z. -. F., et al. Simultaneous measurement of aqueous redox-sensitive elements and their species across the soil-water interface. Journal of Environmental Sciences. 102, 1-10 (2021).
  16. Hamilton, E. M., Young, S. D., Bailey, E. H., Humphrey, O. S., Watts, M. J. Online microdialysis-high-performance liquid chromatography-inductively coupled plasma mass spectrometry (MD-HPLC-ICP-MS) as a novel tool for sampling hexavalent chromium in soil solution. Environmental Science & Technology. 55 (4), 2422-2429 (2021).
  17. Yuan, Z. -. F., et al. Distinct and dynamic distributions of multiple elements and their species in the rice rhizosphere. Plant and Soil. 471 (1), 47-60 (2022).
  18. Teasdale, P. R., Batley, G. E., Apte, S. C., Webster, I. T. Pore water sampling with sediment peepers. TrAC Trends in Analytical Chemistry. 14 (6), 250-256 (1995).
  19. Wey, H., Hunkeler, D., Bischoff, W. -. A., Bünemann, E. K. Field-scale monitoring of nitrate leaching in agriculture: assessment of three methods. Environmental Monitoring and Assessment. 194 (1), (2021).
  20. Cai, Y. -. J., et al. Microbial community structure is stratified at the millimeter-scale across the soil-water interface. ISME Communications. 2 (1), 53 (2022).
  21. Jones, M. E., et al. Manganese-driven carbon oxidation at oxic-anoxic interfaces. Environmental Science & Technology. 52 (21), 12349-12357 (2018).

Tags

MicrodialysisOxic-anoxic InterfaceSoil-water InterfaceDissolved Solute SamplingAPI SamplerNano Membrane TubesPTFE PipesEpoxy AdhesiveHydrophilicity3D Printed SkeletonPVC ContainerOne-to-many ConnectorSilicone Caps

Play Video
PDF
DOI
DOWNLOAD MATERIALS LIST
Cite This Article
Zhang, S., Yuan, Z., Cai, Y., Liu, H., Liu, Z., Chen, Z. Dissolved Solute Sampling Across an Oxic-Anoxic Soil-Water Interface Using Microdialysis Profilers. J. Vis. Exp. (193), e64358, doi:10.3791/64358 (2023).
Download Citation
Reprints and Permissions

View Video

✖

To prove you're not a robot, please enter the text in the image below

CAPTCHA Image
Play CAPTCHA Audio
Refresh Image