Utilizzando l’elettroporazione in ovo , abbiamo ideato un metodo per trasfettare selettivamente l’orecchio interno uditivo e il nucleo cocleare negli embrioni di pollo per ottenere un knockdown specifico del gruppo cellulare della proteina di ritardo mentale X fragile durante periodi discreti di assemblaggio del circuito.
La proteina del ritardo mentale dell’X fragile (FMRP) è una proteina legante l’mRNA che regola la traduzione proteica locale. La perdita o la disfunzione della FMRP porta ad attività neuronali e sinaptiche aberranti nella sindrome dell’X fragile (FXS), che è caratterizzata da disabilità intellettiva, anomalie sensoriali e problemi di comunicazione sociale. Studi sulla funzione FMRP e sulla patogenesi FXS sono stati condotti principalmente con knockout Fmr1 (il gene che codifica per FMRP) in animali transgenici. Qui riportiamo un metodo in vivo per determinare la funzione autonoma cellulare di FMRP durante il periodo di assemblaggio del circuito e formazione sinaptica utilizzando embrioni di pollo. Questo metodo impiega l’elettroporazione specifica per stadio, sito e direzione di un sistema vettoriale inducibile da farmaci contenente Fmr1 small hairpin RNA (shRNA) e un reporter EGFP. Con questo metodo, abbiamo ottenuto il knockdown selettivo FMRP nel ganglio uditivo (AG) e in uno dei suoi bersagli del tronco cerebrale, il nucleo magnocellularis (NM), fornendo così una manipolazione specifica del componente all’interno del circuito AG-NM. Inoltre, il modello a mosaico della trasfezione consente controlli all’interno degli animali e confronti neurone/fibra vicini per una maggiore affidabilità e sensibilità nell’analisi dei dati. Il sistema vettoriale inducibile fornisce il controllo temporale dell’insorgenza dell’editing genico per ridurre al minimo gli effetti accumulati sullo sviluppo. La combinazione di queste strategie fornisce uno strumento innovativo per analizzare la funzione autonoma cellulare di FMRP nello sviluppo sinaptico e circuitale.
La sindrome dell’X fragile (FXS) è un disturbo dello sviluppo neurologico caratterizzato da disabilità intellettiva, anomalie sensoriali e comportamenti autistici. Nella maggior parte dei casi, la FXS è causata da una perdita globale della proteina di ritardo mentale dell’X fragile (FMRP; codificata dal gene Fmr1) a partire dalle prime fasi embrionali1. FMRP è una proteina legante l’RNA che è normalmente espressa nella maggior parte dei neuroni e delle cellule gliali nel cervello, così come negli organi sensoriali 2,3,4. Nel cervello dei mammiferi, FMRP è probabilmente associato a centinaia di mRNA che codificano proteine importanti per varie attività neurali5. Studi su animali knockout convenzionali Fmr1 hanno dimostrato che l’espressione di FMRP è particolarmente importante per l’assemblaggio e la plasticità della neurotrasmissione sinaptica6. Diversi modelli di knockout condizionale e a mosaico hanno ulteriormente dimostrato che le azioni e i segnali FMRP variano tra regioni del cervello, tipi di cellule e siti sinaptici durante diversi eventi di sviluppo tra cui proiezione assonale, pattern dendritico e plasticità sinaptica 7,8,9,10,11,12,13,14 . La funzione acuta di FMRP nella regolazione della trasmissione sinaptica è stata studiata mediante somministrazione intracellulare di anticorpi inibitori FMRP o FMRP stesso in fette di cervello o neuroni in coltura15,16,17,18. Questi metodi, tuttavia, non offrono la possibilità di tracciare le conseguenze indotte da espressioni errate di FMRP durante lo sviluppo. Pertanto, lo sviluppo di metodi in vivo per studiare le funzioni autonome cellulari di FMRP è in grande bisogno e dovrebbe aiutare a determinare se le anomalie riportate nei pazienti con FXS sono conseguenze dirette della perdita di FMRP nei neuroni e nei circuiti associati o conseguenze secondarie derivate da cambiamenti a livello di rete durante lo sviluppo19.
Il tronco cerebrale uditivo degli embrioni di pollo offre un modello straordinariamente vantaggioso per analisi funzionali approfondite della regolazione FMRP nello sviluppo di circuiti e sinapsi. Il facile accesso ai cervelli embrionali di pollo e la ben consolidata tecnica di elettroporazione ovo per la manipolazione genetica hanno contribuito notevolmente alla nostra comprensione dello sviluppo del cervello nelle prime fasi embrionali. In uno studio pubblicato di recente, questa tecnica è stata combinata con strumenti molecolari avanzati che consentono il controllo temporale della misespressione di FMRP20,21. Qui, la metodologia è avanzata per indurre manipolazioni selettive dei neuroni presinaptici e postsinaptici separatamente. Questo metodo è stato sviluppato nel circuito uditivo del tronco cerebrale. Il segnale acustico viene rilevato dalle cellule ciliate nell’orecchio interno uditivo e quindi trasmesso al ganglio uditivo (AG; chiamato anche ganglio a spirale nei mammiferi). I neuroni bipolari nell’AG innervano le cellule ciliate con i loro processi periferici e a loro volta inviano una proiezione centrale (il nervo uditivo) al tronco cerebrale dove terminano in due nuclei cocleari primari, il nucleo magnocellularis (NM) e il nucleo angolare (NA). I neuroni nella NM sono strutturalmente e funzionalmente paragonabili alle cellule cespugliose sferiche del nucleo cocleare anteroventrale dei mammiferi. All’interno della NM, sinapsi delle fibre nervose uditive (ANF) sulla somata dei neuroni NM attraverso il grande bulbo terminale dei terminali Held22. Durante lo sviluppo, i neuroni NM derivano dai rombomeri 5 e 6 (r5/6) nel cervello posteriore23, mentre i neuroni AG derivano dai neuroblasti che risiedono nell’otocisti24. Qui, descriviamo la procedura per abbattere selettivamente l’espressione di FMRP nei neuroni AG presinaptici e nei neuroni NM postsinaptici separatamente.
Per determinare la funzione autonoma della cellula di FMRP, è necessario manipolare la sua espressione in singoli gruppi cellulari o tipi di cellule. Poiché una delle principali funzioni di FMRP è quella di regolare la formazione sinaptica e la plasticità, manipolare selettivamente ogni componente sinaptica di un determinato circuito è un prerequisito per una piena comprensione del meccanismo FMRP nella comunicazione sinaptica. Utilizzando l’elettroporazione in ovo di embrio…
The authors have nothing to disclose.
Questo studio è stato sostenuto da: una sovvenzione della National Natural Science Foundation of China (n. 32000697); il Programma di Scienza e Tecnologia di Guangzhou (202102080139); la Fondazione per le scienze naturali del Guangdong (2019A1515110625, 2021A1515010619); i fondi per la ricerca fondamentale delle università centrali (11620324); una borsa di ricerca del Key Laboratory of Regenerative Medicine, Ministero della Pubblica Istruzione, Università di Jinan (No. ZSYXM202107); i fondi per la ricerca fondamentale per le università centrali della Cina (21621054); e la Medical Scientific Research Foundation della provincia cinese del Guangdong (20191118142729581). Ringraziamo il centro medico sperimentale dell’Università di Jinan. Ringraziamo la dottoressa Terra Bradley per l’attenta revisione del manoscritto.
Egg incubation | |||
16 °C refrigerator | MAGAT | Used for fertilized egg storage. | |
Egg incubator | SHANGHAI BOXUN | GZX-9240MBE | |
Fertilized eggs | Farm of South China Agricultural University | Eggs must be used in one week for optimal viability. | |
Plasmid preparation | |||
Centrifuge | Sigma | 10016 | |
Fast green | Solarbio | G1661 | Make 0.1% working solution in distilled water and autoclave. |
Plasmid Maxi-prep kit | QIAGEN | 12162 | Dissolve plasmid DNA in Tris-EDTA (TE) buffer; endotoxin-free preparation kit |
Sodium Acetate | Sigma-Aldrich | S2889 | Make 7.5M working solution in nuclase-free water. |
Electroporation and Doxycycline Administration | |||
Electroporator | BTX | ECM399 | |
1 mL / 5 mL Syringe | GUANGZHOU KANGFULAI | ||
Dissecting microscope | CNOPTEC | SZM-42 | |
Doxcycline | Sigma-Aldrich | D9891 | Use fresh aliquots for each dose and store at -20 °C. |
Glass capillary | BEIBOBOMEI | RD0910 | 0.9-1.1 mm*100 mm |
Laboratory parafilm | PARAFILM | PM996 | transparent film |
Pipette puller | CHENGDU INSTRUMENT FACTORY | WD-2 | Pulling condition: 500 °C for 15 s |
Platinum elctrodes | Home made | 0.5 mm diameter, 1.5 mm interval. | |
Platinum elctrodes | Home made | 0.5 mm diameter, 1.5 mm interval. | |
Rubber tube | Sigma-Aldrich | A5177 | |
Tissue Dissection and Fixation | |||
Forceps | RWD | F11020-11 | Tip size: 0.05*0.01 mm |
Other surgery tools | RWD | ||
Paraformaldehyde | Sigma-Aldrich | 158127 | Freshly made 4% PFA solution in phosphate-buffered saline can be stored in 4 °C for up to 1 week. |
SYLGARD 184 Silicone Elastomer Kit | DOW | 01673921 | For black background plates, food-grade carbon powder is applied. |
Sectioning | |||
Cryostat | LEICA | CM1850 | |
Gelatin | Sigma-Aldrich | G9391 | From bovine skin. |
Sliding microtome | LEICA | SM2010 | |
Immunostaining | |||
Alexa Fluor 488 goat anti-Mouse | Abcam | ab150113 | 1:500 dilution, RRID: AB_2576208 |
Alexa Fluor 555 goat anti-rabbit | Abcam | ab150078 | 1:500 dilution, RRID: AB_2722519 |
DAPI | Abcam | ab285390 | 1: 1000 dilution |
Fluoromount-G mounting medium | Southern Biotech | Sb-0100-01 | |
FMRP antibody | Y. Wang, Florida State University | #8263 | 1:1000 dilution, RRID: AB_2861242 |
Islet-1 antibody | DSHB | 39.3F7 | 1:100 dilution, RRID: AB_1157901 |
Netwell plate | Corning | 3478 | |
Neurofilament antibody | Sigma-Aldrich | N4142 | 1:1000 dilution, RRID: AB_477272 |
Parvalbumin antibody | Sigma-Aldrich | P3088 | 1:10000 dilution, RRID: AB_477329 |
SNAP25 antibody | Abcam | ab66066 | 1:1000 dilution, RRID: AB_2192052 |
Imaging | |||
Adobe photoshop | ADOBE | image editing software | |
Confocal microscope | LEICA | SP8 | |
Fluorescent stereomicroscope | OLYMPUS | MVX10 | |
Olympus Image-Pro Plus 7.0 | OlYMPUS | commercial image processing software package |