Medikamentöse Behandlung mittels zentralvenösem Katheter in einem Mausmodell des Angiotensin-II-induzierten Bauchaortenaneurysmas und Überwachung mittels 3D-Ultraschall
Summary
Dieses Protokoll beschreibt die konsekutive Implantation einer osmotischen Pumpe zur Induktion eines Bauchaortenaneurysmas durch Angiotensin-II-Freisetzung bei Mäusen mit Apolipoprotein E (ApoE)-Mangel und eines vaskulären Zugangsports mit einem Jugularvenenkatheter zur wiederholten medikamentösen Behandlung. Die Überwachung der Aneurysmaentwicklung durch 3D-Ultraschall wird trotz dorsaler Implantate effektiv durchgeführt.
Abstract
Da es bei der klinischen Behandlung des Bauchaortenaneurysmas (AAA) an pharmazeutischen Behandlungsmöglichkeiten mangelt, werden Tiermodelle, insbesondere Mausmodelle, eingesetzt, um das Verständnis der Krankheitspathogenese voranzutreiben und potenzielle therapeutische Ziele zu identifizieren. Das Testen neuartiger Arzneimittelkandidaten, um das AAA-Wachstum in diesen Modellen zu blockieren, erfordert in der Regel eine wiederholte Medikamentenverabreichung während des Experimentverlaufs. Hier beschreiben wir ein zusammengestelltes Protokoll für die AAA-Induktion, das Einführen eines intravenösen Katheters zur Erleichterung einer längeren Therapie und die serielle AAA-Überwachung durch 3D-Ultraschall. Aneurysmen werden bei Mäusen mit Apolipoprotein E (ApoE)-Mangel durch Angiotensin-II-Freisetzung über 28 Tage aus osmotischen Minipumpen induziert, die subkutan in den Mausrücken implantiert werden. Anschließend wird der chirurgische Eingriff zur externen Jugularvenenkatheterisierung durchgeführt, um eine tägliche intravenöse medikamentöse Behandlung oder wiederholte Blutentnahme über einen subkutanen Gefäßzugangsknopf zu ermöglichen. Trotz der beiden dorsalen Implantate wird die Überwachung der AAA-Entwicklung durch die sequentielle halbautomatische 3D-Ultraschallanalyse erleichtert, die umfassende Informationen über die Ausdehnung von Aortendurchmesser und -volumen sowie über die Aneurysmamorphologie liefert, wie experimentelle Beispiele zeigen.
Introduction
Ein Bauchaortenaneurysma (AAA) ist eine pathologische Erweiterung eines Gefäßes aufgrund entzündlicher und gewebezerstörender Prozesse in der Aortenwand, die letztlich zu Ruptur und Patiententod führen können. Trotz erheblicher Erfolge bei der chirurgischen AAA-Reparatur fehlt bisher eine konservative medikamentöse Behandlung, um das Fortschreiten der Aneurysmaexpansion zu blockieren und möglicherweise das Risiko einer Ruptur zu senken. Tiermodelle wurden entwickelt, um Auslöser und Mediatoren der Erkrankung aufzuklären und neuartige Therapieansätze zu testen. Mausmodelle von AAA sind weit verbreitet und decken die verschiedenen Beobachtungen von menschlichem Gewebe ab. Aufgrund ihrer pathomechanistischen Unterschiede wird oft mehr als ein Modell angewendet, um die besondere Funktion von Molekülen/Signalwegen oder die Wirksamkeit potenzieller therapeutischer Medikamente zu untersuchen 1,2. Zu den am häufigsten verwendeten Modellen der AAA-Induktion gehört die Verabreichung von Angiotensin-II (Ang-II) in Apolipoprotein E deficient (ApoE KO) Mäusen3, die im Vergleich zu Modellen, die auf einer Aneurysmabildung von einer akuten Beleidigung der Aortenwand beruhen, eine chronischere Pathogenese aufweist 4,5. Daher scheint das Ang-II-Modell besonders geeignet für die Überwachung des Krankheitsverlaufs zu sein und wurde kürzlich gezeigt, dass es der menschlichen AAA-Erkrankung in Bezug auf metabolische und entzündliche Reaktionen sehr ähnlich ist6. Insbesondere zeichnet sich das Ang-II-Modell nicht nur durch die AAA-Entwicklung, sondern auch durch die Bildung eines thorakalen Aneurysmas sowie durch eine Aortendissektion mit intramuraler Thrombusbildung aus.
Behandlungen, die darauf abzielen, das Fortschreiten der bereits etablierten AAA anzustreben, anstatt die Entstehung der Krankheit zu verhindern, können einen höheren translationalen Wert haben, da Patienten mit einer Vorerkrankung auftreten, die eine Behandlung erfordert 7,8. Für ein vergleichbares experimentelles Design muss die Aortengröße vor und nach der AAA-Induktion überwacht werden, um eine Schwelle für die Krankheitsentwicklung zu definieren und Mäuse möglicherweise in Behandlungsgruppen einzuteilen.
Die Art der Arzneimittelverabreichung hängt von der Aufnahme und Stabilität der jeweiligen Substanz ab. Intraperitoneale (i.p.) Injektionen werden am häufigsten aufgrund ihrer einfachen Anwendung, der fehlenden Anästhesie und des Fehlens von Injektionsvolumenbeschränkungen verwendet9. Bei der Wahl des Verabreichungsweges muss jedoch die Pharmakokinetik berücksichtigt werden, da die i.p. verabreichten Substanzen in erster Linie über den hepatischen Pfortaderkreislauf resorbiert werden und vor dem Erreichen des Kreislaufs einen Leberstoffwechsel durchlaufen können, was je nach First-Pass-Effekt zu unterschiedlichen Plasmakonzentrationen führen kann10. Die intravenöse (i.v.) Injektion führt zur höchsten Bioverfügbarkeit von Substanzen, und die Herausforderung des wiederholten intravenösen Zugangs kann durch die Verwendung von Kathetern und vaskulären Zugangsöffnungen für die tägliche Verabreichung umgangen werden11,12,13. In Bezug auf die AAA-Einstellung erleichtert die Arzneimittelverteilung im Umlauf eine direkte Aneurysma-Exposition bei definierten Konzentrationen.
Hier beschreiben wir einen Workflow zur Induktion von AAA im Ang-II-Mausmodell über die subkutane Implantation einer osmotischen Pumpe, für die tägliche intravenöse medikamentöse Behandlung über einen vaskulären Zugangsport, der mit einem in die äußeren Halsvene eingeführten Katheter verbunden ist, sowie für die Überwachung der Aneurysmagröße mittels 3D-Ultraschall14 trotz des Vorhandenseins von zwei dorsalen Implantaten.
Protocol
Representative Results
Discussion
Das Ang-II-Modell ist eines der am häufigsten verwendeten Mausmodelle von AAA aufgrund seiner geringen technischen Anforderungen und besonderen Merkmale, die der menschlichen Krankheit ähneln 3,6. Die Operationszeit beträgt etwa 10 Minuten pro Tier, und die subkutane Pumpenimplantation wird von den Mäusen gut vertragen, wenn die subkutane Tasche ausreichend breit ist und tief auf dem Rücken des Tieres platziert ist, weg von der Inzisionsstelle, um die Wundheilung nicht zu stören. Wenn die Haut um die Pumpe gespannt ist, kann es zu Gewebereizungen kommen, die Entzündungen und Schorfbildung verursachen und möglicherweise den Freisetzungsmechanismus der Pumpe durch osmotischen Druck stören können. Die Messung des Volumens von Ang-II, das zum Zeitpunkt des Tieropfers in der Pumpe verblieben ist, gibt Aufschluss darüber, ob der Ang-II über die 28 Tage erfolgreich freigesetzt wurde.
Das Ang-II-Modell wurde kürzlich als gut geeignet für die Untersuchung des Aortenaneurysmas und der Dissektionsprogression vorgeschlagen, da es Ähnlichkeit mit menschlichen Merkmalen beider aufweist6. Wichtig ist, dass das Testen von Medikamentenkandidaten zur Blockierung der Aortenexpansion und zur Beeinflussung des Umbaus der aktuellen klinischen Nachfrage entsprechen würde. In unserer experimentellen Umgebung wurde vor Beginn der Behandlung ein Cutoff für die Bildung von Aneurysmen definiert, basierend auf einem Volumenwachstum von 125% am Tag 8 im Vergleich zum Ausgangswert, was die natürliche Variation der absoluten Aortengröße bei Mäusen erklärt. Die Schwelle und der Zeitpunkt wurden aus einem anfänglichen Zeitverlauf abgeleitet, der die Zerstörung der Aortenwand in der Histologie bestätigte (Daten nicht gezeigt) und zu 35% Rupturen und 56% beobachteten AAAs vor der Katheterimplantation führte. Während eine Mindestschwelle der etablierten Erkrankung für den Studieneinschluss angewendet wurde, wurde anschließend beobachtet, dass ein hohes Ausmaß der anfänglichen Aortenexpansion auch die experimentelle Anwendbarkeit einschränken kann. Aneurysmen, die am 8. Tag schnell auf >200% Volumen anwuchsen, wuchsen in 55% der Fälle nicht weiter über diese Größe hinaus (Abbildung 1D). Dies muss bei der experimentellen Planung und der Berechnung der Stichprobengröße berücksichtigt werden, da dies die wahre Wirkung einer Behandlung verschleiern könnte. Eine weitere Facette dieses Modells sind die häufigen Aortenrupturen (thorakal oder abdominal), die mit Raten von 20%-40% und meist innerhalb der ersten 10 Tage nach Ang-II-Pumpimplantation auftreten 3,18,19. So wurde durch die Wahl des Behandlungsbeginns als Tag 9 eine hohe Rate etablierter Aneurysmen erreicht, und die Jugularvenenkatheterisierung wurde im Wesentlichen an Mäusen durchgeführt, von denen erwartet wurde, dass sie bis zum Ende des Experiments überleben würden (nur 3/24 Mäuse in unserer historischen Kontrollgruppe rissen nach Tag 9), wodurch Zeit, Mühe, und Kosten.
Abgesehen von den Aortenrupturen, die eine schwere Erkrankung darstellen, wurde die gleichzeitige Implantation des Katheters mit Gefäßzugangsknopf und der osmotischen Pumpe von den Mäusen gut vertragen, ohne nennenswerte Auswirkungen auf die Mobilität oder das Verhalten nach der Genesung von der Operation. Die Jugularvenenkatheterisierung sollte für ausgebildete Forscher etwa 30 Minuten dauern. Die Dauer der Exposition gegenüber (Isofluran-) Anästhesie sollte auf ein Minimum beschränkt werden, und die Atemfrequenz des Tieres muss engmaschig überwacht werden, um eine Atemdepression zu verhindern, die zu einem tödlichen Ausgang führen kann, wenn sie nicht gelöst wird20. Blutverlust nach Punktion der Halsvene für das Einführen des Katheters – was zum Tod des Tieres führt, wenn es schwerwiegend ist – kann möglicherweise auftreten, wenn die Halsvene nicht richtig kranial ligiert ist oder ein Seitenast, der in den isolierten Bereich des Gefäßes einspeist, nicht verschlossen ist. In diesem Fall sollte Druck mit einem Wattestäbchen auf die Einstichstelle ausgeübt werden, bis sich der Blutverlust verlangsamt oder stoppt, dann sollte das Einführen und die Ligatur des Katheters so schnell wie möglich erfolgen; Ein kleines Stück der Kollagenwundauflage kann vorübergehend verwendet werden, um bei der Hämostase zu helfen.
Die Katheterdurchgängigkeit ist einer der wichtigsten Faktoren, da die Kathetertrennung von der Vene oder dem Zugangsknopf zu einer unsachgemäßen Medikamentenabgabe führt, bei der das Medikament in den subkutanen Raum austritt. Nach der Empfehlung des Herstellers einer Überlappung von mindestens 3 mm zwischen Katheter und Metallanschluss wurde bei diesem Modell über 3 Jahre (2020-2021, n = 73) nur ein Fall von Kathetertrennung an der Knopfseite (angezeigt durch die injizierte Flüssigkeit, die aus der Inzisionsstelle am Knopf austritt) aufgezeichnet, der durch Öffnen der Wunde und Wiederherstellung der Verbindung in der Operation behoben wurde. Darüber hinaus kam es in unserer historischen PBS-Kontrollgruppe (2/21) zu einer Katheter-Durchgängigkeitsversagensrate von etwa 10% aufgrund eines Katheterverschlusses (der eine Injektion unmöglich machte), einer Kathetertrennung von der Vene (angezeigt durch eine offensichtliche Schwellung im Hals während der Injektion) oder aufgrund von Wundheilungskomplikationen. Diese Probleme können mit selbst zugefügten Verletzungen zusammenhängen, z. B. Mauskratzern oder Bissen. Insbesondere medikamentöse Behandlungen, die die Wundheilung beeinträchtigen, können die Ausfallraten erhöhen. Zu den Schritten zur Fehlerbehebung zur Verbesserung der Durchgängigkeitsrate gehören die Erhöhung der Länge des in die Vene eingeführten Katheters, die Sicherstellung, dass die Ligaturen fest um Katheter und Vene geknotet sind, und die Anwendung der Überdrucktechnik gemäß der Empfehlung des Herstellers, wie in Schritt 2.12.10. beschrieben, während der Injektion. Die Durchgängigkeit des Katheters sollte zusätzlich zum Zeitpunkt des Tieropfers durch Sezieren und visuelle Inspektion unter dem Mikroskop überprüft werden. Bemerkenswert ist, dass die tägliche Menge der injizierten Arzneimittellösung sorgfältig berücksichtigt werden muss. Da das Plasmavolumen den Blutdruck reguliert, kann das Injektionsvolumen die AAA-Expansion beeinflussen, und daher müssen Kontrolltiere das Scheinverfahren mit Trägervolumen erhalten. Basierend auf unseren Erfahrungen (und unveröffentlichten Beobachtungen) scheint eine tägliche Menge von bis zu 250 μL PBS gut verträglich zu sein. Schließlich können, ähnlich wie bei der Pumpimplantation, Hautreizungen um den implantierten Gefäßzugangsknopf auftreten. Wenn eine Entzündung beobachtet wird, die von devitalisiertem oder nekrotischem Gewebe begleitet wird, sollte das Wunddebridement durchgeführt werden, indem nicht lebensfähiges Gewebe entfernt wird (nekrotisches Gewebe trennt sich oft auf natürliche Weise von der Wunde), und die Haut sollte bei Bedarf genäht werden; Sind Entzündungen und Nekrosen großflächig, müssen das Wohlergehen und die humanen Endpunkte des Tieres richtlinienkonform berücksichtigt werden.
Die einfache und doppelte dorsale Implantation der osmotischen Pumpe und/oder des VAS störte weder das Ultraschallsignal noch die Sicherung der Maus in einer geeigneten Position auf dem Ultraschalltisch. Die automatisierte Erfassung von 157 Bildern über 12 mm zur Erstellung eines 3D-Bildes der Aorta für die Volumenmessung ist ein einfaches und schnelles Verfahren14, bei dem nur sichergestellt werden muss, dass die Aorta frei von Störungen über den interessierenden Bereich ist. Ein Fallstrick in diesem Zusammenhang ist die Anwendung von zu viel Druck mit dem Schallkopf beim Versuch, das Bild von Störungen zu befreien, was die automatisierte Messung unterbrechen kann, wenn die Atemfrequenz durch die Kompression der Rippen beeinflusst wird, wenn Bilder des Schädelendes der Bauchaorta aufgezeichnet werden. Der Durchmesser wird traditionell in Bildern gemessen, die im B-Modus aufgenommen wurden, indem der Bediener während der Ultraschallanalyse manuell nach dem Bereich mit maximalem Durchmesser sucht. Eine Weiterentwicklung der B-Mode-Bilder sind die EKV-Bilder, die kleine Aortenbewegungen auflösen können, um ein qualitativ hochwertiges, verlangsamtes Bild der pulsierenden Aorta zu erzeugen. Darüber hinaus kann der maximale Aortendurchmesser aus den aufgenommenen 3D-Frames bestimmt werden, wobei die 157 Bilder einen umfassenden Überblick über die an der Systole aufgenommene Aorta bieten (aufgrund des eingestellten EKG-Triggers).
Zusammenfassend bietet das vorgestellte kompilierte Protokoll einen zuverlässigen und reproduzierbaren Workflow für die intravenöse Medikamentenverabreichung in einem Mausmodell von Ang-II-induzierter AAA und für die Überwachung der Aortengröße durch 3D-Ultraschall. Die Zeitpunkte der Überwachung und des Betriebs können an die spezifischen Bedürfnisse angepasst werden, und die Jugularvenenkatheterisierung kann separat für jeden Versuchsaufbau durchgeführt werden, der die Abgabe spezifischer Substanzen über intravenöse Injektionen erfordert. Das VAS kann alternativ zur wiederholten Blutentnahme verwendet werden, wenn eine Kathetersperrlösung verwendet wird, um eine Gerinnung zu verhindern. Das beschriebene 3D-Ultraschallverfahren kann angepasst werden, um die infrarenale Aorta zu messen, wo sich Aneurysmen bei akuter Beleidigung in Elastase- oder CaCl2-basierten Mausmodellen von AAA entwickeln. Während die 3D-Ultraschallaufnahme den Vorteil hat, einen Überblick über die betroffene Aortenregion und die Aneurysmamorphologie zu geben, ist die Bildaufnahme zeitaufwendiger und kann daher kostenintensiver sein. Eine weitere Einschränkung des Protokolls, die anerkannt werden sollte, ist die Notwendigkeit, dass die Tiere für intravenöse Injektionen kurz betäubt werden, während die intraperitoneale Verabreichung im Allgemeinen an bewussten Mäusen durchgeführt wird.
Disclosures
The authors have nothing to disclose.
Acknowledgements
Wir danken den Teams von Prof. Podesser und Prof. Ellmeier (Department of Biomedical Research and Core Facility for Laboratory Animal Breeding and Husbandry, Medizinische Universität Wien) für die Unterstützung bei den Tierversuchen. Die AAA-Trichromfärbung wurde freundlicherweise von Monika Weiss und Prof. Peter Petzelbauer (Universitätsklinik für Dermatologie, Medizinische Universität Wien) durchgeführt. Diese Arbeit wurde vom Fonds zur Förderung der wissenschaftlichen Forschung gefördert [SFB-Projekt F 5409-B21]. Marc Bailey wird persönlich unterstützt von der British Heart Foundation [FS/18/12/33270].
Materials
| 4-0 Polysorb sutures | Covidien | GL-46-MG | Braided absorbable suture CV-23 Taper |
| 6-0 Silk sutures | Ethicon | 639H | PERMA-HAND Silk |
| ALZET 2004 osmotic pumps | DURECT Corp | 298 | Osmotic mini pumps |
| Angiotensin-II | Bachem | 4006473.0100 | Angiotensin II acetate |
| Aquasonic Clear Ultrasound Transmission Gel | Parker Labs | PUSG-0308 | Ultrasound gel |
| Betadona Wound Spray | Mundipharma | Wound disinfectant spray (povidone-iodine spray) | |
| Betaisodona Solution | Mundipharma | 15973 | Wound disinfectant solution (povidone-iodine solution) |
| Catheter for mouse femoral vein/artery | Instech Laboratories Inc | C10PU-MFV1301 | 1 to 3Fr, 10.5 cm, collar @1.2 cm. Fits 22 G |
| Hair removal cream | |||
| Handling tool | Instech Laboratories Inc | VABMG | Handling tool for magnetic mouse Vascular Access Buttons |
| HYLO NIGHT Eye Oinment | URSAPHARM | 538922 | Eye lubricant cream |
| Needles and syringes of various sizes | 1 mL and 5 mL syringes, 27 G and 30 G needles | ||
| Olympus SZ51 Stereo microscope | Olympus Corporation | Dissection and inspection microscope | |
| PinPort injectors | Instech Laboratories Inc | PNP3M-50 | Injector for vascular access button |
| Protective aluminum cap | Instech Laboratories Inc | VABM1C | Protective aluminum cap for magnetic 1 channel mouse VAB |
| Signa Electrode Ultrasound Gel | Parker Labs | PE-1560 | Electrode gel |
| Small electric shaver | |||
| Surigcal and microsurgical equipment | |||
| Suprasorb C | Lohmann & Rauscher | 20482 | Collagen wound dressing |
| Vascular access button (VAB) | Instech Laboratories Inc | VABM1B/22 | Vascular Access Button for mouse, magnetic, 1 channel 22 G, injector |
| Vevo 3100 Imaging System | FUJIFILM VisualSonics Inc | 51073-51 | Ultrasound system |
| Vevo Lab 5.6.1 software | FUJIFILM VisualSonics Inc | Ultrasound analysis software | |
| Vevo MX550D transducer | FUJIFILM VisualSonics Inc | Linear Array Transducer For Vevo 3100 system | |
| Vevo Mouse Handling Table | FUJIFILM VisualSonics Inc | 11436 | Mouse heating, mouse core temperature capture and ECG pads for physiological monitoring |
References
- Busch, A., et al. Translating mouse models of abdominal aortic aneurysm to the translational needs of vascular surgery. JVS-Vascular Science. 2, 219-234 (2021).
- Golledge, J., Krishna, S. M., Wang, Y. Mouse models for abdominal aortic aneurysm. British Journal of Pharmacology. 179 (5), 792-810 (2022).
- Daugherty, A., Manning, M. W., Cassis, L. A. Angiotensin II promotes atherosclerotic lesions and aneurysms in apolipoprotein E-deficient mice. Journal of Clinical Investigation. 105 (11), 1605-1612 (2000).
- Bhamidipati, C. M., et al. Development of a novel murine model of aortic aneurysms using peri-adventitial elastase. Surgery. 152 (2), 238-246 (2012).
- Phillips, E. H., et al. Morphological and biomechanical differences in the elastase and AngII apoE -/- rodent models of abdominal aortic aneurysms. BioMed Research International. 2015, 413189 (2015).
- Gäbel, G., et al. Parallel murine and human aortic wall genomics reveals metabolic reprogramming as key driver of abdominal aortic aneurysm progression. Journal of the American Heart Association. 10 (17), 20231 (2021).
- Phie, J., Thanigaimani, S., Golledge, J. Systematic review and meta-analysis of interventions to slow progression of abdominal aortic aneurysm in mouse models. Arteriosclerosis, Thrombosis, and Vascular Biology. 41 (4), 1504-1517 (2021).
- Lu, H. S., Owens, A. P., Liu, B., Daugherty, A. Illuminating the importance of studying interventions on the propagation phase of experimental mouse abdominal aortic aneurysms. Arteriosclerosis, Thrombosis, and Vascular Biology. 41 (4), 1518-1520 (2021).
- Al Shoyaib, A., Archie, S. R., Karamyan, V. T. Intraperitoneal route of drug administration: Should it be used in experimental animal studies. Pharmaceutical Research. 37 (1), 1-17 (2020).
- Turner, P. V., Brabb, T., Pekow, C., Vasbinder, M. A. Administration of substances to laboratory animals: Routes of administration and factors to consider. Journal of the American Association for Laboratory Animal Science. 50 (5), 600-613 (2011).
- Derde, S., et al. Use of a central venous line for fluids, drugs and nutrient administration in a mouse model of critical illness. Journal of Visualized Experiments. (123), e55553 (2017).
- Lu, W., et al. Microsurgical skills of establishing permanent jugular vein cannulation in rats for serial blood sampling of orally administered drug. Journal of Visualized Experiments. (178), e63167 (2021).
- Jespersen, B., Knupp, L., Northcott, C. A. Femoral arterial and venous catheterization for blood sampling, drug administration and conscious blood pressure and heart rate measurements. Journal of Visualized Experiments. (59), e3496 (2012).
- Waduud, M. A., et al. High-frequency three-dimensional lumen volume ultrasound is a sensitive method to detect early aneurysmal change in elastase-induced murine abdominal aortic aneurysm. Aorta. 9 (6), 215-220 (2020).
- Lu, H., et al. Subcutaneous angiotensin II infusion using osmotic pumps induces aortic aneurysms in mice. Journal of Visualized Experiments. (103), e53191 (2015).
- Sawada, H., et al. Ultrasound imaging of the thoracic and abdominal aorta in mice to determine aneurysm dimensions. Journal of Visualized Experiments. (145), e59013 (2019).
- Eilenberg, W., et al. Histone citrullination as a novel biomarker and target to inhibit progression of abdominal aortic aneurysms. Translational Research. 233, 32-46 (2021).
- Saraff, K., Babamusta, F., Cassis, L. A., Daugherty, A. Aortic dissection precedes formation of aneurysms and atherosclerosis in angiotensin II-infused, apolipoprotein E-deficient mice. Arteriosclerosis, Thrombosis, and Vascular Biology. 23 (9), 1621-1626 (2003).
- Trachet, B., Fraga-Silva, R. A., Jacquet, P. A., Stergiopulos, N., Segers, P. Incidence, severity, mortality, and confounding factors for dissecting AAA detection in angiotensin II-infused mice: A meta-analysis. Cardiovascular Research. 108 (1), 159-170 (2015).
- Cesarovic, N., et al. Isoflurane and sevoflurane provide equally effective anaesthesia in laboratory mice. Laboratory Animals. 44 (4), 329-336 (2010).
