العلاج من تعاطي المخدرات عن طريق القسطرة الوريدية المركزية في نموذج الفأر من Angiotensin II الناجم عن تمدد الأوعية الدموية الأبهري البطني والمراقبة عن طريق الموجات فوق الصوتية 3D
Summary
يصف هذا البروتوكول الزرع المتتالي لمضخة تناضحية للحث على تمدد الأوعية الدموية الأبهري البطني عن طريق إطلاق الأنجيوتنسين II في الفئران الناقصة في البروتين الشحمي E (ApoE) ومنفذ الوصول الوعائي مع قسطرة الوريد الوداجي للعلاج الدوائي المتكرر. يتم إجراء مراقبة تطور تمدد الأوعية الدموية بواسطة الموجات فوق الصوتية 3D بشكل فعال على الرغم من الغرسات الظهرية.
Abstract
نظرا لعدم وجود خيارات العلاج الصيدلاني في الإدارة السريرية لتمدد الأوعية الدموية الأبهري البطني (AAA) ، يتم تطبيق النماذج الحيوانية ، وخاصة نماذج الفئران ، لتعزيز فهم التسبب في المرض وتحديد الأهداف العلاجية المحتملة. يتطلب اختبار الأدوية المرشحة الجديدة لمنع نمو AAA في هذه النماذج عموما تكرار إعطاء الدواء خلال الفترة الزمنية للتجربة. هنا ، نصف بروتوكولا مترجما لتحريض AAA ، وإدخال قسطرة في الوريد لتسهيل العلاج لفترات طويلة ، ومراقبة AAA التسلسلية بواسطة الموجات فوق الصوتية 3D. يتم تحفيز تمدد الأوعية الدموية في الفئران التي تعاني من نقص البروتين الشحمي E (ApoE) عن طريق إطلاق الأنجيوتنسين II على مدار 28 يوما من المضخات الصغيرة التناضحية المزروعة تحت الجلد في ظهر الفأر. بعد ذلك ، يتم إجراء الإجراء الجراحي لقسطرة الوريد الوداجي الخارجي للسماح بالعلاج الدوائي اليومي عن طريق الوريد أو أخذ عينات الدم المتكررة عبر زر الوصول إلى الأوعية الدموية تحت الجلد. على الرغم من الغرستين الظهريتين ، يتم تسهيل مراقبة تطور AAA بسهولة من خلال التحليل بالموجات فوق الصوتية 3D شبه الآلي المتسلسل ، والذي ينتج عنه معلومات شاملة عن توسع قطر الأبهر وحجمه وعن مورفولوجيا تمدد الأوعية الدموية ، كما هو موضح في الأمثلة التجريبية.
Introduction
تمدد الأوعية الدموية الأبهري البطني (AAA) هو توسع مرضي في الأوعية الدموية بسبب العمليات الالتهابية والمدمرة للأنسجة في جدار الأبهر والتي قد تؤدي في النهاية إلى تمزق ووفاة المريض. على الرغم من الإنجازات الكبيرة في إصلاح AAA الجراحي ، إلا أن العلاج الدوائي المحافظ لمنع تطور تمدد الأوعية الدموية وربما تقليل خطر التمزق مفقود حتى الآن. تم تطوير نماذج حيوانية لتوضيح محفزات المرض ووسطائه واختبار أساليب جديدة للعلاج. يتم تطبيق نماذج الفئران من AAA على نطاق واسع وتغطي الملاحظات المختلفة من الأنسجة البشرية. نظرا لاختلافاتها الباثومية ، غالبا ما يتم تطبيق أكثر من نموذج واحد للتحقيق في الوظيفة الخاصة للجزيئات / المسارات أو فعالية الأدوية العلاجية المحتملة 1,2. من بين النماذج الأكثر استخداما لتحريض AAA هو إعطاء الأنجيوتنسين-II (Ang-II) في الفئران الشحمية E الناقصة (ApoE KO)3 ، والتي لديها المزيد من الإمراض الشبيهة بالمزمنة مقارنة بالنماذج التي تعتمد على تكوين تمدد الأوعية الدموية من إهانة حادة إلى جدار الأبهر 4,5. وهكذا ، يبدو نموذج Ang-II مناسبا بشكل خاص لرصد تطور المرض وقد ثبت مؤخرا أنه يشبه إلى حد كبير مرض AAA البشري فيما يتعلق بالاستجابات الأيضية والالتهابية6. والجدير بالذكر أن نموذج Ang-II لا يتميز فقط بتطوير AAA ولكن أيضا تكوين تمدد الأوعية الدموية الصدري ، وكذلك تشريح الأبهر مع تكوين الجلطة داخل الجدارية.
قد يكون للعلاجات التي تهدف إلى استهداف تطور AAA المعمول به بالفعل بدلا من منع بدء المرض قيمة انتقالية أعلى حيث أن المرضى الذين يعانون من حالة موجودة مسبقا تتطلب العلاج 7,8. للحصول على تصميم تجريبي قابل للمقارنة، يجب مراقبة حجم الأبهر قبل وبعد تحريض AAA لتحديد عتبة تطور المرض وربما تقسيم الفئران إلى مجموعات علاجية.
يعتمد أسلوب إدارة الدواء على امتصاص واستقرار المادة المعنية. غالبا ما تستخدم الحقن داخل الصفاق (i.p) بسبب سهولة تطبيقها ، ولا تتطلب مخدرا ، وعدم وجود قيود على حجم الحقن9. ومع ذلك ، يجب النظر في الحرائك الدوائية عند اختيار طريق الإعطاء ، حيث يتم امتصاص المواد التي يتم إعطاؤها i.p. في المقام الأول من خلال دوران البوابة الكبدية وقد تخضع لعملية التمثيل الغذائي للكبد قبل الوصول إلى الدورة الدموية ، مما قد يؤدي إلى تركيزات مختلفة من البلازما اعتمادا على تأثير المرور الأول10. ينتج عن الحقن الوريدي (i.v) أعلى توافر بيولوجي للمواد ، ويمكن التغلب على التحدي المتمثل في الوصول المتكرر إلى i.v. عن طريق استخدام القسطرة ومنافذ الوصول الوعائية للإعطاء اليومي 11،12،13. وفيما يتعلق بإعداد AAA، فإن توزيع الأدوية في الدورة الدموية يسهل التعرض المباشر لتمدد الأوعية الدموية بتركيزات محددة.
هنا ، نصف سير عمل لتحفيز AAA في نموذج الماوس Ang-II عبر الزرع تحت الجلد لمضخة تناضحية ، للعلاج الدوائي اليومي عبر منفذ وصول الأوعية الدموية المتصل بقسطرة مدرجة في الوريد الوداجي الخارجي ، وكذلك لمراقبة حجم تمدد الأوعية الدموية عبر الموجات فوق الصوتية ثلاثية الأبعاد14 على الرغم من وجود اثنين من الغرسات الظهرية.
Protocol
Representative Results
Discussion
نموذج Ang-II هو واحد من نماذج الماوس الأكثر استخداما من AAA بسبب متطلباته التقنية المنخفضة وميزاته الخاصة التي تشبه الأمراض البشرية 3,6. يبلغ وقت الجراحة حوالي 10 دقائق لكل ، ويتم تحمل زرع المضخة تحت الجلد بشكل جيد من قبل الفئران إذا كان الجيب تحت الجلد واسعا بما فيه الكفاية ويوضع منخفضا على ظهر الحيوان ، بعيدا عن موقع الشق ، حتى لا يتداخل مع التئام الجروح. عندما يكون الجلد مشدودا حول المضخة، قد يحدث تهيج في الأنسجة، مما قد يسبب التهابا وجلبا وربما يعطل آلية إطلاق المضخة عن طريق الضغط الاسموزي. إن قياس حجم Ang-II المتبقي في المضخة في وقت التضحية بالحيوان يعطي نظرة ثاقبة حول ما إذا كان Ang-II قد تم إطلاقه بنجاح على مدار 28 يوما.
تم اقتراح نموذج Ang-II مؤخرا ليكون مناسبا تماما لدراسة تمدد الأوعية الدموية الأبهري وتطور التشريح لأنه يظهر تشابها مع السمات البشرية لكل من6. الأهم من ذلك ، أن اختبار الأدوية المرشحة لمنع توسع الأبهر وإعادة تشكيل التأثير من شأنه أن يتطابق مع الطلب السريري الحالي. في إعدادنا التجريبي ، تم تحديد حد فاصل لتشكيل تمدد الأوعية الدموية قبل بدء العلاج بناء على نمو الحجم بنسبة 125٪ في اليوم 8 فيما يتعلق بخط الأساس ، والذي يمثل التباين الطبيعي في حجم الشريان الأورطي المطلق في الفئران. تم اشتقاق العتبة والنقطة الزمنية من دورة زمنية أولية أكدت تدمير جدار الشريان الأورطي في علم الأنسجة (البيانات غير معروضة) وأسفرت عن تمزق بنسبة 35٪ و 56٪ ملاحظة AAAs قبل زرع القسطرة. في حين تم تطبيق عتبة دنيا للمرض الثابت لإدراج الدراسة ، لوحظ لاحقا أن المدى العالي من توسع الشريان الأورطي الأولي قد يحد أيضا من التطبيق التجريبي. تمدد الأوعية الدموية الذي تقدم بسرعة إلى حجم >200٪ بحلول اليوم 8 لم ينمو أكثر من هذا الحجم في 55٪ من الحالات (الشكل 1D). يجب أن يؤخذ هذا في الاعتبار أثناء التصميم التجريبي وحساب حجم العينة ، لأنه يمكن أن يخفي التأثير الحقيقي للعلاج. جانب آخر من هذا النموذج هو تمزق الأبهر المتكرر (الصدر أو البطن) ، الذي يحدث بمعدلات 20٪ -40٪ ومعظمها خلال الأيام العشرة الأولى بعد زرع مضخة Ang-II 3,18,19. وهكذا ، من خلال اختيار بداية العلاج لتكون اليوم 9 ، تم تحقيق معدل عال من تمدد الأوعية الدموية الراسخ ، وتم إجراء قسطرة الوريد الوداجي بشكل أساسي على الفئران التي كان من المتوقع أن تبقى على قيد الحياة حتى نهاية التجربة (فقط 3/24 فئران في مجموعتنا الضابطة التاريخية تمزقت بعد اليوم 9) ، وبالتالي الحفاظ على الوقت والجهد ، والتكلفة.
وبصرف النظر عن تمزق الشريان الأورطي، الذي يشكل حالة خطيرة، فإن الزرع المتزامن للقسطرة مع زر الوصول إلى الأوعية الدموية والمضخة الأسموزية كان جيد التحمل من قبل الفئران، مع عدم وجود تأثير ملحوظ على الحركة أو السلوك بعد الشفاء من الجراحة. يجب أن يستغرق إجراء قسطرة الوريد الوداجي حوالي 30 دقيقة للباحثين المدربين. يجب الحفاظ على مدة التعرض للتخدير (isoflurane) إلى الحد الأدنى ، ويجب مراقبة معدل تنفس الحيوان عن كثب لمنع اكتئاب التنفس ، مما قد يؤدي إلى نتيجة قاتلة إذا لم يتم حلها20. يمكن أن يحدث فقدان الدم بعد ثقب الوريد الوداجي لإدخال القسطرة – مما يؤدي إلى وفاة الحيوانات إذا كان كبيرا – عندما لا يتم ربط الوريد الوداجي بشكل صحيح بالجمجمة أو لا يتم إغلاق فرع جانبي يغذي المنطقة المعزولة من الوعاء. في هذه الحالة ، يجب تطبيق الضغط باستخدام قطعة قطن على موقع الثقب حتى يتباطأ تسرب الدم أو يتوقف ، ثم يجب أن يتم إدخال القسطرة وربطها في أسرع وقت ممكن ؛ يمكن استخدام قطعة صغيرة من ضمادات جرح الكولاجين مؤقتا للمساعدة في الإرقاء.
تعد مباح القسطرة أحد أهم العوامل ، حيث يؤدي فصل القسطرة عن الوريد أو زر الوصول إلى توصيل الدواء بشكل غير صحيح حيث يتسرب الدواء إلى الفضاء تحت الجلد. بناء على توصية الشركة المصنعة بتداخل لا يقل عن 3 مم بين القسطرة والموصل المعدني ، تم تسجيل حالة واحدة فقط من فصل القسطرة على جانب الزر (يشار إليها بالسائل المحقون المتسرب من موقع الشق في الزر) على مدار 3 سنوات في هذا النموذج (2020-2021 ، n = 73) ، والتي تم إصلاحها عن طريق فتح الجرح وإعادة إنشاء الاتصال في الجراحة. بالإضافة إلى ذلك ، تم تجربة معدل فشل مباح القسطرة البالغ حوالي 10٪ في مجموعتنا الضابطة التاريخية PBS (2/21) إما بسبب انسداد القسطرة (مما يجعل من المستحيل حقنها) ، أو انفصال القسطرة عن الوريد (يشار إليه بتورم واضح في الرقبة أثناء الحقن) ، أو مضاعفات التئام الجروح. قد تكون هذه المشكلات مرتبطة بالإصابات الذاتية ، أي خدوش الماوس أو لدغاته. والجدير بالذكر أن العلاجات الدوائية التي تتداخل مع التئام الجروح قد ترفع معدلات الفشل. تتضمن خطوات استكشاف الأخطاء وإصلاحها لتحسين معدل المباح زيادة طول القسطرة التي يتم إدخالها في الوريد ، وضمان عقد الأربطة بإحكام حول القسطرة والوريد ، وتطبيق تقنية الضغط الإيجابي وفقا لتوصية الشركة المصنعة ، كما هو موضح في الخطوة 2.12.10 ، أثناء الحقن. بالإضافة إلى ذلك ، يجب التحقق من مباح القسطرة في وقت التضحية بالحيوان عن طريق التشريح والفحص البصري تحت المجهر. تجدر الإشارة إلى أنه يجب النظر بعناية في الحجم اليومي لمحلول المخدرات عن طريق الحقن. نظرا لأن حجم البلازما ينظم ضغط الدم ، فقد يؤثر حجم الحقن على توسع AAA ، وبالتالي ، تحتاج التحكم إلى تلقي الإجراء الزائف مع حجم الناقل. استنادا إلى تجربتنا (والملاحظات غير المنشورة) ، يبدو أن كمية يومية تصل إلى 250 ميكرولتر من PBS جيدة التحمل. أخيرا ، على غرار زرع المضخة ، يمكن أن يحدث تهيج الجلد حول زر الوصول إلى الأوعية الدموية المزروعة. إذا لوحظ التهاب مصحوب بأنسجة غير حيوية أو نخرية ، فيجب إجراء تنضير الجرح عن طريق إزالة الأنسجة غير القابلة للحياة (غالبا ما تنفصل الأنسجة الميتة بشكل طبيعي عن الجرح) ، ويجب خياطة الجلد إذا لزم الأمر ؛ إذا كان الالتهاب والنخر واسعين ، فيجب النظر في رفاهية الحيوان ونقاط النهاية الإنسانية وفقا للمبادئ التوجيهية.
لم تتداخل عملية الزرع الظهري المفردة والمزدوجة للمضخة الأسموزية و / أو VAS مع إشارة الموجات فوق الصوتية ولا مع تأمين الماوس في وضع مناسب على مرحلة الموجات فوق الصوتية. إن الاقتناء الآلي ل 157 إطارا يزيد عن 12 مم لتقديم صورة ثلاثية الأبعاد للشريان الأورطي لقياس الحجم هو إجراء بسيط وسريع14 ، والذي يتطلب فقط ضمان خلو الشريان الأورطي من التداخل على منطقة الاهتمام. أحد المزالق في هذا السياق هو تطبيق الكثير من الضغط مع الترجام أثناء محاولة مسح صورة التداخل ، مما قد يقطع القياس الآلي إذا تأثر معدل التنفس بضغط الأضلاع عند تسجيل صور الطرف القحفي للشريان الأورطي البطني. يتم قياس القطر تقليديا في الصور التي يتم الحصول عليها باستخدام الوضع B من قبل المشغل الذي يبحث يدويا عن منطقة القطر الأقصى أثناء إجراء تحليل الموجات فوق الصوتية. التقدم في صور الوضع B هو صور EKV ، والتي يمكنها حل حركات الأبهر الصغيرة لإنتاج صورة عالية الجودة وبطيئة للشريان الأورطي النابض. علاوة على ذلك ، يمكن تحديد الحد الأقصى لقطر الأبهر من إطارات 3D المكتسبة ، حيث تقدم الصور ال 157 نظرة عامة شاملة على الشريان الأورطي المأخوذ في الانقباض (بسبب مشغل ECG المحدد).
في الختام ، يوفر البروتوكول المترجم المقدم سير عمل موثوقا به وقابلا للتكرار لإدارة الدواء i.v. في نموذج الماوس من AAA الناجم عن Ang-II ولمراقبة حجم الأبهر بواسطة الموجات فوق الصوتية 3D. يمكن تعديل النقاط الزمنية للمراقبة والتشغيل وفقا للاحتياجات المحددة ، ويمكن إجراء قسطرة الوريد الوداجي بشكل منفصل لأي إعداد تجريبي يتطلب توصيل مواد محددة عن طريق حقن i.v. يمكن استخدام VAS بدلا من ذلك لأخذ عينات الدم المتكررة إذا تم استخدام محلول قفل القسطرة لمنع التخثر. يمكن تكييف إجراء الموجات فوق الصوتية 3D الموصوف لقياس الشريان الأورطي المقطعي ، حيث تتطور تمدد الأوعية الدموية عند الإهانة الحادة في نماذج الفئران القائمة على elastase أو CaCl2 من AAA. في حين أن اكتساب الموجات فوق الصوتية 3D يحمل ميزة إعطاء نظرة عامة على منطقة الشريان الأورطي المصابة ومورفولوجيا تمدد الأوعية الدموية ، فإن الحصول على الصورة أكثر استهلاكا للوقت ، وبالتالي ، قد يكون أكثر كثافة من حيث التكلفة. هناك قيد آخر للبروتوكول يجب الاعتراف به وهو الحاجة إلى تخدير الحيوانات لفترة وجيزة للحقن في الوريد ، في حين يتم إجراء الإدارة داخل الصفاق بشكل عام على الفئران الواعية.
Disclosures
The authors have nothing to disclose.
Acknowledgements
نود أن نشكر فريقي البروفيسور بوديسر والبروفيسور إلماير (قسم البحوث الطبية الحيوية والمرفق الأساسي لتربية وتربية الحيوانات المختبرية ، جامعة فيينا الطبية) على المساعدة في التجارب على الحيوانات. تم إجراء تلطيخ AAA trichrome بلطف من قبل مونيكا فايس والبروفيسور بيتر بيتزلباور (قسم الأمراض الجلدية ، جامعة فيينا الطبية). تم دعم هذا العمل من قبل صندوق العلوم النمساوي [مشروع SFB F 5409-B21]. مارك بيلي مدعوم شخصيا من مؤسسة القلب البريطانية [FS/18/12/33270].
Materials
| 4-0 Polysorb sutures | Covidien | GL-46-MG | Braided absorbable suture CV-23 Taper |
| 6-0 Silk sutures | Ethicon | 639H | PERMA-HAND Silk |
| ALZET 2004 osmotic pumps | DURECT Corp | 298 | Osmotic mini pumps |
| Angiotensin-II | Bachem | 4006473.0100 | Angiotensin II acetate |
| Aquasonic Clear Ultrasound Transmission Gel | Parker Labs | PUSG-0308 | Ultrasound gel |
| Betadona Wound Spray | Mundipharma | Wound disinfectant spray (povidone-iodine spray) | |
| Betaisodona Solution | Mundipharma | 15973 | Wound disinfectant solution (povidone-iodine solution) |
| Catheter for mouse femoral vein/artery | Instech Laboratories Inc | C10PU-MFV1301 | 1 to 3Fr, 10.5 cm, collar @1.2 cm. Fits 22 G |
| Hair removal cream | |||
| Handling tool | Instech Laboratories Inc | VABMG | Handling tool for magnetic mouse Vascular Access Buttons |
| HYLO NIGHT Eye Oinment | URSAPHARM | 538922 | Eye lubricant cream |
| Needles and syringes of various sizes | 1 mL and 5 mL syringes, 27 G and 30 G needles | ||
| Olympus SZ51 Stereo microscope | Olympus Corporation | Dissection and inspection microscope | |
| PinPort injectors | Instech Laboratories Inc | PNP3M-50 | Injector for vascular access button |
| Protective aluminum cap | Instech Laboratories Inc | VABM1C | Protective aluminum cap for magnetic 1 channel mouse VAB |
| Signa Electrode Ultrasound Gel | Parker Labs | PE-1560 | Electrode gel |
| Small electric shaver | |||
| Surigcal and microsurgical equipment | |||
| Suprasorb C | Lohmann & Rauscher | 20482 | Collagen wound dressing |
| Vascular access button (VAB) | Instech Laboratories Inc | VABM1B/22 | Vascular Access Button for mouse, magnetic, 1 channel 22 G, injector |
| Vevo 3100 Imaging System | FUJIFILM VisualSonics Inc | 51073-51 | Ultrasound system |
| Vevo Lab 5.6.1 software | FUJIFILM VisualSonics Inc | Ultrasound analysis software | |
| Vevo MX550D transducer | FUJIFILM VisualSonics Inc | Linear Array Transducer For Vevo 3100 system | |
| Vevo Mouse Handling Table | FUJIFILM VisualSonics Inc | 11436 | Mouse heating, mouse core temperature capture and ECG pads for physiological monitoring |
References
- Busch, A., et al. Translating mouse models of abdominal aortic aneurysm to the translational needs of vascular surgery. JVS-Vascular Science. 2, 219-234 (2021).
- Golledge, J., Krishna, S. M., Wang, Y. Mouse models for abdominal aortic aneurysm. British Journal of Pharmacology. 179 (5), 792-810 (2022).
- Daugherty, A., Manning, M. W., Cassis, L. A. Angiotensin II promotes atherosclerotic lesions and aneurysms in apolipoprotein E-deficient mice. Journal of Clinical Investigation. 105 (11), 1605-1612 (2000).
- Bhamidipati, C. M., et al. Development of a novel murine model of aortic aneurysms using peri-adventitial elastase. Surgery. 152 (2), 238-246 (2012).
- Phillips, E. H., et al. Morphological and biomechanical differences in the elastase and AngII apoE -/- rodent models of abdominal aortic aneurysms. BioMed Research International. 2015, 413189 (2015).
- Gäbel, G., et al. Parallel murine and human aortic wall genomics reveals metabolic reprogramming as key driver of abdominal aortic aneurysm progression. Journal of the American Heart Association. 10 (17), 20231 (2021).
- Phie, J., Thanigaimani, S., Golledge, J. Systematic review and meta-analysis of interventions to slow progression of abdominal aortic aneurysm in mouse models. Arteriosclerosis, Thrombosis, and Vascular Biology. 41 (4), 1504-1517 (2021).
- Lu, H. S., Owens, A. P., Liu, B., Daugherty, A. Illuminating the importance of studying interventions on the propagation phase of experimental mouse abdominal aortic aneurysms. Arteriosclerosis, Thrombosis, and Vascular Biology. 41 (4), 1518-1520 (2021).
- Al Shoyaib, A., Archie, S. R., Karamyan, V. T. Intraperitoneal route of drug administration: Should it be used in experimental animal studies. Pharmaceutical Research. 37 (1), 1-17 (2020).
- Turner, P. V., Brabb, T., Pekow, C., Vasbinder, M. A. Administration of substances to laboratory animals: Routes of administration and factors to consider. Journal of the American Association for Laboratory Animal Science. 50 (5), 600-613 (2011).
- Derde, S., et al. Use of a central venous line for fluids, drugs and nutrient administration in a mouse model of critical illness. Journal of Visualized Experiments. (123), e55553 (2017).
- Lu, W., et al. Microsurgical skills of establishing permanent jugular vein cannulation in rats for serial blood sampling of orally administered drug. Journal of Visualized Experiments. (178), e63167 (2021).
- Jespersen, B., Knupp, L., Northcott, C. A. Femoral arterial and venous catheterization for blood sampling, drug administration and conscious blood pressure and heart rate measurements. Journal of Visualized Experiments. (59), e3496 (2012).
- Waduud, M. A., et al. High-frequency three-dimensional lumen volume ultrasound is a sensitive method to detect early aneurysmal change in elastase-induced murine abdominal aortic aneurysm. Aorta. 9 (6), 215-220 (2020).
- Lu, H., et al. Subcutaneous angiotensin II infusion using osmotic pumps induces aortic aneurysms in mice. Journal of Visualized Experiments. (103), e53191 (2015).
- Sawada, H., et al. Ultrasound imaging of the thoracic and abdominal aorta in mice to determine aneurysm dimensions. Journal of Visualized Experiments. (145), e59013 (2019).
- Eilenberg, W., et al. Histone citrullination as a novel biomarker and target to inhibit progression of abdominal aortic aneurysms. Translational Research. 233, 32-46 (2021).
- Saraff, K., Babamusta, F., Cassis, L. A., Daugherty, A. Aortic dissection precedes formation of aneurysms and atherosclerosis in angiotensin II-infused, apolipoprotein E-deficient mice. Arteriosclerosis, Thrombosis, and Vascular Biology. 23 (9), 1621-1626 (2003).
- Trachet, B., Fraga-Silva, R. A., Jacquet, P. A., Stergiopulos, N., Segers, P. Incidence, severity, mortality, and confounding factors for dissecting AAA detection in angiotensin II-infused mice: A meta-analysis. Cardiovascular Research. 108 (1), 159-170 (2015).
- Cesarovic, N., et al. Isoflurane and sevoflurane provide equally effective anaesthesia in laboratory mice. Laboratory Animals. 44 (4), 329-336 (2010).
