Le présent protocole décrit comment greffer de la peau humaine sur des souris non obèses diabétiques (NOD)-SCID à récepteur de la chaîne gamma (NSG) diabétiques (NOD). Une description détaillée de la préparation de la peau humaine pour la transplantation, de la préparation des souris pour la transplantation, de la transplantation de la peau humaine d’épaisseur fendue et de la procédure de récupération post-transplantation est incluse dans le rapport.
Le modèle de xénogreffe de peau humaine, dans lequel la peau d’un donneur humain est transplantée sur un hôte souris immunodéficient, est une option importante pour la recherche translationnelle en immunologie de la peau. La peau murine et la peau humaine diffèrent considérablement dans l’anatomie et la composition des cellules immunitaires. Par conséquent, les modèles murins traditionnels ont des limites pour la recherche dermatologique et la découverte de médicaments. Cependant, les xénotransplantations réussies sont techniquement difficiles et nécessitent une préparation optimale du site de greffe et du greffon de souris pour la survie du greffon et de l’hôte. Le présent protocole fournit une technique optimisée pour la transplantation de peau humaine sur des souris et discute des considérations nécessaires pour les objectifs expérimentaux en aval. Ce rapport décrit la préparation appropriée d’un échantillon de peau de donneur humain, l’assemblage d’une installation chirurgicale, la préparation de souris et de sites chirurgicaux, la transplantation de peau et la surveillance post-chirurgicale. L’adhésion à ces méthodes permet le maintien des xénogreffes pendant plus de 6 semaines après la chirurgie. Les techniques décrites ci-dessous permettent une efficacité maximale de greffage grâce au développement de contrôles techniques, de techniques stériles et de conditionnement pré et post-chirurgical. La performance appropriée du modèle de xénogreffe permet d’obtenir des échantillons de greffe de peau humaine à longue durée de vie pour la caractérisation expérimentale de la peau humaine et les essais précliniques de composés in vivo.
Les modèles murins sont fréquemment utilisés pour faire des inférences sur la biologie humaine et la maladie, en partie en raison de leur reproductibilité expérimentale et de leur capacité de manipulation génétique. Cependant, la physiologie de la souris ne récapitule pas complètement les systèmes d’organes humains, en particulier la peau, et présente donc des limites pour être utilisée comme modèle préclinique dans le développement de médicaments1. Les différences anatomiques entre la peau de souris et la peau humaine comprennent des différences d’épaisseurs épithéliales et d’architecture, l’absence de glandes sudoripares eccrines murines et des variations dans le cycle des cheveux2. De plus, les bras innés et adaptatifs du système immunitaire divergent entre les deux espèces3. La peau de souris contient une population immunitaire unique de lymphocytes T épidermiques dendritiques (DETC), a une plus grande abondance de cellules T γδ dermiques et varie dans la localisation du sous-ensemble de cellules immunitaires par rapport au tissu humain4. Par conséquent, les résultats expérimentaux concernant la biologie de la peau humaine et l’inflammation bénéficient d’une validation avec des tissus humains. Alors que les systèmes de culture in vitro et organoïdes sont des outils largement utilisés pour étudier les tissus humains, ces systèmes sont limités par une reconstitution immunitaire absente ou incomplète et un manque de connexion au système vasculaire périphérique5. Le modèle de greffe de peau de xénogreffe humanisée vise à permettre la manipulation thérapeutique ou biologique des voies immunitaires et non immunitaires dans les tissus humains in vivo.
Le modèle de xénogreffe de peau humaine a été utilisé pour étudier la physiologie et la pharmacologie de la peau, analyser le rejet immunitaire et les réponses, disséquer les mécanismes du cancer de la peau humaine et comprendre les maladies de la peau et la cicatrisation des plaies6. Bien qu’applicable à de multiples domaines de recherche sur la peau, le modèle de xénogreffe a un débit inférieur à celui des études in vitro et n’a pas la facilité de manipulation génétique utilisée dans les modèles murins. Les périodes de ce modèle peuvent varier de quelques semaines à quelques mois, et une greffe réussie nécessite des installations et un équipement appropriés pour effectuer ces chirurgies. Cependant, le modèle de xénogreffe fournit un contexte biologique et physiologique aux expériences, tandis que les systèmes de culture organoïdes, tels que les explants tissulaires, nécessitent souvent la réplication d’une myriade de pièces mobiles, telles que des signaux exogènes, à des intervalles de temps spécifiques7. Par conséquent, il est préférable d’utiliser ce modèle pour valider davantage les résultats observés in vitro et dans des modèles murins, ou pour des travaux qui ne sont pas autrement réalisables sur le plan biologique. L’utilisation appropriée du modèle de xénogreffe offre une occasion unique d’étudier et de manipuler des tissus humains intacts in vivo.
L’optimisation du modèle de greffe de peau de xénogreffe s’est appuyée sur des décennies de recherche pour préserver l’intégrité du greffon au fil du temps. L’utilisation de la souris non obèse diabétique (NOD)-scid à récepteur de la chaîne gamma (NSG) de l’interleukine-2, qui manque de cellules immunitaires adaptatives B et T, de cellules NK fonctionnelles et présente des déficiences en macrophages et en cellules dendritiques8. La nature immunodéficiente de ces hôtes NSG permet la transplantation de cellules hématopoïétiques humaines, de cancers dérivés de patients et de peau 8,9,10. Malgré cet environnement hôte immunosuppresseur, une suppression supplémentaire des réponses immunitaires neutrophiles de la souris par administration d’anti-GR1 est nécessaire pour le succès du greffon10. Les principaux obstacles à la transplantation de tissus intacts sont l’infection, le rejet et la difficulté à rétablir le flux sanguin vers le greffon, entraînant parfois une perte d’intégrité cutanée et épidermique11. Les techniques telles que l’administration d’anti-FR1 et l’utilisation d’une profondeur de greffe appropriée améliorent la survie du greffon10. Une optimisation méticuleuse permet d’effectuer des greffes de peau de xénogreffe humaine sur des souris NSG avec des taux d’efficacité et de survie élevés, allant de 90% à 100%.
Le modèle de greffe de peau de xénogreffe de souris est une technique clé pour disséquer mécaniquement les réponses immunitaires de la peau humaine dans un contexte in vivo 14. Le succès des greffes de xénogreffes cutanées repose sur une préparation appropriée de souris et d’échantillons de peau et de souris et sur l’adhésion aux méthodes de chirurgie aseptique des rongeurs15. Un refroidissement rapide et un entreposage approprié des échantillon…
The authors have nothing to disclose.
Ce travail a été financé en partie par des accords de recherche parrainés par TRex Bio et des subventions des NIH (1R01AR075864-01A1). JMM est soutenu par la Société de recherche sur le cancer (subvention 26005). Nous reconnaissons le noyau de cytométrie en flux Parnassus soutenu en partie par les subventions NIH P30 DK063720, S10 1S10OD021822-01 et S10 1S10OD018040-01.
10% Neutral Buffered Formalin | Fisher | SF100-20 | Fixative for histology |
3M Vetbond Tissue Adhesive | 3M | 1469SB | surgical glue |
Alexa 700 CD45 monoclonal antibody (Clone 30F11) | Thermo Fischer | 56-0451-82 | Flow cytometry analysis: Surface protein staining |
Anti-GR1 clone RB6-8C5 | BioXcell | BE0075 | Anti-rejection |
APC mouse anti-human CD25 (Clone 2A3) | BD Biosciences | 340939 | Flow cytometry analysis: Surface protein staining |
APC-eFluor 780 anti-human HLA-DR (Clone LN3) | eBioscience | 47-9956-42 | Flow cytometry analysis: Surface protein staining |
Autoclave pouches | VWR | 89140-800 | For autoclaving tools and paper towels |
Brilliant Violet 60 anti-human CD4 antibody (Clone OKT4 | Biolegend | 317438 | Flow cytometry analysis: Surface protein staining |
Brilliant Violet 65 anti-human CD8a antibody (Clone RPA-T8) | Biolegend | 301042 | Flow cytometry analysis: Surface protein staining |
Brilliant Violet 711 anti-human CD3 antibody (Clone OKT3) | Biolegend | 317328 | Flow cytometry analysis: Surface protein staining |
Buprenex 0.3 mg/mL | Covetrus | 059122 | Analgesia |
Carprofen 50 mg/mL | Zoetis | NADA # 141-199 | Analgesia |
Collagenase Type IV | Worthington | 4188 | Skin digestion |
D42 Dermatome blade | Humeca | 5.D42BL10 | dermatome (1 blade per sample) |
Dermatome D42 | Humeca | 4.D42 | dermatome |
Disposable Scalpel | Bard-Parker | 371610 | skin preparation |
Dissecting T-Pins; 1-1/2 inch, 1000/CS 1.5 | Cole-Parmer | UX-10915-03 | To pin skin specimen for dermatome |
Dissection scissors | medicon | 02.04.10 | sample preparation and mouse dissection |
DNAse | Sigma-Aldrich | DN25-1G | Skin digestion |
eBioscience Foxp3 / Transcription Factor Fixation/Permeabilization Concentrate and Diluent | eBioscience | 00-5521-00 | Flow cytometry analysis: Cell Fixation and Permeabilization |
eFluor-450 FOXP3 monoclonal antibody (Clone PCH101) | eBioscience | 48-4776-42 | Flow cytometry analysis: Intracellular protein staining |
Electric clippers | Kent | CL8787-KIT | hair removal |
Epredia Shandon Instant Eosin | Fisher Scientific | 6765040 | H&E |
Epredia Shandon Instant Hematoxylin | Fisher Scientific | 6765015 | H&E |
FITC anti-human CD45 (Clone HI30) | Tonbo Biosciences | 35-0459-T100 | Flow cytometry analysis: Surface protein staining |
Forceps | medicon | 07.60.07 | sample preparation and mouse dissection |
Gauze | Fisherbrand | 22-362-178 | Sample preparation |
Heating lamp | Morganville Scientific | HL0100 | Post-surgical care |
Heating pads 4" x 10" | Pristech | 20415 | Surgical heat supply |
Insulin 1cc 12.7 mm syringes | BD | 329410 | drug administration |
Isoflurane | United States Pharmacopeia (USP) | NDC 66794-013-25 | Anesthesia |
Isoflurane machine | VetEquip | 911103 | Anesthesia |
Nair for Men | Nair | 10022600588556 | hair removal |
Neomycin and Polymyxin Bisulfates and Bacitracin Zinc Ophthalmic ointment | Dechra | NDC 17478-235-35 | eye ointment to prevent drying |
NOD.Cg-Prkdcscid Il2rgtm1Wjl/SzJ (NSG) mice | The Jackson Laboratory | 005557 | Mice |
Paper towels | Kleenex | 100848 | May be autoclaved for sterile surfaces |
Parafilm | Fisher Scientific | 13-374-12 | Semitransparent sealing film |
PE mouse anti-human CD127 (Clone HIL-7R-M21) | BD Biosciences | 557938 | Flow cytometry analysis: Surface protein staining |
PE-Cy-7 mouse anti-Ki-67 (Clone B56) | BD Biosciences | 561283 | Flow cytometry analysis: Intracellular protein staining |
PerCP-eFluor-710 CD152 (CTLA-4) monoclonal antibody (Clone 14D3) | eBioscience | 46-1529-42 | Flow cytometry analysis: Intracellular protein staining |
Permeabilization Buffer 10x | eBioscience | 00-8333-56 | Flow cytometry analysis: Intracellular protein staining buffer |
Petri Dish 150 mm | Corning | 430597 | Sample storage |
Plastic Wrap | Fisherbrand | 22-305-654 | Site preparation |
Providone-Iodine Swab stick | PDI | S41350 | Site sterilization |
Soft-Feed and Oral Hydration (Napa Nectar) | Se Lab Group Inc | NC9066511 | For supplementing poorly recovering mice post-surgery |
Specimen Collection Cups | Fisher Scientific | 22-150-266 | sample storage |
Sterile alcohol prep pad | Fisherbrand | 22-363-750 | skin preparation |
Sterile PBS | Gibco | 14190-144 | Media for sample storage |
Sterile saline | Hospira | NDC 0409-4888-02 | For drug dilution |
Tegaderm Film 4” x 43/4” | 3M | 1626 | transparent film wound dressing |
Vaseline Petrolatum Gauze 3” x 8” | Kendall | 414600 | wound dressing |
Violet 510 Ghost Dye | Tonbo Biosciences | 13-0870-T100 | Flow cytometry analysis: Viability dye |