I nematodi entomopatogeni vivono in simbiosi con i batteri e insieme infettano con successo gli insetti minando il loro sistema immunitario innato. Per promuovere la ricerca sulle basi genetiche dell’infezione da nematodi, vengono descritti metodi per il mantenimento e la manipolazione genetica dei nematodi entomopatogeni.
I nematodi entomopatogeni nei generi Heterorhabditis e Steinernema sono parassiti obbligati di insetti che vivono nel terreno. La caratteristica principale del loro ciclo vitale è l’associazione mutualistica con i batteri Photorhabdus e Xenorhabdus, rispettivamente. I parassiti nematodi sono in grado di localizzare ed entrare in ospiti di insetti adatti, sovvertire la risposta immunitaria degli insetti e moltiplicarsi in modo efficiente per produrre la prossima generazione che caccia attivamente nuove prede di insetti da infettare. A causa delle proprietà del loro ciclo vitale, i nematodi entomopatogeni sono popolari agenti di controllo biologico, che vengono utilizzati in combinazione con insetticidi per controllare i parassiti distruttivi degli insetti agricoli. Allo stesso tempo, questi nematodi parassiti rappresentano uno strumento di ricerca per analizzare la patogenicità dei nematodi e le risposte anti-nematodi dell’ospite. Questa ricerca è aiutata dal recente sviluppo di tecniche genetiche e approcci trascrittomici per comprendere il ruolo delle molecole secrete dai nematodi durante l’infezione. Qui, viene fornito un protocollo dettagliato sul mantenimento dei nematodi entomopatogeni e sull’utilizzo di una procedura di abbattimento genico. Queste metodologie promuovono ulteriormente la caratterizzazione funzionale dei fattori di infezione da nematodi entomopatogeni.
La ricerca sui nematodi entomopatogeni (EPN) si è intensificata negli ultimi anni principalmente a causa dell’utilità di questi parassiti nelle strategie di gestione integrata dei parassiti e del loro coinvolgimento nella ricerca biomedica di base 1,2. Recenti studi hanno stabilito l’EPN come organismi modello in cui esaminare le componenti genetiche dei nematodi che vengono attivate durante le diverse fasi del processo di infezione. Queste informazioni forniscono indizi critici sulla natura e il numero di molecole secrete dai parassiti per alterare la fisiologia dell’ospite e destabilizzare la risposta immunitaria innata dell’insetto 3,4. Allo stesso tempo, questa conoscenza è comunemente integrata da nuovi dettagli sul tipo di vie di segnalazione immunitaria dell’ospite insetto e sulle funzioni che regolano per limitare l’ingresso e la diffusione dei patogeni 5,6. Comprendere questi processi è fondamentale per immaginare entrambi i lati dell’interazione dinamica tra EPN e i loro ospiti di insetti. Un migliore apprezzamento della relazione EPN-insetto ospite faciliterà senza dubbio studi simili con i nematodi parassiti dei mammiferi, che possono portare all’identificazione e alla caratterizzazione dei fattori di infezione che interferiscono con il sistema immunitario umano.
I nematodi EPN Heterorhabditis sp. e Steinernema sp. possono infettare una vasta gamma di insetti e la loro biologia è stata intensamente studiata in precedenza. I due parassiti nematodi differiscono nella loro modalità di riproduzione con Heterorhabditis autofecondata e Steinernema sottoposto a riproduzione anfimitica, anche se recentemente S. hermaphroditum ha dimostrato di riprodursi per autofecondazione di ermafroditi o attraverso la partenogenesi 7,8,9. Un’altra differenza tra Heterorhabditis e Steinernema nematodes è il loro mutualismo simbiotico con due generi distinti di batteri Gram-negativi, rispettivamente Photorhabdus e Xenorhabdus, che sono entrambi potenti patogeni degli insetti. Questi batteri si trovano nello stadio giovanile infettivo (IJ) a vita libera e non alimentare dell’EPN, che rileva gli ospiti sensibili, ottiene l’accesso all’emocoel degli insetti dove rilasciano i loro batteri associati che si replicano rapidamente e colonizzano i tessuti degli insetti. Sia l’EPN che i loro batteri producono fattori di virulenza che disarmano le difese degli insetti e compromettono l’omeostasi. Dopo la morte degli insetti, gli IJ nematodi si sviluppano per diventare EPN adulti e completare il loro ciclo di vita. Una nuova coorte di IJ formata in risposta alla privazione di cibo e al sovraffollamento all’interno del cadavere degli insetti emerge finalmente nel terreno per cacciare ospiti adatti 9,10,11,12.
Qui viene descritto un protocollo efficiente per mantenere, amplificare e manipolare geneticamente i nematodi EPN. In particolare, il protocollo delinea la replicazione di H. bacteriophora simbiotici e S. carpocapsae IJ, la generazione di IJ di nematodi axenici, la produzione di Ermafroditi H. bacteriophora per la microiniezione, la preparazione del dsRNA e la tecnica di microiniezione. Questi metodi sono essenziali per comprendere le basi molecolari della patogenicità dei nematodi e dell’immunità anti-nematodi dell’ospite.
Comprendere le basi molecolari dell’infezione da nematodi entomopatogeni e dell’immunità anti-nematodi degli insetti richiede la separazione dei parassiti dai batteri mutualisticamente associati 13,15,16. I nematodi entomopatogeni H. bacteriophora e S. carpocapsae convivono con i batteri Gram-negativi P. luminescens e X. nematophila, rispettivamente17. Entrambe le spec…
The authors have nothing to disclose.
Ringraziamo i membri del Dipartimento di Scienze Biologiche della George Washington University per la lettura critica del manoscritto. Tutte le figure grafiche sono state realizzate utilizzando BioRender. Ricerca in I. E., J. H. e D. O’H. i laboratori sono stati supportati dalla George Washington University e dal Columbian College of Arts and Sciences facilitando fondi e fondi di ricerca interdisciplinari.
Agarose | VWR | 97062-244 | |
Ambion Megascript T7 Kit | Thermo Fisher Scientific | AM1333 | |
Ampicillin | Fisher Scientific | 611770250 | |
Cell culture flask T25 | Fisher Scientific | 156367 | |
Cell culture flask T75 | Fisher Scientific | 156499 | |
ChoiceTaq Mastermix | Denville Scientific | C775Y42 | |
Corn oil | VWR | 470200-112 | |
Corn syrup | MP Biomedicals/VWR | IC10141301 | |
Culture tube 10 mL | Fisher Scientific | 14-959-14 | |
Eppendorf Femtotips Microloader Tips | Eppendorf | E5242956003 | |
Ethanol | Millipore-Sigma | E7023 | |
Falcon tube 50 mL | Fisher Scientific | 14-432-22 | |
Femtojet Microinjector | Eppendorf | 5252000021 | |
Filter paper | VWR | 28320-100 | |
Galleria mellonella waxorms | Petco | – | |
Glass coverslip | Fisher Scientific | 12-553-464 | 50 x 24 mm |
Halocarbon Oil 700 | Sigma | H8898 | |
Inoculating loop | VWR | 12000-806 | |
Kanamycin | VWR | 97062-956 | |
Kwik-Fil Borosilicate Glass Capillaries | World Precision Instruments | 1B100F-3 | 1.0 mm |
LB Agar | Fisher Scientific | BP1425-500 | LB agar miller powder 500 g |
LB Broth | Fisher Scientific | BP1426-500 | LB broth miller powder 500 g |
Leica DM IRB Inverted Research Microscope | Microscope Central | – | |
MacConkey medium | Millipore-Sigma | M7408-250G | |
MEGAclear Transcription Clean-Up Kit | Thermo Fisher Scientific | AM1908 | |
Microcentrifuge tube | VWR | 76332-064 | 1.5 ml |
NanoDrop 2000 Spectrophotometer | Thermo Fisher Scientific | ND-2000 | |
Needle syringe | VWR | BD305155 | 22G |
Nutrient broth | Millipore-Sigma | 70122-100G | |
Parafilm | VWR | 52858-076 | |
Partitioned Petri dish | VWR | 490005-212 | |
PBS | VWR | 97062-732 | Buffer PBS tablets biotech grade 200 tab |
PCR primers | Azenta | – | |
Pestle | Millipore-Sigma | BAF199230001 | Bel-Art Disposable Pestle |
Petri dish 6 cm | VWR | 25384-092 | 60 x 15 mm |
Petri dish 10 mm | VWR | 10799-192 | 35 x 10 mm |
Proteose Peptone #3 | Thermo Fisher Scientific | 211693 | |
Yeast extract | Millipore-Sigma | Y1625 |