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Engineering

AC誘電泳動を用いた非転移性(MCF-7)および非腫瘍(MCF-10A)乳癌細胞の分離のためのマイクロ流体デバイス

Published: August 11, 2022
doi:
10.3791/63850
, , ,
1Department of Biomedical Engineering,Foundation University Islamabad, 2College of Medical Technology,The Islamic University Najaf, 3Faculty of Mechanical Engineering,University of Tabriz, 4Department of Engineering Mathematics,University of Bristol, 5School of Life Sciences,University of Warwick

Summary

乳がん細胞は、非腫瘍乳房上皮細胞とは異なる誘電特性を示します。この誘電特性の違いに基づいて、免疫療法の目的で2つの集団を分離できるという仮説が立てられています。これをサポートするために、MCF-7およびMCF-10A細胞を分類するマイクロ流体デバイスをモデル化します。

Abstract

誘電泳動装置は、外部電場を印加することにより、サンプル体積中の癌細胞の分極の原理を使用して、ラベルフリー、費用対効果、堅牢、かつ正確な方法で癌細胞を検出および操作することができます。この記事では、細胞混合物からの流体力学的誘電泳動(HDEP)を使用して、非転移性乳がん細胞(MCF-7)および非腫瘍性乳腺上皮細胞(MCF-10A)のハイスループット連続ソーティングにマイクロ流体プラットフォームを利用する方法を示します。HDEPマイクロ流体チップ内にミクロンサイズのギャップを空けて並べた2つの電極間に電界を発生させることで、非腫瘍性乳房上皮細胞(MCF-10A)を押しのけてメインチャネル内で負のDEPを示し、非転移性乳がん細胞は膜伝導率よりも高い導電性を有するため、細胞培地に懸濁しても影響を受けずに経過をたどることができます。この概念を実証するために、培地導電率の異なる値についてシミュレーションを実行し、細胞の選別を研究しました。パラメトリック分析を実施し、適切なセル混合物の導電率は0.4 S/mであることがわかりました。媒質導電率を一定に保つことで、0.8MHzの適切なAC周波数を確立し、電界周波数を変化させることで最大の選別効率を実現しました。実証された方法を使用して、適切な細胞混合物懸濁培地の導電率および適用されるACの頻度を選択した後、最大の選別効率を達成することができる。

Introduction

乳房組織の内外に発生する悪性腫瘍は、世界中の女性の乳がんの頻繁な原因であり、重大な健康問題を引き起こしています1。転移前の乳房腫瘍は、早期に発見されれば手術で治療できますが、無視すると、肺、脳、骨に転移して患者の生活に深刻な影響を与える可能性があります。放射線療法や化学物質ベースの治療など、後の段階で提供される治療法には重篤な副作用があります2。最近の研究では、乳がんの早期診断により死亡率が60%低下することが報告されています3。したがって、パーソナライズされた早期発見方法に向けて取り組むことが不可欠です。この目的のために、科学技術のさまざまな分野で働く研究者は、マイクロフルイディクスを使用して乳がんの早期診断のためのデバイスを開発してきました4。これらの方法には、細胞親和性マイクロクロマトグラフィー、磁気活性化マイクロセルソーター、サイズベースのがん細胞の捕捉と分離、およびオンチップ誘電泳動(DEP)5,6が含まれます。文献で報告されているこれらのマイクロ流体技術は、正確な細胞操作、リアルタイムモニタリング、および明確に定義されたサンプルの選別を可能にし、多くの診断および治療アプリケーションの中間ステップとして機能します5。これらの選別機構とマイクロ流体との統合は、標的細胞の柔軟で信頼性の高い操作を提供する7、8、9、10。このような統合の主な利点の1つは、ナノからマイクロリットルの容量の流体サンプルを扱うことができ、サンプル流体の電気的特性を操作できることです。マイクロ流体デバイス内の懸濁流体の導電率を調整することにより、生体細胞は、そのサイズおよび誘電特性の違いに基づいて選別することができる11,12。

これらの技術の中で、オンチップDEPは、生物学的サンプルの電気的特性を利用するラベルフリーのセルソーティング技術であるため、しばしば好まれます。DEPは、DNA13、RNA14、タンパク質15、細菌16、血球17、循環腫瘍細胞(CTC)18、幹細胞19などのバイオサンプルを操作することが報告されています。生体試料の選別にDEPを採用したマイクロ流体デバイスは、文献20において広く報告されている。生存および非生存酵母細胞を選別するためのリザーバベースのDEPマイクロ流体(rDEP)デバイスは、電気化学反応の悪影響から細胞を保護することが報告されている21、22。Piacentiniらは、赤血球を血小板から97%の効率で分離するキャスタレーションマイクロ流体セルソーターを報告しました23。非対称オリフィスおよび埋め込み電極を有するオンチップDEPデバイスは、生存可能および非生存セル24を選別することも報告されている。ValeroおよびDemierreらは、チャネル25,26の両側に微小電極の2つのアレイを導入することによって、キャスタレーションマイクロ流体セルソーターを改変した。これは、チャネルの中央にあるセルに焦点を合わせるのに役立ちました。Zeynepらは、白血球からMCF7乳がん細胞を分離して濃縮するためのDEPベースのマイクロ流体デバイスを発表しました27。彼らは、1MHzの周波数と10〜12 Vppの範囲の印加電圧で74%〜98%の白血球からMCF7細胞を抽出する効率を報告しました。補足表1は、DEPベースのマイクロ流体選別装置を、その設計、電極構成、および動作パラメータ(印加周波数および電圧)に基づいて定性的および定量的に比較したものです。

最近では、研究者らは、マイクロ流体チップ内の乳房上皮細胞(MCF-10A)と非転移性乳癌細胞(MCF-7)の誘電挙動の違いを測定しようとしました28,29。Jithinらはまた、200MHz〜13.6GHzの周波数を有するオープンエンド同軸プローブ技術を用いて、異なる癌細胞株の誘電応答を特徴づけた30。MCF-7細胞株とMCF-10A細胞株の誘電体応答のこれらの違いを利用して、実行時にそれらを分離することができ、パーソナライズされた初期段階の診断装置の開発につながる可能性があります。

本稿では、非転移性乳がん細胞(MCF-7)と非腫瘍乳腺上皮細胞(MCF-10A)の制御された選別をAC誘電泳動を用いてシミュレーションします。電界の変化領域は、マイクロ流体チップ内の選別に影響を与えます。提案手法は実装が容易であり、様々なマイクロ流体チップレイアウトへの選別技術の統合を可能にする。数値流体力学(CFD)シミュレーションを行い、細胞を懸濁した流体培地の導電率を変化させることによって、非転移性乳がん細胞と非腫瘍乳腺上皮細胞の分離を検討した。これらのシミュレーションでは、導電率を一定に保ち、印加周波数を変更することにより、癌細胞と健常細胞の分離を制御できることを示しています。

Protocol

注:ここでのプロトコルは、マルチフィジックスシミュレーションソフトウェアであるCOMSOLを使用して、AC誘電泳動を使用して非転移性乳がん細胞(MCF-7)および非腫瘍乳腺上皮細胞(MCF-10A)の制御された選別をシミュレートします。 1. チップ設計とパラメータ選択 マルチフィジックスソフトウェアを開き、 ブランクモデルを選択します。 <stro…

Representative Results

非転移性乳がん(MCF-7)および非腫瘍乳腺上皮(MCF-10A)細胞の効果的なDEPベースの選別のための最適な操作パラメータの調査誘電泳動を受けたときに誘電特性が異なる非転移性乳がん(MCF-7)細胞と非腫瘍乳腺上皮細胞(MCF-10A)の分離を成功させるには、印加周波数を固定してそれらのK因子を区別する必要があります37,38。印加電界下での非転…

Discussion

マイクロ流体デバイスは、細胞培養、トラップ、およびソーティングについて以前に報告されています47,52,53。クリーンルームでのこれらのデバイスの製造は高価なプロセスであり、CFDシミュレーションを通じて提案されたマイクロ流体デバイスの出力と効率を定量化することが不可欠です。この研究は、非転移性乳がん?…

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

この研究は、パキスタン高等教育委員会の支援を受けました。

Materials

COMSOL COMSOL multiphysics simulation software
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References

  1. Liang, L., et al. Microfluidic-based cancer cell separation using active and passive mechanisms. Microfluidics and Nanofluidics. 24 (4), 26 (2020).
  2. Damiati, S., Kompella, U. B., Damiati, S. A., Kodzius, R. Microfluidic devices for drug delivery systems and drug screening. Genes. 9 (2), 103 (2018).
  3. Pashayan, N., et al. Personalized early detection and prevention of breast cancer: ENVISION consensus statement. Nature Reviews Clinical Oncology. 17 (11), 687-705 (2020).
  4. Panesar, S., Neethirajan, S. Microfluidics: Rapid diagnosis for breast cancer. Nano-micro Letters. 8 (3), 204-220 (2016).
  5. Chen, J., Li, J., Sun, Y. Microfluidic approaches for cancer cell detection, characterization and separation. Lab on a Chip. 12 (10), 1753-1767 (2012).
  6. Beech, J. P., Holm, S. H., Adolfsson, K., Tegenfeldt, J. O. Sorting cells by size, shape and deformability. Lab on a Chip. 12 (6), 1048-1051 (2012).
  7. Kang, Y., Li, D. Electrokinetic motion of particles and cells in microchannels. Microfluidics and Nanofluidics. 6 (4), 431-460 (2009).
  8. Schmid, L., Weitz, D. A., Franke, T. Acoustic microfluidic fluorescence-activated cell sorter. Lab on a Chip. 14 (19), 3710-3718 (2014).
  9. Yu, B. Y., Elbuken, C., Shen, C., Huissoon, J. P., Ren, C. L. An integrated microfluidic device for the sorting of yeast cells using image processing. Scientific Reports. 8, 3550 (2014).
  10. Asiaei, S., Darvishi, V., Davari, M. H., Zohrevandi, D., Moghadasi, H. Thermophoretic isolation of circulating tumor cells, numerical simulation and design of a microfluidic chip. Journal of Thermal Analysis and Calorimetry. 137 (3), 831-839 (2019).
  11. Song, Y., Li, M., Pan, X., Wang, Q., Li, D. Size-based cell sorting with a resistive pulse sensor and an electromagnetic pump in a microfluidic chip. Electrophoresis. 36 (3), 398-404 (2014).
  12. Giraud, G., et al. Dielectrophoretic manipulation of ribosomal RNA. Biomicrofluidics. 5 (2), 024116 (2011).
  13. Valero, A., Braschler, T., Demierre, N., Renaud, P. A miniaturized continuous dielectrophoretic cell sorter and its applications. Biomicrofluidics. 4 (2), 022807 (2010).
  14. Allahrabbi, N., Chia, Y. S. M., Saifullah, M. S. M., Lim, K. M., Lanry Yung, L. Y. A hybrid dielectrophoretic system for trapping of microorganisms from water. Biomicrofluidics. 9 (3), 034110 (2015).
  15. Vykoukal, D. M., Gascoyne, P. R. C., Vykoukal, J. Dielectric characterization of complete mononuclear and polymorphonuclear blood cell subpopulations for label-free discrimination. Integrative Biology: Quantitative Biosciences from Nano to Macro. 1 (7), 477-484 (2009).
  16. Shim, S., et al. Antibody-independent isolation of circulating tumor cells by continuous-flow dielectrophoresis. Biomicrofluidics. 7 (1), 11807 (2013).
  17. Jeon, H. J., Lee, H., Yoon, D. S., Kim, B. M. Dielectrophoretic force measurement of red blood cells exposed to oxidative stress using optical tweezers and a microfluidic chip. Biomedical Engineering Letters. 7 (4), 317-323 (2017).
  18. Song, H., et al. Continuous-flow sorting of stem cells and differentiation products based on dielectrophoresis. Lab on a Chip. 15 (5), 1320-1328 (2015).
  19. Tsai, S. L., Chiang, Y., Wang, M. H., Chen, M. K., Jang, L. S. Battery-powered portable instrument system for single-cell trapping, impedance measurements, and modeling analyses. Electrophoresis. 35 (16), 2392-2400 (2014).
  20. Chan, J. Y., et al. Dielectrophoresis-based microfluidic platforms for cancer diagnostics. Biomicrofluidics. 12 (1), 011503 (2018).
  21. Patel, S., et al. Microfluidic separation of live and dead yeast cells using reservoir-based dielectrophoresis. Biomicrofluidics. 6 (3), 34102 (2012).
  22. Yildizhan, Y., Erdem, N., Islam, M., Martinez-Duarte, R., Elitas, M. Dielectrophoretic separation of live and dead monocytes using 3D carbon-electrodes. Sensors. 17 (11), 2691-2704 (2017).
  23. Piacentini, N., Mernier, G., Tornay, R., Renaud, P. Separation of platelets from other blood cells in continuous-flow by dielectrophoresis field-flow-fractionation. Biomicrofluidics. 5 (3), 34122 (2011).
  24. Zhao, K., Duncker, B. P., Li, D. Continuous cell characterization and separation by microfluidic alternating current dielectrophoresis. Analytical Chemistry. 91 (9), 6304-6314 (2019).
  25. Valero, A., et al. Tracking and synchronization of the yeast cell cycle using dielectrophoretic opacity. Lab on a Chip. 11 (10), 1754-1760 (2011).
  26. Demierre, N., Braschler, T., Muller, R., Renaud, P. Focusing and continuous separation Of cells in a microfluidic device using lateral dielectrophoresis. International Solid-State Sensors, Actuators and Microsystems Conference. 430 (98), 1777-1780 (2007).
  27. Arslan, Z. C., Yalçın, Y. D., Külah, H. Label-free enrichment of MCF7 breast cancer cells from leukocytes using continuous flow dielectrophoresis. Electrophoresis. 43 (13-14), 1531-1544 (2022).
  28. Turcan, I., Olariu, M. A. Dielectrophoretic manipulation of cancer cells and their electrical characterization. ACS Combinatorial Science. 22 (11), 554-578 (2020).
  29. Park, J., et al. Sequential cell-processing system by integrating hydrodynamic purification and dielectrophoretic trapping for analyses of suspended cancer cells. Micromachines. 11 (1), 47 (2020).
  30. Hussein, M., et al. Breast cancer cells exhibits specific dielectric signature in vitro using the open-ended coaxial probe technique from 200 MHz to 13.6 GHz. Scientific Reports. 9, 4681 (2019).
  31. Fornes-Leal, A., Garcia-Pardo, C., Frasson, M., Pons Beltrán, V., Cardona, N. Dielectric characterization of healthy and malignant colon tissues in the 0.5-18 GHz frequency band. Physics in Medicine and Biology. 61 (20), 7334-7346 (2016).
  32. Çetin, B., Li, D. Dielectrophoresis in microfluidics technology. Electrophoresis. 32 (18), 2410-2427 (2011).
  33. Khan, S., Khulief, Y. A., Al-Shuhail, A. A. Effects of reservoir size and boundary conditions on pore-pressure buildup and fault reactivation during CO2 injection in deep geological reservoirs. Environmental Earth Sciences. 79, 294 (2020).
  34. Adams, T. N. G., Turner, P. A., Janorkar, A. V., Zhao, F., Minerick, A. R. Characterizing the dielectric properties of human mesenchymal stem cellsand the effects of charged elastin-like polypeptide copolymer treatment. Biomicrofluidics. 8 (5), 054109 (2014).
  35. Lo, Y. J., et al. Measurement of the Clausius-Mossotti factor of generalized dielectrophoresis. Applied Physics Letters. 104, 083701 (2014).
  36. Lo, Y. J., Lei, U. Measurement of the real part of the Clausius-Mossotti factor of dielectrophoresis for Brownian particles. Electrophoresis. 41 (1), 137-147 (2020).
  37. Ohta, A. T., et al. Optically controlled cell discrimination and trapping using optoelectronic Tweezers. IEEE Journal of Selected Topics in Quantum Electronics. 13 (2), 235-242 (2007).
  38. Sun, T., Morgan, H. Single-cell microfluidic Impedance cytometry. Microfluidics and Nanofluidics. 8 (4), 423-443 (2010).
  39. Weng, P. Y., et al. Size-dependent dielectrophoretic cross-over frequency of spherical particles. Biomicrofluidics. 10 (1), 1909-1921 (2016).
  40. Lu, Y. W., Sun, C., Kao, Y. C., Hung, C. L., Juang, J. Y. Dielectrophoretic cross-over frequency of single particles: Quantifying the effect of surface functional groups and electrohydrodynamic flow drag force. Nanomaterials. 10 (7), 1364 (2020).
  41. Henslee, E. A., Sano, M. B., Rojas, A. D., Schmelz, E. M., Davalos, R. V. Selective concentration of human cancer cells using contactless dielectrophoresis. Electrophoresis. 32 (18), 2523-2529 (2011).
  42. Chan, J. Y., et al. Dielectrophoresis-based microfluidic platforms for cancer diagnostics. Biomicrofluidics. 12 (1), 11503-11525 (2018).
  43. Gascoyne, P. R. C., Shim, S. Isolation of circulating tumor cells by dielectrophoresis. Cancers. 6 (1), 545-579 (2014).
  44. Liang, W., et al. Determination of dielectric properties of cells using ac electrokinetic-based microfluidic platform. Micromachines. 11 (5), 513-537 (2020).
  45. Frusawa, H., et al. Frequency-modulated wave dielectrophoresis of vesicles and cells periodic U-turns at the crossover frequency. Nanoscale Research Letters. 13 (169), 2583-2589 (2018).
  46. Wei, M. T., Junio, J., Ou-Yang, D. H. Direct measurements of the frequency-dependent dielectrophoresis force. Biomicrofluidics. 3 (1), 12003 (2009).
  47. Mustafa, A., Pedone, E., Marucci, L., Moschou, D., Lorenzo, M. D. A flow-through microfluidic chip for continuous dielectrophoretic separation of viable and non-viable human T-cells. Electrophoresis. 43 (3), 501-508 (2021).
  48. Wang, L., et al. Dual frequency dielectrophoresis with interdigitated sidewall electrodes for microfluidic flow-through separation of beads and cells. Electrophoresis. 30 (5), 782-791 (2021).
  49. Alazzam, A., Mathew, B., Alhammadi, F. Novel microfluidic device for the continuous separation of cancer cells using dielectrophoresis. Journal of Separation Science. 40 (5), 1193-1200 (2017).
  50. Yang, L., Banada, P. P., Bhunia, A. K., Bashir, R. Effects of dielectrophoresis on growth viability and immuno-reactivity of listeria monocytogenes. Journal of Biological Engineering. 2, 6 (2008).
  51. Matbaechi, H., Soltani, P., Hölzel, R., Wenger, C. Dielectrophoretic immobilization of yeast cells using CMOS integrated microfluidics. Micromachines. 11 (5), 501-518 (2020).
  52. Mustafa, A., Pedone, E., La Regina, A., Erten, A. A., Marucci, L. Development of a single layer microfluidic device for dynamic stimulation, culture and imaging of mammalian cells. bioRxiv. , (2022).
  53. Mustafa, A., et al. Enhanced dissolution of liquid microdroplets in the extensional creeping flow of a hydrodynamic trap. Langmuir. 32 (37), 9460-9467 (2016).
  54. Chang, H. F., Chou, S. E., Cheng, J. Y. Electric-field-induced neural precursor cell differentiation in microfluidic devices. Journal of Visualized Experiments. (170), e61917 (2021).

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ur Rehman, A., Zabibah, R. S., Kharratian, S., Mustafa, A. Microfluidic Device for the Separation of Non-Metastatic (MCF-7) and Non-Tumor (MCF-10A) Breast Cancer Cells Using AC Dielectrophoresis. J. Vis. Exp. (186), e63850, doi:10.3791/63850 (2022).
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