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Indução de resgate de pólipos em colônias de corais para obtenção de micropropagates individualizados para uso experimental em laboratório

Published: April 28, 2022
doi:
10.3791/63840
, , ,
1Red Sea Research Center (RSRC), Division of Biological and Environmental Science and Engineering (BESE),King Abdullah University of Science and Technology (KAUST)

Summary

O resgate de pólipos é um processo induzido pelo estresse agudo, no qual os pólipos de coral digerem o tecido que os conecta à sua colônia e se desprendem dele para viver como indivíduos. O presente protocolo descreve como induzir a micropropagação de corais por meio de tratamentos de hipersalina ou água do mar sem cálcio.

Abstract

Corais são animais coloniais formados por unidades modulares chamadas pólipos. Pólipos de coral estão fisiologicamente ligados e conectados por tecido. O fenômeno do resgate do pólipo é um processo induzido pelo estresse agudo, no qual os pólipos de coral digerem o tecido que os conecta ao resto da colônia e, finalmente, se desprendem do esqueleto para continuar vivendo como indivíduos separados. Biólogos de corais reconheceram o processo de resgate de pólipos há anos, mas só recentemente os micropropagates gerados por esse processo foram reconhecidos como um sistema modelo para estudos de biologia de corais. O uso de resgate de pólipos pode criar um alto número de unidades clonais a partir de um único fragmento de coral. Outro benefício é que pólipos únicos ou manchas de pólipos podem ser facilmente visualizados sob um microscópio e mantidos em ambientes altamente padronizados de baixo custo, como placas de Petri, frascos e chips microfluídicos. O presente protocolo demonstra métodos reprodutíveis capazes de induzir a micropropagação de corais e diferentes abordagens para manter vivos os pólipos únicos a longo prazo. Essa metodologia foi capaz de cultivar com sucesso pólipos da espécie coral Pocillopora verrucosa por até 8 semanas após o resgate, exibindo a praticidade do uso de pólipos de corais individuais para pesquisa de corais.

Introduction

Corais escleractinianos ou de construção de recifes são cnidários capazes de formar esqueletos de carbonato, criar recifes e ecossistemas estruturalmente complexos que podem ser encontrados de ambientes de águas profundas a rasas1. Os recifes de corais tropicais abrigam alta biodiversidade e fornecem serviços ecossistêmicos essenciais, como proteção costeira e manutenção da pesca2. A maioria dos corais de construção de recifes em águas rasas depende de uma relação mutualista com algas da família Symbiodiniaceae, que fornecem a energia que os corais precisam para construir seus esqueletos. A simbiose entre o coral e as algas pode ser quebrada pelo estresse ambiental, causando branqueamento de corais 3,4,5,6. Anomalias recentes de temperatura causaram grandes eventos de branqueamento de corais em todo o mundo, levando à mortalidade de corais em massa e à degradação permanente dos recifes 7,8,9,10,11. Como esse fenômeno se baseia na expulsão de symbionts por mecanismos celulares associados ao estresse térmico, como apoptose, autofagia e exocitose, o branqueamento de corais pode ser descrito como um processo celular que tem consequências em escala ecossistêmica 5,6,12, o que significa que ter culturas in vitro de células de coral ou tecidos seria aplicável para estudar esse fenômeno de perto.

Devido à importância dos recifes de corais e às principais ameaças que vêm enfrentando, particularmente nas últimas duas décadas, os corais tornaram-se o foco da pesquisa para fins de proteção e restauração em todo o mundo13. No entanto, o desenvolvimento de abordagens e sistemas experimentais confiáveis, reprodutíveis e que ofereçam impacto ambiental mínimo para estudar corais é uma grande luta nesse campo.

A micropropagação é definida como a proliferação in vitro do genótipo de um organismo, culminando seu material biológico em vasos controlados14,15. A cultura de células, tecidos e órgãos tem sido crucial para a biologia vegetal e animal nas últimas décadas. Permite a reprodução em massa de organismos em laboratórios, a rápida avaliação de diferentes tratamentos (como medicamentos e fármacos) e o estudo direto da função celular 14,15,16,17. Em geral, modelos in vitro têm sido úteis para complementar e aprofundar os estudos de diferentes organismos em condições físicas e químicas mais bem controladas. Devido às vantagens das técnicas de cultivo in vitro, diferentes tecnologias de cultura de células animais e tecidos foram desenvolvidas, otimizadas e utilizadas como ferramentas importantes em diversos campos de pesquisa, onde múltiplas linhas celulares foram estudadas e comercializadas para inúmeras aplicações 16,17,18.

Muitos avanços no conhecimento da cultura celular e tecidual têm sido feitos desde a primeira cultura do tecido animal em1882 17, como o uso de mídias naturais e sintéticas, a invenção de linhas celulares estabelecidas e o desenvolvimento de mídias 3D para cultivar uma infinidade de tipos celulares de uma forma melhor16,17, 18,19. No entanto, o campo da biologia celular tem se concentrado principalmente em um grupo seleto de organismos modelo, enquanto muitos ainda não têm culturas in vitro bem estabelecidas de células, tecidos ou órgãos20. Por exemplo, na pesquisa de corais, nenhuma linha celular imortalizada tem sido amplamente usada para pesquisas, restringindo a pesquisa de células de coral ao uso de culturas celulares primárias. Essas culturas têm viabilidade limitada a algumas semanas21, sem estudos registrando a sobrevivência de células individuais de todos os tecidos de coral por mais de 13 dias até o início de 202122. O primeiro relatório de linhas celulares de corais sustentáveis a serem publicadas foi com células acropora tenuis que viveram até 6 meses, e a utilidade dessas células para futuras pesquisas continua a ser explorada23.

Para superar as limitações na cultura das células de corais e manter uma cultura laboratorial que preserve a organização geral dos corais, o uso de pólipos isolados foi recentemente proposto como modelo de pesquisa de biologia coral24,25. Pólipos são as unidades anatômicas de corais, e cada um deles tem uma boca localizada no centro de seu disco oral e está conectada a outros pólipos pela coenosác em sua região aboral26. A separação dos pólipos vivos ocorre naturalmente pelo processo de resgate de pólipos, no qual o estresse agudo causa a digestão do coenosarco entre os pólipos, que pode então se desprender do esqueleto da colônia 25,27,28. Esse fenômeno tem sido relatado para ocorrer em uma variedade de taxas, incluindo octocorals 29,30,31, corais negros 32, e corais escleractinianos 25,27,28,32,33, e tem sido ligado a múltiplos estressores ambientais, como a falta de cálcio na água 24,34, aumento da ácido35, condições hiperosmóticas 25,27,32,36, altas temperaturas 36,37, fome 33, exposição ao ar25,30 e contaminação por inseticidas28,38. O resgate de pólipos tem sido, por exemplo, relatado nos corais pociloporídeos19, que são amplamente distribuídos em todo o mundo e são comumente usados como modelos em pesquisas de corais. Espécies pertencentes a esse grupo, como Pocillopora damicornis e Styllophora pistillata, geraram aproximadamente 30-40 micropropagates de um fragmento de 5 mm25. Esse número enfatiza a vantagem do uso do resgate de pólipos como método de micropropagação de corais, pois cria a possibilidade de gerar muitos indivíduos geneticamente idênticos a partir de um pequeno pedaço de coral. O uso de pólipos isolados para pesquisa também tem as mesmas vantagens que as culturas celulares em relação à possibilidade de serem cultivadas em ambientes de laboratório controlados, como frascos e placas de Petri. Além disso, plataformas microfluidas para manter pólipos vivos demonstraram que esses micropropagates podem ser mantidos em ambientes relativamente baratos e fáceis de reproduzir, com fluxo de água controlado, superfície e temperatura24,25. Essas plataformas de microfluidos também podem ser usadas para visualizar estruturas de corais vivos sob um microscópio diretamente 24,25.

No presente artigo, resumimos e demonstramos as técnicas desenvolvidas para isolar os pólipos individuais de corais de suas colônias, mostrando como mantê-los em condições laboratoriais para a cultura de longo prazo. Os métodos discutidos incluem resgate de pólipos através de condições hiperosmóticas por evaporação e bombeamento de água do mar de alta salinidade e incubação em água do mar livre de cálcio.

Protocol

Para o presente estudo, foi coletada uma colônia pertencente às espécies de corais Pocillopora verrucosa do recife de Al Fahal (22,305118 N; 38,964568 E) por mergulho usando martelo e cinzel. O gênero da colônia foi identificado morfologicamente, e sua espécie foi classificada como P. verrucosa com base em trabalhos publicados anteriormente, incluindo Pocillopora do Mar Vermelho, indicando que, do ponto de vista genético, a espécie presente nesta área é P. verrucosa39,40. O recife de Al Fahal não faz parte de uma área ambiental protegida, e não foram necessárias licenças especiais para coleta de corais. A colônia foi mantida em um aquário de 300 L por um mês antes de ser fragmentada e ter seus pólipos “resgatados”. O aquário foi mantido a 26 °C com dois aquecedores de aquário, três bombas e duas fontes de luz (ver Tabela de Materiais), mantendo um ciclo de luz de 12h. A temperatura do aquário foi mantida conectando cada um dos dois aquecedores a um controlador de temperatura. A emissão de luz foi programada para começar às 6:00 e terminar às 18:00, produzindo uma curva de irradiação que atingiu o pico às 12:00 com 230 fótons μmol m−2s−1. 1. Resgate de pólipo por alta salinidade após evaporação da água NOTA: Este método foi adaptado de Shapiro et al.25. Se usar espécies diferentes da Pocillopora verrucosa, o tamanho dos pólipos deve ser levado em conta antes de determinar o tamanho do fragmento a ser cortado. Corte pequenos fragmentos (menos de 1 cm de comprimento) de uma colônia de corais usando alicates de corte diagonal (ver Tabela de Materiais).NOTA: Adapte as ferramentas de corte de acordo com as espécies de corais que estão sendo utilizadas. Alicates diagonais são úteis para cortar corais com galhos finos. No presente estudo, um fragmento foi cortado para cada tratamento, mas o número e o tamanho dos fragmentos podem variar dependendo do número de pólipos desejados. O tamanho dos fragmentos de corte não deve exceder a profundidade da água após a evaporação, de modo que os corais permanecem completamente dentro da água após o processo ser feito. Coloque os fragmentos de corte em pequenas placas de Petri cheias de 12 mL de água do mar para as quais a colônia de corais foi aclimatada. Esta pode ser água do mar artificial (ver Tabela de Materiais) ou água do mar filtrada na mesma salinidade que a colônia de corais foi inserida antes da fragmentação.NOTA: É importante cobrir o fragmento completamente com água. Se 12 mL em uma placa de Petri não for suficiente para cobrir o fragmento de corte, otimize o recipiente e o volume em conformidade. No presente estudo, a água utilizada foi coletada do Mar Vermelho, e sua salinidade foi de 40 PSU, medida por um medidor de multiparmetro (ver Tabela de Materiais). Deixe a placa aberta por ~24 h à temperatura ambiente para que a água possa evaporar e sua salinidade possa aumentar gradualmente. Quando a digestão tecidual for observável entre os pólipos, prossiga para o Passo 1.4.NOTA: Após o tempo de incubação ter passado, a salinidade da água deve ser aproximadamente 40% maior do que no início, e os pólipos precisam estar prontos para serem separados do esqueleto. Usando uma pipeta de transferência de 1 mL, crie um fluxo suave perto do tecido coral. O fluxo ajudará lentamente o descolamento completo dos pólipos que já digeriram o tecido ao seu redor do esqueleto.NOTA: Quando o fluxo de água é criado com a pipeta, pólipos separados ou grupos de pólipos devem sair do esqueleto como flocos. Se uma substância turva sair em vez disso, indica morte ou desintegração tecidual, o que significa que os corais foram incubados por muito tempo ou em uma condição muito estressante (neste caso, alta salinidade). É muito importante fazer um fluxo suave de água para desprender os pólipos, pois um fluxo mais forte pode causar danos físicos a eles. Troque lentamente a água na placa de Petri com água isomótica (use a mesma água que na Etapa 1.2.) usando uma pipeta. Uma troca de água de 50% ao longo de 10 minutos é suficiente para aclimatar os pólipos de volta a uma condição de salinidade não estressante.NOTA: Como foram utilizados as colônias de corais da espécie pocilloporida Pocillopora verrucosa do Mar Vermelho, foram realizados testes para determinar sob quais condições específicas os corais deste ambiente único seriam resgatados. É importante destacar a alta salinidade do Mar Vermelho quando comparado com a maioria dos outros ambientes de recifes. 2. Resgate de pólipo por alto fornecimento de água do mar de alta salinidade NOTA: Este método foi adaptado de Chuang et al.27. Prepare 3 L de água do mar de alta salinidade adicionando NaCl à água do mar até que a salinidade aumente em 85%, medida por uma sonda de salinidade.NOTA: No presente estudo, uma água do mar de alta salinidade de 74 PSU foi preparada a partir de 40 PSU água do mar do Mar Vermelho. Corte pequenos fragmentos de coral como descrito no Passo 1.1. Coloque os fragmentos de corte em um recipiente de 10 L cheio de 3 L de água do mar isosmótica (neste caso, água do mar com salinidade não estressante para os corais, o mesmo usado na Etapa 1.2) conectada a uma bomba peristótica (ver Tabela de Materiais).NOTA: Para uma melhor manutenção da saúde dos corais, controladores de temperatura, bombas de ar e luzes podem ser adicionados para simular as mesmas condições de aquário a que a colônia foi anteriormente exposta. Durante a incubação no presente trabalho, os fragmentos de coral foram mantidos em recipientes a 26 °C, sob um ciclo de luz diário de 12h. O movimento da água e a homogeneização da temperatura foram mantidos pelas bombas de ar. Encha o recipiente contendo fragmentos de coral com a água do mar de alta salinidade preparada na Etapa 2.1 usando a bomba peristáltica por 24 h a uma taxa de 126 mL/h. Adicione um total de 3 L de água a uma salinidade crescente de aproximadamente 40%.NOTA: A água de alta salinidade pode ser produzida simplesmente adicionando NaCl à água do mar até atingir a salinidade pretendida. Crie um fluxo de água suave com uma pipeta para liberar os pólipos do esqueleto (Passo 1.4.). Troque lentamente a água em que os pólipos estão contidos por água isomótica (Passo 1.5.). Em seguida, vá para o passo 4 ou passo 5. 3. Resgate de pólipo por incubação de água do mar sem cálcio NOTA: Este método foi adaptado de Pang et al.24. Prepare a solução de água do mar artificial sem cálcio (CaFSW) adicionando 26,29 g de NaCl, 0,872 g de KCl, 2,16 g de MgSO4, 11,94 g de MgCl2, 3,42 g de Na2SO4 e 0,286 g de NaHCO3 (ver Tabela de Materiais) a 1 L de água desionizada.NOTA: Esta solução foi ajustada a partir de protocolos anteriores para ser mais adequada para corais adaptados a uma salinidade de 40 PSU. Para corais adaptados a outras condições de salinidade, utilize a mesma proporção de sais, mas ajuste a massa total de solutos para obter a salinidade mais adequada aos corais em uso. Corte pequenos fragmentos de corais como descrito no Passo 1.1. Submergir os fragmentos de coral em placas de Petri preenchidos com o CaFSW preparado anteriormente (Passo 3.1.) e incuba-los em incubadoras orbitais a uma velocidade de rotação de 80 rpm por 3 h.NOTA: Mais uma vez, é importante cobrir o fragmento completamente com água. Se uma placa de Petri não for suficiente para cobrir o fragmento, otimize o recipiente e o volume de acordo com a necessidade experimental. Transfira os fragmentos para placas de Petri ou placas de 6 poços preenchidas com 20% de DMEM (Modified Eagle Media) e 100 mg/mL de solução de ampicilina (ver Tabela de Materiais) preparadas com 40 PSU de água do mar artificial. Incubar os fragmentos a 26 °C e 80 rpm, trocando a mídia todos os dias até que a digestão do tecido seja observável entre os pólipos e pólipos individuais começarem a se desprender do esqueleto.NOTA: Na maioria dos casos, a digestão tecidual é completa dentro de 20 h de incubação neste meio de comunicação, e não são necessárias trocas. Transfira os pólipos para água do mar esterilizada para recuperação inicial usando uma pipeta. Após 1h de incubação, proceda ao Passo 4 ou Passo 5. 4. Manutenção de pólipos em placas de Petri Uma vez que os pólipos são devolvidos à água do mar filtrada com salinidade não estressante, selecione pólipos viáveis observando a integridade e o movimento do tecido causados pelo fluxo ciliar sob um estereoscópio. Coloque os pólipos selecionados em uma placa de vidro ou plástico petri e cubra a placa de Petri com uma rede de plâncton (tamanho de malha de 200 μm, ver Tabela de Materiais) para que os pólipos não flutuem para longe do prato.NOTA: O tamanho da rede de malha pode variar de acordo com o tamanho dos pólipos. É importante notar que as redes devem ter poros menores que os pólipos e permitir a troca de água e penetração de luz. Coloque a placa de Petri dentro de um aquário com as condições adequadas para as espécies de corais utilizadas.NOTA: No presente estudo, as condições foram de 40 PSU filtrada de água do mar a 26 °C e um ciclo de luz de 12 h. Abra as placas de Petri pelo menos uma vez por semana para renovar a água e limpar os pratos. Este passo é importante para eliminar o crescimento excessivo de algas que podem competir ou danificar os pólipos de coral liberando localmente compostos tóxicos. 5. Manutenção de pólipos em incubadoras Selecione pólipos viáveis como descrito na Etapa 4.1. Coloque os pólipos em frascos de células superficiais de 75 cm2 preenchidos com 50 mL de água do mar isosmótica usando pipetas de transferência.NOTA: No trabalho atual, a água do mar filtrada coletada do Mar Vermelho foi utilizada para manutenção de pólipos. Pode-se utilizar água com as mesmas características da utilizada na Etapa 1.2. Feche os frascos e mova-os para incubadoras. Coloque as incubadoras em ciclos de luz de 12h a 26 °C e 40 rpm. Troque 50% do volume de água a cada 4 dias e transfira o conteúdo para limpar frascos quando/se estiverem cheios de algas ou biofilme nas paredes.NOTA: As imagens foram capturadas com um sistema de zoom totalmente apoquiromático equipado com uma câmera HD (ver Tabela de Materiais) para os resultados representativos.

Representative Results

O resgate de pólipos foi induzido em fragmentos de coral pertencentes a uma única colônia da espécie P. verrucosa seguindo três métodos diferentes (Figura 1). O resgate induzido pela alta salinidade após a evaporação da água foi concluído após 24 h de incubação de fragmentos de coral em placas de Petri a temperatura ambiente cheia de água inicialmente a 40 PSU, que então atingiu uma salinidade final de 59 PSU uma vez que o processo acabou (Figura 2A-C,I). O resgate por fornecimento de água salgada também foi atingido após 24 horas de incubação na água inicialmente a 40 PSU que atingiu uma salinidade de 52 PSU após 12 h e 59 PSU no final do processo, após 24 h (Figura 2D-F,I). Em ambos os experimentos, o aumento da salinidade foi responsável pela indução da digestão tecidual pelos pólipos. Após 12h, a condição de alta salinidade causou a contração dos pólipos em conjunto com o afinamento gradual do coenosarc, causando o descolamento final dos pólipos após 24 h. A indução de resgate por meio da incubação em água do mar livre de cálcio foi completa após uma incubação de 3h no CaFSW seguida de uma incubação de 20h na mídia DMEM de 20% (Figura 2G-H). O tecido foi retirado do esqueleto nos três métodos depois de afastá-lo com uma pipeta até que pólipos de coral individualizados (Figura 3A-C) e “bolas de tecido” fossem gerados. Após o desprendimento, os pólipos dos três métodos foram coletados e autorizados a se recuperar em água do mar antes de serem alocados em placas de Petri cobertas com redes ou frascos celulares. Os pólipos obtidos a partir da evaporação e dos métodos de abastecimento de água foram mantidos em placas de Petri dentro de aquários e sobreviveram por 6 semanas e 8 semanas, respectivamente (Figura 3D e Figura 3F). Estes micropropostas mantiveram a anatomia usual de pólipos, apresentando tentáculos, discos basais e bocas1. Os pólipos obtidos através da incubação em água do mar livre de cálcio tiveram uma vida útil curta, sobrevivendo até 1 dia, após o qual seu tecido se dissociou. Pólipos obtidos do método de evaporação da água do mar mantidos em frascos de cultura celular dentro de incubadoras sobreviveram por até 3 semanas sem dissociação de tecidos (Figura 3F). Em todos os casos, embora os pólipos não pudessem se prender ao substrato, eles eram visualmente saudáveis e mantinham sua cor, com as células zooxanthellae ainda sendo visíveis dentro de seus tecidos1. Figura 1: Representação esquemática das três diferentes metodologias testadas para indução de resgate de pólipos (esquerda) seguida da ilustração de dois métodos para manter os pólipos adquiridos em condições de laboratório (direita). (A) Representação da metodologia de resgate de pólipos por evaporação da água. (B) Representação da metodologia de resgate de pólipos pelo alto fornecimento de água do mar de salinidade. (C) Representação da metodologia de resgate de pólipos por incubação de água do mar sem cálcio. Clique aqui para ver uma versão maior desta figura. Figura 2: Imagens do processo de resgate do pólipo induzida por três metodologias diferentes utilizando fragmentos da espécie de coral P. verrucosa. (A-C) Um fragmento de coral a 0h, 12 h e 24 h após a incubação, respectivamente, em uma placa de Petri usando o método de evaporação da água. (D-F) Um fragmento de coral a 0h, 12 h e 24 h após a incubação, respectivamente, utilizando o método de abastecimento de água do mar de alta salinidade. (G,H) Fragmentos de coral expostos ao método de incubação da água do mar sem cálcio antes e depois, respectivamente. As incubações em água do mar artificial sem cálcio foram para 3 h e em 20% DMEM por 21 h. (I) Representação gráfica dos valores de salinidade na UPA da água do mar ao longo do tempo durante os métodos de evaporação da água do mar e alta salinidade do fornecimento de água do mar. Clique aqui para ver uma versão maior desta figura. Figura 3: Imagens de pólipos de P. verrucosa obtidos dos três procedimentos de indução de resgate. (A-C) As imagens dos pólipos obtidos a partir da evaporação, do abastecimento de água salgada e dos métodos de água do mar livres de cálcio, respectivamente, foram capturadas imediatamente após serem retiradas do esqueleto. (D) A imagem de um pólipo coral obtido do método de evaporação após sobreviver 6 semanas em uma placa de Petri. (E) A imagem de um pólipo coral obtido do método de abastecimento de água salgada após sobreviver 8 semanas em uma placa de Petri. (F) A imagem de um pólipo coral obtido do método de evaporação após sobreviver 3 semanas em um frasco de cultura celular. Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.

Discussion

A taxa de sobrevivência dos pólipos após ser submetida a processos de resgate e o tempo necessário para que o processo seja concluído variam entre as pesquisas relatadas anteriormente 25,33,41, o que possivelmente é explicado pelas diferentes abordagens experimentais aplicadas em cada estudo. Por exemplo, diferentes espécies de corais, ou mesmo corais da mesma espécie, mas aclimatados a diferentes condições ambientais (por exemplo, corais do Mar Vermelho), apresentam diferentes limiares para níveis de salinidade. O método de resgate selecionado e as condições laboratoriais/aquários também desempenham papéis importantes nos resultados. Em alguns casos, a manutenção de micropropagates de corais em condições laboratoriais superou o tempo de sobrevivência das culturas celulares de corais ao atingir meses de sobrevivência no azooxanthellate3 3,41 e zooxanthellate25 corais. O tempo para que o processo de resgate do pólipo seja concluído também variou em diferentes estudos, variando de algumas horas2 5,2 7,30 a semanas35 de incubação exposta ao estressor responsável por causar resgate. Outra variável a ser levada em conta ao estudar o resgate de pólipos é a recuperação dos pólipos após a exposição ao estresse agudo que desencadeou sua liberação. Ainda é discutível se pólipos após resgate estiverem em boas condições para serem usados como modelos para estudar biologia coral. A recuperação de seus tecidos após a degradação da coenosarca é uma questão de preocupação ao usar esses micropropagates. No entanto, pólipos em muitos estudos, incluindo o presente, têm sido capazes de apresentar células zooxanthellae dentro de seus tecidos e morfologias externas com polarização oral-aboral intacta e tentáculos semanas após o resgate 25,27,32,36. Estudos anteriores também descobriram que, após serem dispensados do estresse agudo, os pólipos de coral liberados expostos à água do mar altamente salina ou aquecida foram capazes de recuperar a expressão de genes relacionados a processos como apoptose, proteolise e divisão celular a níveis semelhantes aos encontrados antes do resgate32,36 e até mesmo para aumentar a expressão de genes relacionados à cicatrização tecidual36.

Quanto à diferença de sobrevivência entre os métodos, é importante ressaltar que esse tempo pode variar entre diferentes experimentos, mesmo que sejam utilizadas as mesmas técnicas, podendo estar relacionada à saúde dos fragmentos utilizados e à manutenção adequada dos pólipos após o processo de resgate. No caso do resgate através da incubação da água do mar sem cálcio, a sobrevivência do pólipo foi limitada a 1 dia. Assim, pode-se concluir que o método não é adequado para a sobrevivência a longo prazo das espécies estudadas, ou uma melhor adaptação da técnica para corais P. verrucosa do Mar Vermelho deve ser feita. Os resultados relatados mostraram um maior tempo de sobrevida com os métodos baseados no aumento gradual da salinidade, quando os pólipos foram submetidos ao gotejamento de água de alta salinidade. Este método pode proporcionar um aumento mais controlado da salinidade do que o método de evaporação, ao mesmo tempo em que não é responsável por um aumento na concentração de outras substâncias encontradas na água do mar, incluindo o resíduo metabólico do coral, que é potencialmente tóxico para o organismo. Por todas essas razões, este método tem sido sugerido como uma alternativa mais segura para a manutenção de pólipos saudáveis27. Embora este método tenha sido considerado mais seguro para a saúde do pólipo e capaz de produzir pólipos que vivam mais tempo, fato que foi corroborado nesta publicação atual, são necessários levantamentos adicionais para confirmá-lo. Ambos os experimentos de resgate induzidos pela alta salinidade demonstraram um completo descolamento de pólipos depois que a salinidade atingiu 59 PSU em 24 h. Se a salinidade for aumentada após o nível em que o resgate é completo, mais estresse será causado aos pólipos, reduzindo suas chances de sobreviver e se recuperando do tratamento de estresse agudo. Portanto, não é recomendável manter os pólipos por mais tempo nesses níveis de salinidade. Ao realizar o método de indução de resgate por exposição à água do mar livre de cálcio, um desprendimento completo foi obtido a partir de uma incubação de 3 h em água do mar artificial livre de cálcio, o que significa que também não é recomendada uma exposição adicional a este meio.

Para abordar os métodos mais adequados para o estudo de pólipos de corais em pesquisas laboratoriais/in vitro , este estudo concentrou-se apenas em três procedimentos que levaram cerca de 24 horas para que o processo de resgate fosse concluído e foram utilizados em estudos que envolveram a manutenção a longo prazo de pólipos de corais de corais escleractinianos. Outros métodos relatados para demorar significativamente mais do que este tempo não foram engajados. A regularização de pólipos a um substrato não foi tentada neste estudo, que se concentrou na produção de pólipos que poderiam ser transferidos para diferentes ambientes ou facilmente coletados para análises utilizando pipetas descartáveis. Os resultados demonstram que pólipos da espécie coral P. verrucosa foram mantidos vivos, com células zooxanthellae associadas, estado visual saudável e uma estrutura anatômica externa bruta preservada, por até 8 semanas, mesmo sem apego a um substrato. Esses resultados indicam que mais réplicas biológicas podem ser geradas a partir de fragmentos de corais únicos utilizando algumas das técnicas demonstradas neste estudo. Tais réplicas biológicas podem ser mantidas em ambientes controlados (como placas de Petri e frascos celulares) e mantidas em condições laboratoriais para experimentos de um mês e usadas para vários fins.

Desde as primeiras descrições incidentais do resgate de pólipos42,43, novos protocolos foram estabelecidos para encontrar métodos mais padronizados para induzir a liberação de pólipos e manter esses pólipos vivos, que podem ser usados para futuras aplicações de pesquisa. Estes incluem investigar diferentes aspectos associados à fisiologia holobionte coral44 e interações hospedeiro-microbioma45, os mecanismos moleculares envolvidos no branqueamento de corais 5,25, e a saúde, resiliência e proteção do holobionte coral 12,13,46,47 . Além disso, pólipos de coral liberados podem ser usados para aplicações fora do domínio da pesquisa e têm sido sugeridos para serem úteis para criar propagules que podem se conectar a um substrato e crescer, potencialmente criando múltiplos indivíduos de corais que podem ser usados para fins de restauração uma vez que protocolos padronizados para resgate se tornam generalizados28 . No geral, embora experimentos mais aprofundados usando pólipos resgatados devem ser realizados para padronizar a metodologia, foi demonstrado que o resgate de pólipos é uma abordagem reprodutível que pode ser aplicada como ferramenta na pesquisa de corais para vários propósitos.

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Agradecemos a Adam Barno e Francisca Garcia pelo apoio nos experimentos e monitoramento dos pólipos de corais. Agradecemos também ao KAUST Coastal & Marine Resources Core Lab por sua ajuda em relação à manutenção e infraestrutura do aquário. O estudo foi financiado pelo número de subvenção KAUST BAS/1/1095-01-01.

Materials

5560 Conductivity/Temperature Probe YSI 5560 Conductivity probe used with the ProQuatro Multiparameter meter
Ace 5 in. Alloy Steel Diagonal Pliers Ace Hardware 2004083 Used to cut coral fragments
Ampicillin sodium salt Sigma-Aldrich A9518 Used in DMEM medium.
DMEM (1x) Dulbecco's Modified Eagle Medium Gibco 41965-039 Used for incubating coral fragments in the calcium-free polyp bail-out method
Fisherbrand Petri Dish, Stackable Lid 60 mm x 15 mm Sterile, Polystyrene Thermo Fisher Scientific FB0875713A Petri dish used for bail-out by evaporstion and for keeping polyps inside an aquarium.
Heizer Titanrohr Heizstab SW MW 600 Watt Schego 548 Heaters used in aquarium
Leica Application Suite Version 4.2 Leica Microsystems NA Software used for image capture in demonstrative results
Leica IC80 HD Leica Microsystems 12730216 Camera used to take demonstrative results pictures
Leica MDG33 Leica Microsystems 10 450 123 Stereoscope stand used to take demonstrative results pictures
Leica Z6 APO Leica Microsystems NA Macroscope used to take demonstrative results pictures
Magnesium Chloride Thermo Fisher Scientific 7487-88-9 Used for preparing calcium-free artificial seawater.
Magnesium Sulfate Anhydrous Sigma-Aldrich 7791-18-6 Used for preparing calcium-free artificial seawater.
Masterflex I/P Easy-Load Pump Head for Precision Tubing, White PPS Housing, SS Rotor Masterflex HV-77602-10 Peristaltic pump head.
Masterflex L/S Precision Modular Drives with Benchtop Controller Masterflex EW-07557-00 Peristaltic pump drive used for pumping high salinity seawater. Can be substituted for any peristaltic pump capable of mainaining water flow as described in protocol.
Masterflex L/S Precision Pump Tubing, Platinum-Cured Silicone, L/S 16; 25 ft Masterflex HV-96410-16 Tubing for peristaltic pump.
Millex 33 mm PVDF 0.22 µm Sterile RUO Sigma-Aldrich SLGVR33RS Used to filter artificial sea water.
Nunc EasYFlask 75 cm2 Nunclon Delta Surface Thermo Fisher Scientific 156499 Flask usually used for cell culture used for polyp culture.
Orbital shaker, Advanced 5000, VWR VWR 444-2916 Shaker used inside incubator.
Percival Incubator – I-22VL Percival NA Incubator used for maintaing corals kept in cell flasks.
Plankton net 200 µm mesh size KC Denmark NA Used for covering petri dishes containing coral polyps.
Potassium Chloride VWR Chemicals 7447-40-7 Used for preparing calcium-free artificial seawater.
ProQuatro Multiparameter Meter YSI 606950 Used for measuring salinity thoughout the protocol
RADION XR15 G5 PRO Ecotech NA Lights used in aquarium
Red Sea Salt
Premium grade, moderate Alkalinity		 Red Sea NA Used to prepare 40 PSU artifical sea water.
Sodium Bicarbonate Sigma-Aldrich 144-55-8 Used for preparing calcium-free artificial seawater.
Sodium Chloride Sigma-Aldrich S3014 Used for preparing calcium-free artificial seawater.
Sodium Sulfate Anhydrous VWR Chemicals 7757-82-6 Used for preparing calcium-free artificial seawater.
TRD 112 thermostat Schego NA Thermostat used in aquarium
Turbelle Nanostream 6025 Tunze 6025 000 Pumps used in aquarium
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References

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Cardoso, P. M., Alsaggaf, A. A., Villela, H. M., Peixoto, R. S. Inducing Polyp Bail-out in Coral Colonies to Obtain Individualized Micropropagates for Laboratory Experimental Use. J. Vis. Exp. (182), e63840, doi:10.3791/63840 (2022).
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