Summary

Remoção de olhos em larvas de zebrafish vivos para examinar o crescimento e desenvolvimento dependentes da inervação do sistema visual

Published: February 11, 2022
doi:

Summary

O artigo explica como remover cirurgicamente os olhos das larvas vivas de zebrafish como o primeiro passo para investigar como a entrada da retina influencia o crescimento e o desenvolvimento do tectum óptico. Além disso, o artigo fornece informações sobre anestesia larval, fixação e dissecção cerebral, seguida de imunohistoquímica e imagem confocal.

Abstract

Os zebrafish exibem notável crescimento ao longo da vida e habilidades regenerativas. Por exemplo, nichos especializados de células-tronco estabelecidos durante a embriogênese suportam o crescimento contínuo de todo o sistema visual, tanto no olho quanto no cérebro. O crescimento coordenado entre a retina e o tectum óptico garante um mapeamento retinotópico preciso à medida que novos neurônios são adicionados nos olhos e no cérebro. Para abordar se os axônios da retina fornecem informações cruciais para a regulação de comportamentos tectal e células progenitoras, como sobrevivência, proliferação e/ou diferenciação, é necessário ser capaz de comparar lóbulos tectal inervados e denervados dentro do mesmo animal e entre animais.

A remoção cirúrgica de um olho de zebrafish larval vivo seguida da observação do tectum óptico atinge esse objetivo. O vídeo que acompanha demonstra como anestesiar larvas, afiar eleticamente agulhas de tungstênio e usá-las para remover um olho. Em seguida, mostra como dissecar cérebros de larvas de zebrafish fixas. Finalmente, o vídeo fornece uma visão geral do protocolo de imunohistoquímica e uma demonstração de como montar embriões manchados em agarose de ponto de baixa fusão para microscopia.

Introduction

O objetivo deste método é investigar como a entrada da retina influencia o crescimento e o desenvolvimento do tectum óptico, o centro de processamento visual no cérebro de zebrafish. Removendo um olho e, em seguida, comparando os dois lados do tectum óptico, alterações tectal dentro do mesmo espécime podem ser observadas e normalizadas, permitindo a comparação entre vários espécimes. Abordagens moleculares modernas combinadas com esta técnica produzirão insights sobre os mecanismos subjacentes ao crescimento e desenvolvimento do sistema visual, bem como a degeneração e regeneração axonal.

Sistemas sensoriais – visuais, auditivos e somatosensoriais – coletam informações de órgãos externos e retransmitem essas informações para o sistema nervoso central, gerando “mapas” do mundo externo em todo o cérebro médio 1,2. A visão é a modalidade sensorial dominante para quase todos os vertebrados, incluindo muitos peixes. A retina, o tecido neural no olho, reúne informações com um circuito neuronal composto principalmente por fotorreceptores, células bipolares e células gânglios da retina (RGCs), os neurônios de projeção da retina. Os RGCs têm longos axônios que encontram seu caminho através da superfície interna da retina até a cabeça do nervo óptico, onde eles fasciculam e viajam juntos através do cérebro, terminando no centro de processamento visual no cérebro dorsal. Esta estrutura é chamada de tectum óptico em peixes e outros vertebrados não-mamíferos e é homóloga ao colegiado superior em mamíferos3.

O tectum óptico é uma estrutura multicamadas bilateralmente simétrica no cérebro médio dorsal. Em zebrafish e na maioria dos outros peixes, cada lóbulo do tectum óptico recebe entrada visual apenas do olho contralateral, de modo que o nervo óptico esquerdo termina no lobo tectal direito e o nervo óptico direito termina no lobo tectal esquerdo4 (Figura 1). Assim como sua contraparte mamífera, o collículo superior, o tectum óptico integra informações visuais com outras entradas sensoriais, incluindo audição e somatosensação, controlando mudanças na atenção visual e movimentos oculares, como saccades 1,5,6. No entanto, ao contrário do colículo superior mamífero, o tectum óptico gera continuamente novos neurônios e glia a partir de um nicho especializado de células-tronco perto das bordas medial e caudal dos lobos tectais chamado zona de proliferação tectal7. A manutenção de progenitores proliferativos no tecto óptico e em outras regiões do sistema nervoso central contribui, em parte, para a notável capacidade regenerativa documentada no zebrafish8.

Trabalhos anteriores examinando os cérebros de peixes cegos ou caolho revelaram que o tamanho do tectum óptico é diretamente proporcional à quantidade de inervação da retina que recebe 9,10,11. Em peixes de cavernas adultos, cujos olhos degeneram em embriogênese precoce, o tectum óptico é visivelmente menor do que o de peixes de superfície9 intimamente relacionados. A degeneração dos olhos dos peixes das cavernas pode ser bloqueada substituindo a lente endógena por uma lente de um peixe superficial durante a embriogênese. Quando esses peixes de caverna de um olho só são criados até a idade adulta, o lobo tectal inervatado contém aproximadamente 10% mais células do que o lobo tectal não inervado9. Da mesma forma, em killifish larval que foram incubados com tratamentos químicos para gerar olhos de diferentes tamanhos dentro do mesmo indivíduo, o lado do tectum com mais inervação foi maior e continha mais neurônios10. Evidências de experimentos de esmagamento de nervo óptico em peixes-dourados adultos indicam que a inervação promove a proliferação, com a proliferação de células tectais diminuindo quando a inervação foi interrompida11.

Confirmando e ampliando esses estudos clássicos, vários relatórios recentes fornecem dados sugerindo que a proliferação em resposta à inervação é modulada, pelo menos em parte, pela via BDNF-TrkB12,13. Muitas questões abertas sobre o crescimento e desenvolvimento do tectum óptico permanecem, incluindo como um sistema sensorial em desenvolvimento lida com lesões e degeneração do axônio, que os sinais celulares e moleculares permitem a entrada da retina para regular o crescimento do tectum óptico, quando esses mecanismos se tornam ativos, e se a proliferação e diferenciação ligadas à invasão permitem que a retina e seu tecido alvo coordenem as taxas de crescimento e garantam um mapeamento retinotópico preciso. Além disso, há questões muito maiores sobre o desenvolvimento dependente da atividade que podem ser abordadas interrogando o sistema visual de zebrafish com abordagens cirúrgicas como a descrita abaixo.

Para investigar os mecanismos celulares e moleculares pelos quais a atividade neural, especificamente a partir da entrada visual, altera a sobrevivência e a proliferação celular, a abordagem descrita compara diretamente os lobos tectal invatados e denervados (Figura 1) dentro de larvas individuais de zebrafish. Este método permite a documentação da degeneração do axônio RGC no tectum óptico e a confirmação de que o número de células mitóticas se correlaciona com a inervação.

Figure 1
Figura 1: Esboços de larvas de zebrafish antes e depois da remoção unilateral dos olhos. (A) Desenho de 5 larvas dpf vistas sob um microscópio dissecador. Cada larva é embutida em agarose de ponto de derretimento baixo e orientada lateralmente antes que uma agulha de tungstênio com uma ponta afiada e ligada seja usada para colher o olho voltado para cima (olho esquerdo neste exemplo). (B) Desenho da visão dorsal de uma larva de 9 dpf resultante da cirurgia retratada em A. Apenas três axônios RGC altamente esquematizados do olho direito são mostrados desfigurando e conectando-se com neurônios no lobo tectal esquerdo. Abreviaturas: dpf = dias pós fertilização; dps = dias após a cirurgia; RGC = células gânglios de retina. Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.

Protocol

Os métodos deste artigo foram conduzidos de acordo com as diretrizes e aprovação dos Comitês Institucionais de Cuidados e Uso de Animais da Reed College e university College London. Consulte a Tabela de Materiais para obter detalhes sobre as cepas de zebrafish utilizadas neste estudo. 1. Prepare materiais e ferramentas Faça soluções. Faça o embrião médio (E314) diluindo um estoque de 60x (300 mM NaCl, 10,2 mM…

Representative Results

Para confirmar se a remoção dos olhos foi completa e avaliar como o tectum óptico muda, foram realizadas cirurgias na cepa Tg[atoh7:RFP], que rotula todas as RGCs com um RFP direcionado à membrana e, assim, todos os axônios que projetam a partir da retina e formam o nervo óptico24. Embora o uso dessa cepa não seja absolutamente necessário, permite a observação e visualização direta do nervo óptico termini no neuropil tectum óptico. Outras abordagens para rotular o nervo ópt…

Discussion

As técnicas descritas neste artigo ilustram uma das muitas abordagens para estudar o desenvolvimento de sistemas visuais de vertebrados em zebrafish. Outros pesquisadores publicaram métodos para dissecar a retina embrionária e realizar análises de expressão genética19 ou visualizar a atividade neuronal no tectumóptico 30. Este artigo fornece uma abordagem para explorar como a entrada diferencial da retina pode influenciar os comportamentos celulares no tectum óptico…

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

O financiamento para este trabalho foi apoiado principalmente por fundos inativos da Reed College para a KLC, fundos da Helen Stafford Research Fellowship para a OLH, e uma Reed College Science Research Fellowship para yk. Este projeto começou no laboratório de Steve Wilson como uma colaboração com a HR, que foi apoiada por uma Wellcome Trust Studentship (2009-2014). Agradecemos a Máté Varga, Steve Wilson e outros membros do laboratório Wilson pelas discussões iniciais sobre este projeto, e agradecemos especialmente a Florencia Cavodeassi e Kate Edwards, que foram as primeiras a ensinar a KLC como montar embriões em agarose e realizar dissecções cerebrais de zebrafish. Agradecemos também a Greta Glover e Jay Ewing pela ajuda na montagem do nosso dispositivo de afiação de agulha de tungstênio.

Materials

Equipment and supplies:
Breeding boxes Aquaneering ZHCT100
Dow Corning high vacuum grease Sigma or equivalent supplier Z273554
Erlenmeyer flasks (125 mL) For making Marc's Modified Ringers (MMR) with antibiotics for post-surgery incubation
Fine forceps – Dumont #5 Fine Science Tools (FST) 11252-20
Glass Pasteur pipettes DWK Lifescience 63A53 & 63A53WT For pipetting embryos and larvae
Glass slides for microscopy VWR or equivalent supplier 48311-703 Standard glass microscope slides can be ordered from many different laboratory suppliers.
Glassware including graduated bottles and graduated cylinders For making and storing solutions
2-part epoxy resin ACE Hardware or other equivalent supplier of Gorilla Glue or equivalent 0.85 oz syringe https://www.acehardware.com/departments/paint-and-supplies/tape-glues-and-adhesives/glues-and-epoxy/1590793
Microcentrifuge tube (1.7 mL) VWR or equivalent supplier 22234-046
Nickel plated pin holder (17 cm length) Fine Science Tools (FST) 26018-17 To hold tungsten wire while sharpening and performing surgeries/dissections.
Nylon mesh tea strainer or equivalent Ali Express or equivalent For harvesting zebrafish eggs after spawning; https://www.aliexpress.com/item/1005002219569756.html
Paper clip For Tungsten needle sharpening device.
Petri dishes 100 mm Fischer Scientific or equivalent supplier 50-190-0267
Petri dishes 35 mm Fischer Scientific or equivalent supplier 08-757-100A
Pipette pump SP Bel-Art or equivalent F37898-0000
Potassium hydroxide (KOH) Sigma 909122 For Tungsten needle sharpening device. Make a 10% w/v solution of KOH in the hood by adding pellets to deionized water.
Power supply (variable voltage) For Tungsten needle sharpening device. Any power supply with variable voltage will work (even one used for gel electrophoresis).
Sylgard 184 Elastomer kit Dow Corning 3097358
Tungsten wire (0.125 mm diameter) World Precision Instruments (WPI) TGW0515 Sharpen to remove eye and dissect larvae.
Variable temperature heat block The Lab Depot or equivalent supplier BSH1001 or BSH1002 Set to 40-42 °C ahead of experiments.
Wide-mouth glass jar with lid (e.g., clean jam or salsa jar) For Tungsten needle sharpening device.
Wires with alligator clip leads For Tungsten needle sharpening device.
Microscopes:
Dissecting microscope Any type will work but having adjustable transmitted light on a mirrored base is preferred.
Laser scanning confocal microscope High NA, 20-25x water dipping objective lens is recommended.
Microscope control and image capture software (Elements) is used here but any confocal microscope will work.
Reagents for surgeries and dissections:
Calcium chloride dihydrate Sigma C7902 For Marc's Modified Ringers (MMR) and embryo medium (E3).
HEPES Sigma H7006 For Marc's Modified Ringers (MMR).
Low melting point agarose Invitrogen 16520-050 Make 1% in embryo medium (E3) or Marc's Modified Ringers (MMR).
Magnesium chloride hexahydrate Sigma 1374248 For embryo medium (E3).
Magnesium sulfate Sigma M7506 For Marc's Modified Ringers (MMR).
Paraformaldehyde Electron Microscopy Sciences 19210 Dilute 8% (w/v) stock with 2x concentrated PBS (diluted from 10x PBS stock).
Penicillin/Streptomycin Sigma P4333-20ML Dilute 1:100 in Marc's Modified Ringers.
Phosphate buffered saline (PBS) tablets Diagnostic BioSystems DMR E404-01 Make 10x stock in deionized water, autoclave and store at room temperature. Dilute to 1x working concentration.
Potassium chloride Sigma P3911 For Marc's Modified Ringers (MMR) and embryo medium (E3).
Sodium chloride Sigma S9888 For Marc's Modified Ringers (MMR) and embryo medium (E3).
Sodium hydroxide Sigma S5881 Make 10 M and use to adjust pH of MMR to 7.4.
Sucrose Sigma S9378
Tricaine-S Pentair 100G #TRS1 Recipe: https://zfin.atlassian.net/wiki/spaces/prot/pages/362220023/TRICAINE
Reagents for immunohistochemistry:
Alexafluor 568 tagged Secondary antibody to detect rabbit IgG Invitrogen A-11011 Use at 1:500 dilution for wholemount immunohistochemistry.
DAPI or ToPro3 Invitrogen 1306 or T3605 Make up 1 mg/mL solutions in DMSO; 1:5,000 dilution for counterstaining.
Dimethyl sulfoxide (DMSO) Sigma D8418 A component of immunoblock buffer.
Methanol (MeOH) Sigma 34860 Mixing MeOH with aqueous solutions like PBST is exothermic. Make the MeOH/PBST solutions at least several hours ahead of time or cool them on ice before using.
Normal goat serum ThermoFisher Scientific 50-062Z A component of immunoblock buffer. Can be aliquoted in 1-10 mL volumes and stored at -20 °C.
Primary antibody to detect phosphohistone H3 Millipore 06-570 Use at 1:300 dilution for wholemount immunohistochemistry.
Primary antibody to detect Red Fluorescent Protein (RFP; detects dsRed derivatives) MBL International PM005 Use at 1:500 dilution for wholemount immunohistochemistry.
Proteinase K (PK) Sigma P2308-10MG Make up 10 mg/mL stock solutions in PBS and use at 10 µg/mL.
Triton X-100 Sigma T8787 Useful to make a 20% (v/v) stock solution in PBS.
Software for data analysis
ImageJ (Fiji) freeware for image analysis; https://imagej.net/software/fiji/
Rstudio freeware for statistical analysis and data visualization; https://www.rstudio.com/products/rstudio/download/
Adobe Photoshop or GIMP Proprietary image processing software (Adobe Photoshop and Illustrator) are often used to compose figures). A freeware alternative is Gnu Image Manipulation Program (GIMP; https://www.gimp.org/)
Zebrafish strains available from the  Zebrafish International Resource Centers in the US (https://zebrafish.org/home/guide.php) or in Europe (https://www.ezrc.kit.edu/). Specialized transgenic strains that have not yet been deposited in either resource center can be requested from individual labs after publication.

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Hagen, O. L., Kim, Y., Kushkowski, E., Rouse, H., Cerveny, K. L. Eye Removal in Living Zebrafish Larvae to Examine Innervation-dependent Growth and Development of the Visual System. J. Vis. Exp. (180), e63509, doi:10.3791/63509 (2022).

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