L’impianto sottoretinico dell’epitelio pigmentato retinico (RPE) è uno degli approcci più promettenti per il trattamento delle malattie degenerative della retina. Tuttavia, le prestazioni degli studi preclinici su modelli animali di grandi occhi rimangono impegnative. Questo rapporto presenta le linee guida per il trapianto sottoretinico di RPE su un vettore cellulare in maialini.
Le malattie degenerative della retina (compresa la degenerazione maculare legata all’età), che hanno origine principalmente in corrispondenza o all’interno dello strato epiteliale pigmentato retinico (RPE), portano a una progressiva disorganizzazione dell’anatomia retinica e al deterioramento della funzione visiva. La sostituzione delle cellule RPE danneggiate (RPE) con cellule RPE in coltura in vitro utilizzando un vettore cellulare sottoretinico ha mostrato il potenziale per ristabilire la struttura anatomica degli strati retinici esterni ed è, pertanto, oggetto di ulteriori studi. Qui, presentiamo i principi di una tecnica chirurgica che consente l’efficace trapianto sottoretinico di un vettore cellulare con RPE coltivati in minipig. Gli interventi chirurgici sono stati eseguiti in anestesia generale e comprendevano una vitrectomia pars plana standard (PPV) a tre porte, l’applicazione sottoretinica di una soluzione salina bilanciata (BSS), una retinotomia da 2,7 mm, l’impianto di un vettore cellulare nanofibroso nello spazio sottoretinico attraverso un’ulteriore sclerotomia da 3,0 mm, lo scambio fluido-aria (FAX), il tamponamento con olio di silicone e la chiusura di tutte le sclerotomie. Questo approccio chirurgico è stato utilizzato in 29 interventi chirurgici (18 animali) negli ultimi 8 anni con un tasso di successo del 93,1%. La verifica anatomica del posizionamento chirurgico è stata effettuata utilizzando l’imaging del fondo oculare in vivo (fotografia del fondo oculare e tomografia a coerenza ottica). Le fasi chirurgiche raccomandate per l’impianto sottoretinico di RPE su un portatore in occhi minipig possono essere utilizzate in futuri studi preclinici utilizzando modelli animali con occhi grandi.
La degenerazione maculare legata all’età (AMD) è considerata la causa principale della perdita della vista centrale nei paesi sviluppati ed è una delle molte condizioni correlate alla disfunzione dell’epitelio pigmentato retinico (RPE) 1,2. L’RPE si trova sulla membrana di Bruch (BM) localizzata in posizione basale e fornisce la manutenzione necessaria per i fotorecettori. La progressiva degenerazione dello strato RPE è un segno distintivo della prima forma atrofica di AMD e accompagna anche lo sviluppo della forma essudativa tardiva di AMD. Nonostante i molti progressi nella terapia delle malattie retiniche, lo sviluppo di una modalità di trattamento efficace rimane impegnativo3. Uno dei metodi promettenti è la sostituzione dell’RPE utilizzando uno strato di RPE coltivato in vitro. Questo trattamento è associato ai progressi nella ricerca sulle cellule staminali utilizzando RPE derivato da cellule staminali embrionali umane (hESC-RPE) e RPE derivato da cellule staminali pluripotenti indotte (iPSC-RPE)3,4,5,6,7. Negli ultimi anni, molti gruppi di ricerca si sono concentrati sullo sviluppo di diversi approcci per la sostituzione dell’RPE con il proof-of-concept inizialmente accettato 8,9,10,11,12,13,14,15. Le cellule RPE (RPE) vengono solitamente consegnate nello spazio sottoretinico sotto forma di sospensione cellulare, foglio cellulare autoportante o monostrato cellulare supportato da un vettore artificiale 3,16,17,18,19,20,21. L’iniezione di una sospensione cellulare è il metodo più semplice, ma la condizione compromessa del BM può spesso impedire l’attaccamento delle cellule trapiantate. Ciò può comportare un errato orientamento apicobasale degli RPE e la mancata formazione di un monostrato22,23. Il vantaggio principale degli altri due metodi (cioè un foglio cellulare autoportante e un monostrato cellulare supportato da un substrato artificiale) è che le cellule sono già in uno stato monostrato differenziato quando impiantate direttamente nello spazio sottoretinico24.
Molte tecniche chirurgiche che descrivono la consegna di portatori cellulari nello spazio sottoretinico sono state pubblicate negli ultimi anni 8,9,10,11,12,13,14,15. Questi studi hanno descritto l’uso di modelli animali con grandi occhi, i tipi di vettori cellulari, l’uso di colture cellulari trapiantate, gli strumenti di impianto, nonché le tecniche chirurgiche, e gli autori si sono concentrati principalmente sui risultati dell’impianto sottoretinico. Nel 2015, Popelka et al. hanno riportato l’uso di una membrana polimerica elettrofilata ultrasottile supportata da telaio per il trapianto di RPE negli occhi del cadavere suino8. La tecnica chirurgica qui descritta con l’impianto sottoretinico del supporto cellulare ha permesso una manipolazione relativamente precisa del supporto e un facile posizionamento dell’impalcatura nello spazio sottoretinico. Kozak et al. hanno valutato la fattibilità della tecnica di consegna di un vettore con una dimensione approssimativa di 2 mm x 5 mm in occhi suini9. Il design unico del supporto cellulare ha permesso il suo corretto posizionamento, impedendo al monostrato cellulare di piegarsi e raggrinzire6. Al-Nawaiseh et al. hanno presentato per la prima volta linee guida dettagliate passo-passo per l’impianto di scaffold sottoretinici nei conigli25. Stanzel et al. hanno poi pubblicato un protocollo simile nel 2019 per il trapianto in piccoli roditori, conigli, maiali e primati non umani26. Come pubblicato in precedenza, il trapianto di un monostrato RPE differenziato e polarizzato su un supporto solido ha comportato una migliore sopravvivenza e una migliore integrazione dell’innesto rispetto ad altre tecniche di consegna (Supplementary File 1)27.
Lo scopo di qualsiasi studio preclinico su animali eseguito in vivo è quello di rivelare i vari aspetti dell’impianto sottoretinico transvitreale chirurgico di un vettore cellulare con particolare attenzione alla sicurezza della procedura, alla sopravvivenza delle cellule trapiantate, alla risposta tissutale alle manovre sottoretiniche e agli esiti postoperatori a breve e lungo termine. L’uso di occhi suini come modello animale con occhi grandi è stato segnalato per essere rilevante in termini di portata dei dati ottenuti, che potrebbero essere utili e potenzialmente applicabili agli esseri umani10,11,14. Il nostro studio riporta la tecnica chirurgica utilizzata per l’impianto sottoretinico in vivo di un vettore cellulare in un modello animale di grande occhio. Presentiamo una descrizione dettagliata dei preparati preoperatori, la tecnica chirurgica di impianto del supporto cellulare sottoretinico e la cura postoperatoria degli occhi del maialino sulla base della nostra esperienza negli ultimi 8 anni. Descriviamo i principi chirurgici di base che possono essere utilizzati per studi sperimentali in vivo che coinvolgono l’impianto di diversi tipi di cellule e vettori cellulari.
Modello animale di grandi dimensioni
La mandria sperimentale di maialini Liběchov è stata fondata importando cinque animali dal ceppo Hormel dagli Stati Uniti nel 1967. Questi animali sono stati incrociati per studi sui gruppi sanguigni suini con diverse altre razze o ceppi: Landrace, Large White, Cornwall, maiali vietnamiti e maiali in miniatura di origine Göttingen28,29. A 5 mesi di età e circa 20 kg di peso corporeo (BW), i maialini raggiungono la maturità sessuale. La sopravvivenza delle razze parentali minipig (Hormel e Göttingen) è riportata in 12-20 anni. L’impianto sottoretinico del vettore cellulare colpisce la porzione centrale della retina. La retina dei maialini manca di macula e fovea. Tuttavia, ha regioni di fotorecettori conici altamente concentrati chiamati area centralis e striature visive30,31. Queste regioni sono responsabili della massima acuità visiva.
Gli interventi chirurgici sono stati eseguiti da quattro chirurghi vitreoretinici esperti con l’assistenza di un assistente chirurgico esperto (TA). Prima degli esperimenti in vivo , i chirurghi sono stati istruiti e hanno ottenuto conoscenze speciali sull’anatomia dell’occhio di minimaiale, come ad esempio per quanto riguarda il rapporto inferiore tra lente e volume vitreo, la lunghezza assiale più corta (15-19 mm), l’assenza della membrana di Bowman nella cornea, il volume vitreo più piccolo (2,8-3,2 ml), l’assenza della macula e della fovea, l’assenza dell’anello di Zinn e il diametro del disco ottico (verticale/orizzontale: 1,5 mm/2,1 mm). In tutti i casi, l’intervento chirurgico è stato eseguito in anestesia generale in una sala operatoria appositamente organizzata con l’implementazione di misure asettiche e antisettiche standard.
L’impianto sottoretinico di cellule RPE con origini diverse è una tendenza molto promettente nella ricerca oculare per il trattamento delle malattie degenerative della retina, come AMD 3,4,8,9,10,11,12,13,14,15,25 . L’idea principale di questo approccio è quella di sostituire gli RPE danneggiati con RPE sani coltivati ex vivo (Supplementary File 1)44,45,46,47,48. L’uso di vettori cellulari per trapiantare le cellule RPE coltivate rappresenta l’approccio più ragionevole, poiché le membrane porose mantengono lo strato cellulare RPE polarizzato nel corretto orientamento rispetto allo strato fotosensoriale.
Modello animale ottimale
Un passo fondamentale nello sviluppo di tali approcci terapeutici è l’uso del modello animale ottimale49. In passato sono stati utilizzati modelli animali piccoli e grandi, tra cui conigli, cani, maiali e primati non umani 8,9,10,11,12,13,14,15,27,29. In questo articolo, proponiamo l’uso del modello minipig di Liběchov e descriviamo le fasi preoperatorie, chirurgiche e postoperatorie che consentono una robusta efficacia del trapianto. Il maialino Liběchov è stato originariamente allevato circa 20 anni fa ed è stato frequentemente utilizzato nella ricerca biomedica nel campo delle malattie neurodegenerative, come il morbo di Parkinson e la malattia di Huntington 29,50. Poiché il maiale possiede un cervello relativamente grande con un apporto di sangue e una risposta immunologica simili a quelli degli esseri umani, è stato utilizzato come modello animale per esperimenti di trapianto allogenico anche 51,52,53,54. Anche se la retina dei maialini non possiede una macula e una fovea simili a quelle umane, contiene l’area centralis e le striature visive, che sono regioni della retina con un’alta concentrazione di fotorecettori dei coni30. Le dimensioni simili all’occhio umano, la presenza di una retina centrale arricchita di coni, il sistema immunitario ben descritto e la presenza di metodi per valutare la morfologia e la funzione post-operatoria sono argomenti importanti per l’uso di questo grande modello animale nello studio presentato.
Procedura chirurgica
Per quanto ne sappiamo, non esistono tecniche chirurgiche standardizzate e ampiamente accettate per il trapianto vitreorenico di cellule RPE su vettori. Uno dei problemi chiave della terapia di sostituzione cellulare è la tecnica chirurgica impegnativa che ha un rischio di complicanze intraoperatorie e postoperatorie legate al distacco della retina, all’ipotonia, al sanguinamento episcolerale, coroideale e / o retinico e all’elevata turbolenza intraoculare, che può portare a danni all’impalcatura. Postoperatorio, esiste il rischio di vitreoretinopatia proliferativa, endoftalmite, ipotonia, distacco di retina e formazione di cataratta 4,10,13,14,15.
I primi studi sugli approcci che utilizzano vettori cellulari sono stati condotti in conigli bastardi di cincillà13,16,25. Anche se questi animali rappresentano un piccolo modello animale, i risultati incentrati sugli aspetti tecnici della chirurgia sono stati cruciali nello sviluppo delle procedure in modelli animali di grandi dimensioni e sono, quindi, riassunti di seguito.
Inizialmente è stata utilizzata una cannula per infusione da 23 G su misura con due porte laterali per reindirizzare la corrente a getto, che ha contribuito a risolvere il collasso del bleb e il conseguente distacco di retina13. Nel presente studio, non abbiamo notato alcun collasso del bleb. La possibile ragione di ciò potrebbe essere la maggiore dimensione del bulbo oculare e le prestazioni della vitrectomia centrale con vitreo risparmiato alla periferia nel sito di infusione della cannula, che potrebbe ridurre la forza della corrente a getto diretta.
Le difficoltà durante l’espulsione del supporto cellulare dallo strumento erano un altro ostacolo intraoperatorio nei piccoli modelli animali, che sono stati classificati come “intrappolati con lo strumento”. Inoltre, gli autori hanno suggerito che il vitreo residuo sulla superficie retinica potrebbe causare un “salto” all’indietro del vettore fuori dall’orifizio della retinotomia dopo l’impianto. Questo problema può essere risolto con una vitrectomia enzimatica, che consente un’espulsione regolare e continua del vettore cellulare nello spazio sottoretinico. Nella maggior parte dei casi, gli autori hanno riposizionato il vettore per ottenere una posizione più distante dell’impianto lontano dalla retinotomia. Nella nostra serie di casi, abbiamo anche sperimentato una situazione in cui il vettore cellulare rimaneva attaccato alla punta dell’iniettore. Tuttavia, ciò è stato gestito da una manipolazione lenta e delicata del tubo luminoso e della punta dell’iniettore. Non abbiamo osservato alcun vitreo residuo nel sito di retinotomia in nessuno dei nostri casi. L’uso di PPV assistiti da TA-negli interventi chirurgici può essere suggerito come metodo per ridurre il rischio di vitreo residuo attaccato. Può essere necessaria una colorazione multipla con TA per rimuovere completamente il vitreo sovrastante.
In un altro studio, i risultati dell’impianto sottoretinico di cellule staminali RPE umane cresciute come monostrato cellulare polarizzato su una membrana di poliestere sono stati riportati24. Durante gli esperimenti, è stata utilizzata la stessa tecnica chirurgica descritta in precedenza13, ma è stato applicato un approccio PPV a due porte. Infine, successivamente è stato pubblicato un protocollo passo-passo per l’impianto sottoretinico della chirurgia del vettore cellulare nei conigli25. Questo studio presenta una descrizione molto dettagliata e facilmente ripetibile della procedura chirurgica, comprese le cure preoperatorie e postoperatorie, che si basano anche sull’esperienza precedente.
Durante l’uso di modelli animali di grandi dimensioni negli studi successivi, sono state affrontate non solo questioni tecniche, ma anche domande riguardanti la reazione immunitaria alle cellule trapiantate, nonché problemi relativi alle dimensioni del vettore cellulare. Uno studio su scimmie cynomolgus (Macaca fascicularis) ha descritto i risultati dell’impianto sottoretinico di monostrati RPE derivati da cellule staminali umane15. Tutti gli animali sono stati sottoposti a immunosoppressione sistemica, che consisteva in sirolimus (dose di carico di 2 mg, dose giornaliera di 1 mg) e tetraciclina (7,5 mg/kg– p.c.) a partire da 7 giorni prima dell’intervento e per 3 mesi dopo l’intervento. La procedura chirurgica è stata eseguita secondo i protocolli descritti in precedenza24,25. Gli autori hanno utilizzato un approccio PPV a tre porte da 25 G con illuminazione endoscopica del lampadario. È importante sottolineare che è stato utilizzato un PVD assistito da TA per escludere l’adesione vitreoretinica residua sulla retina posteriore. In aggiunta alla procedura originariamente descritta, gli autori hanno rimosso lo strato RPE ospite nell’area del futuro impianto utilizzando uno strumento ad anello estensibile su misura da 20 G.
Nel nostro studio minipig, abbiamo anche usato l’immunosoppressione sistemica. Tuttavia, il tipo di immunosoppressione differiva da quello sopra descritto. Abbiamo somministrato un’iniezione sottocutanea di microsfere polimeriche a rilascio di tacrolimo come deposito alla dose di 0,25 mg / kg di peso corporeo per ostacolare il rigetto dell’innesto cellulare e le reazioni infiammatorie. Non abbiamo rimosso lo strato cellulare RPE ospite durante l’intervento chirurgico, poiché il nostro obiettivo principale era quello di analizzare la sicurezza della procedura e la vitalità delle cellule impiantate, ma non la loro integrazione nella retina ospite.
In precedenza, la sicurezza e la fattibilità dell’impianto sottoretinico di un monostrato di RPE derivati da hESC su una membrana submicronica parylene-C pieghevole non degradabile supportata da mesh (6,25 mm x 3,5 mm, 0,4 μm di spessore) è stata valutata in 14 minipig femmine dello Yucatan10. Dopo la coltivazione, le cellule sono state seminate su una membrana supportata da maglie. L’immunosoppressione è stata eseguita utilizzando la somministrazione sistemica di tacrolimus (nessun regime e dose indicati) e iniezioni intravitreali di 0,7 mg di un impianto di desametasone alla fine dell’intervento. PPV è stato eseguito con un approccio 20 G. Gli autori hanno utilizzato un’iniezione intravitreale di triamcinolone acetonide per una migliore visualizzazione del corpo vitreo. La grande sclerotomia aveva dimensioni comprese tra 2 e 3 mm. Dopo l’iniezione sottoretinica, la retina è stata appiattita con un’iniezione temporanea di liquido perfluorocarbonico. Dopo lo scambio fluido-aria, è stato eseguito un tamponamento con olio di silicone (1.000/5.000 cSt). Le cure postoperatorie includevano l’applicazione oculare di desametasone/neomicina/polimixina B unguento 1 settimana dopo l’intervento. Gli autori hanno riportato un tasso di successo del 91% (cioè un impianto sottoretinico efficiente e sufficienti dati di imaging postoperatorio). Nel nostro studio, l’iniezione intravitreale di cristalli di TA è stata utilizzata intraoperatoriamente e principalmente per visualizzare il corpo vitreo. Tuttavia, l’azione immunosoppressiva locale di questo farmaco rimane poco chiara. I vettori cellulari nanofibrosi utilizzati nel nostro studio erano 5,2 mm x 2,1 mm e 3,7 μm di spessore, con dimensioni dei pori di 0,4 μm. Durante l’intervento, abbiamo eseguito FAX diretto invece di iniettare liquido perfluorocarbonico. Il nostro tasso di successo chirurgico (93,1%) era coerente e leggermente migliore di quello di Koss et al.10.
Il trapianto sottoretinico di portatori cellulari completamente degradabili (scaffold) per l’impianto sottoretinico è stato studiato per la prima volta nel 2019 nei suini dello Yorkshire14. Lo studio si è concentrato principalmente sulle caratteristiche biodegradabili degli impianti di idrogel di fibrina. Gli autori hanno notato che l’immunosoppressione aggressiva utilizzata sui suini domestici potrebbe inibire una reazione infiammatoria locale potenzialmente causata durante la biodegradazione degli impianti di idrogel di fibrina. Tuttavia, non hanno specificato la terapia immunosoppressiva utilizzata nei suini. Durante la PPV, hanno eseguito una sclerotomia lunga 3,6 mm per l’inserimento del dispositivo di impianto sottoretinico parallelo e circa 3,5 mm posteriore al limbus. Inoltre, hanno utilizzato un sistema di iniezione pneumatico che mira a ridurre l’instabilità del posizionamento della mano causata dalla manipolazione delle dita. Nella nostra serie di casi, tutte le sclerotomie erano da 2,5 mm a 3,0 mm dal limbus. La grande sclerotomia per l’inserimento dell’iniettore era lunga 3 mm. L’iniettore di impianto utilizzato nel nostro studio è stato azionato a mano. Un cauterizzazione approfondita della pars plana del corpo ciliare e un taglio sufficiente all’interno della grande sclerotomia sembrano essere cruciali per evitare complicanze intraoperatorie come il distacco iatrogeno della retina periferica, il sanguinamento e la perdita dell’impianto.
In sintesi, descriviamo l’uso del modello minipig di Liběchov per il trapianto di cellule RPE su vettori biodegradabili come opzione di trattamento per le malattie retiniche ereditarie e acquisite. Le somiglianze nell’anatomia e nella fisiologia dell’occhio, nonché per quanto riguarda il sistema immunitario, ci permettono di sviluppare e migliorare le tecniche chirurgiche e la strumentazione per l’impianto sottoretinico delle cellule, che possono essere facilmente trasferite al trattamento dei disturbi dell’occhio umano. È importante assicurare che gli interventi chirurgici sui maialini vengano eseguiti utilizzando la stessa strumentazione (compresi gli strumenti di consegna dell’impianto) quando utilizzati negli interventi chirurgici umani, facilitando così l’applicazione dell’esperienza acquisita e del know-how agli esseri umani. Modelli animali alternativi con grande occhio con presenza di un’area maculare, come i primati non umani, potrebbero essere utili per il follow-up e l’analisi dei cambiamenti anatomici e funzionali dopo l’impianto sottoretinico nell’area retinica centrale. La descrizione dettagliata delle procedure di cura preoperatoria, chirurgica e postoperatoria sarà utile per studi futuri aumentando la generazione di dati efficienti e standardizzati.
The authors have nothing to disclose.
Il progetto è stato sostenuto dalla Czech Science Foundation (numero di progetto 18-04393S) e dalla Norway Grants and Technology Agency della Repubblica ceca (programma KAPPA, numero di progetto TO01000107).
Technical equipment | |||
Wato EX-65 with a Mindray iMEC10 | Mindray, Shenzhen, China | Wato Ex-65 | anesthesia machine |
R-Evolution CR | Optikon, Rome, Italy | R-Evolution CR | phacoemulsifier/vitrectome |
Green laser Merilas 532α | Meridian, Thun, Switzerland | Merilas 532α | ophthalmic green laser |
Microscope Hi-R NEO 900A | Haag-Streit Surgical, Wedel, Germany) | Hi-R NEO 900A | ophthalmic surgery microscope |
Camera Sony PMW-10MD | Sony, Tokyo, Japan | PMW-10MD | full HD medical 2-piece |
Non-contact vitreoretinal surgical system MERLIN BIOM | Volk, Mentor, OH, USA | MERLIN BIOM | BIOM |
Steam sterilizer | Tuttnauer Europe B.V., Breda, NL | 3870 HSG | sterilizer |
iCam100 | Optovue, Fremont, CA, USA | iCAM100 | funduscamera |
iVue OCT100-2 | Optovue, Fremont, CA, USA | iVue OCT100-2 | OCT |
Microsurgical instruments and devices | |||
Cook Eye Speculum | Katena, New Jersey, US | K1-5403 | 15mm blades |
Ophthalmology surgical drape | Hylyard, Alpharetta, Georgie, USA | 79304 | 132 x 142cm |
Disposable Two step vitrectomy system. (23 gauge/ 0.6 mm) | DORC, Zuidland, Netherlands | 1272.ED06 | |
Infusion line for 23G / 0.6 mm infusion cannula | DORC, Zuidland, Netherlands | 1279.P | |
knife 2.75mm, IQ Geometry Tm Slit Knife Angled, Bevel Up | Surgical Specialties Corporation, Reading, USA | 72-2761G | |
Extendible 41G subretinal injection needle. (23 gauge / 0.6 mm) | DORC, Zuidland, Netherlands | 1270.EXT | |
Omnifix 3ml Luer Lock Solo siringe | BBraun, Melsungen, Germany | 4617022V | 3ml |
1ml soft-inject Tuberculin | Henke Sass Wolf, Tuttlingen, Germany | 5010.200V0 | 1ml |
8-0 Coated Vicryl | Ethicon, Puerto Rico, USA | J409G | |
Purified Silicone Oil (in syringe) 10 ml | (FCI, Paris, France) | S5.7170 | 1000cSt |
Pinnacle 360 Morris Vertical Scissors 23Ga | Synergetics, O'Fallon, USA | 10.24.23PIN | 23Ga |
Revolution DSP 23Ga ILM forceps | Alcon, Geneva, Switzerland | 706.44 | Griesharber revolution |
23ga Straight Laser Probe | Synergetics, O’Fallon, USA | 55.21.23 | |
FCI Protect 2.0% | FCI Ophthalmics, Paris, France | S5.9100 | viscoelastic |
DK Westcott style Stitch Scissors, Curve | Duckworth & Kent, Hertfordshire, England | 1-501 | Curve |
Pierse Notched Forceps, 0,3mm Straigh | Duckworth & Kent, Hertfordshire, England | 2-100-1E | 0,3mm straigh |
DK Harms-Tubingen Straight Tying Forceps | Duckworth & Kent, Hertfordshire, England | 2-504E | 6mm |
DK Needle Holder, Straigh | Duckworth & Kent, Hertfordshire, England | 3-201 | 9mm straigh |
Medications and solutions | |||
Unitropic 1% gtt. | UNIMED PHARMA spol. s r.o., Bratislava, Slovak republic | tropicamidum 10 mg/ml | eye drops |
Diprophos | Merck Sharp & Dohme B.V., Haarlem, Netherlands | betamethasonum 7 mg/ml | 1ml |
Alcon BSS Irrigation Solution | Alcon, Geneva, Switzerland | balance salt solution (BSS) | 500ml |
Betaisodona | Mundipharma, Cambridge, United Kingdom | povidon-Iodine 1g/10ml | 30ml |
Depo-medrol 120mg | Pfizer, New Yourk, USA | methylprednisolon | 5ml/200mg |
Shotapen | Virbac Carros Cedex, France | benzylpenicillin, dihydrostreptomycin | 250ml |
Flunixin a.u.v. | Norbrook, Newry, Northern Ireland | flunixinum 50,0 mg | 250ml |
Tramal 100MG/2ML | Stada Arzneimittel AG, Bad Vilbel, Deutschland | tramadol | 2ml |
Zoletil 100 | Virbac Carros Cedex, France | tiletamine, zolazepam | 100mg |
Narkeran 10 | Vetoquinol, Magny-Vernois, France | ketamin | 2ml |
Rometar 20mg/ml | Spofa pharmaceutica, Prague, Czech republic | xylazinum | 20mg |
Braunol 75mg/g | B.Braun medical, Prague, Czech republic | povidone iodine | 75mg/g |
Propofol 1% MCT/LCT | Fresenius Kabi, Bad Homburg, Deutschland | propofol | 10mg/1ml |
Isoflurane 100% Inhalation vapour, liquid | Piramal Critical Care Limited, West Drayton, United Kingdom | isoflurane | 100% |
Benoxi gtt. 4mg/1ml | Unimed pharma, Bratislava, Slovakia | oxybuprakaine | 10ml |
Neosynephrin POS 10% gtt. | Ursapharm , Saarbrücken, Deutschland | fenylefrin chloride | 10ml |
Ophthalmo-framykoin 1X5GM | Zentiva a.s., Prague, Czech republic | bacitracin zinc/hydrocortisone acetate/hydrocortisoneacetate/neomycin sulfate | 5mg |
Floxal ung. | Dr. Gerhard Mann Chem.-Pharm. Fabrik, Berlin, Germany | ofloxacin | 0.30% |
Eficur inj. | Hipra, Amer, Spain | ceftiofurum hydrochloridum | 50mg / 1ml |
Draxxin | Zoetis Inc., New Jersey, USA | tulathromycinum | 100mg / 1ml |
Tramal | Stada Arzneimittel AG, Bad Vilbel, Deutschland | tramadoli hydrochloridum | 100mg / 2ml |
Xylapan | Vetoquinol, Magny-Vernois, France | xylazinum | 0.4 mg/kg |
Proparacaine hydrochlorid ophthalmic solution 0,5% | Bausch&Lomb Incorporated Tampa, FL, USA | Proparacaine hydrochlorid | 0.50% |
Prograf | Astellas Pharma, Deerfield, Illinois, USA | Tacrolimus powder | 1mg |
Cell carrier, cultivated cells cultures, and implantation injector | |||
Falcon Cell Culture Inserts | Corning Inc., Kenneburg, ME, USA | 353103 | |
TrypLE Express Enzyme (1X) | Thermo Fisher Scientific, MA, USA | 12604021 | |
DMEM/F-12 | Thermo Fisher Scientific, MA, USA | 11320033 | |
Biolaminin 521 LN (LN521) | BioLamina, Sundbyberg, Sweden | LN521-02 | |
GlutaMAX Supplement | Thermo Fisher Scientific, MA, USA | 35050061 | |
2-Mercaptoethanol | Thermo Fisher Scientific, MA, USA | J66742.0B | |
Penicillin-Streptomycin | Sigma-Aldrich, San Luis, Mi, USA | P4333 | |
CRALBP | Novus Biologicals, Abingdon, UK | NB100-74392 | |
Alexa Fluor 488 | Thermo Fisher Scientific, Germany | 21202 |