השתלה תת-רשתית של אפיתל פיגמנטי ברשתית (RPE) היא אחת הגישות המבטיחות ביותר לטיפול במחלות רשתית ניווניות. עם זאת, הביצועים של מחקרים פרה-קליניים על מודלים של בעלי חיים בעלי עיניים גדולות נותרו מאתגרים. דו”ח זה מציג הנחיות להשתלה תת-רשתית של RPE על נשא תאים במיני-חזירים.
הפרעות ניווניות של הרשתית (כולל ניוון מקולרי הקשור לגיל), שמקורן בעיקר בשכבת האפיתל הפיגמנטי ברשתית (RPE) או בתוכה, מובילות לחוסר ארגון מתקדם של אנטומיה ברשתית ולהידרדרות בתפקוד הראייה. החלפת תאי RPE פגומים (RPEs) בתאי RPE בתרבית חוץ גופית באמצעות נשא תאים תת-רשתית הראתה פוטנציאל לביסוס מחדש של המבנה האנטומי של שכבות הרשתית החיצוניות ולכן נחקרת עוד יותר. כאן, אנו מציגים את העקרונות של טכניקה כירורגית המאפשרת השתלה תת רשתית יעילה של נשא תאים עם RPE מתורבת לתוך minipigs. הניתוחים בוצעו בהרדמה כללית וכללו כריתת PCV סטנדרטית של שלוש יציאות פארס פלנה ויטרקטומיה (PPV), מריחה תת-רשתית של תמיסת מלח מאוזנת (BSS), רטינוטומיה בקוטר 2.7 מ”מ, השתלת נשא תאים ננו-סיבי בחלל התת-רשתית באמצעות סקלרוטומיה נוספת של 3.0 מ”מ, חילופי נוזל-אוויר (FAX), טמפונדה של שמן סיליקון וסגירת כל הטקלרוטומיות. גישה כירורגית זו שימשה ב-29 ניתוחים (18 בעלי חיים) במהלך 8 השנים האחרונות עם שיעור הצלחה של 93.1%. אימות אנטומי של המיקום הכירורגי בוצע באמצעות הדמיה in vivo fundus (צילום פונדוס וטומוגרפיה קוהרנטית אופטית). השלבים הכירורגיים המומלצים להשתלה תת-רשתית של RPE על נשא בעיני מיני-חזיר יכולים לשמש במחקרים פרה-קליניים עתידיים באמצעות מודלים של בעלי חיים בעלי עיניים גדולות.
ניוון מקולרי תלוי גיל (AMD) נחשב הגורם העיקרי לאובדן ראייה מרכזי במדינות מפותחות והוא אחד ממצבים רבים הקשורים לתפקוד לקוי של אפיתל פיגמנטי ברשתית (RPE) 1,2. ה-RPE נמצא על הממברנה של ברוך (BM) הממוקמת בבסיס ומספק את התחזוקה הדרושה לפוטורצפטורים. הניוון המתקדם של שכבת RPE הוא סימן ההיכר של הצורה האטרופית המוקדמת של AMD, והוא מלווה גם את הפיתוח של הצורה האקסודטיבית המאוחרת של AMD. למרות ההתקדמות הרבה בטיפול במחלות רשתית, פיתוח שיטת טיפול יעילה נותר מאתגר3. אחת השיטות המבטיחות היא החלפת RPE באמצעות שכבת RPE בתרבית חוץ גופית. טיפול זה קשור להתקדמות במחקר תאי גזע באמצעות RPE הנגזר מתאי גזע עובריים אנושיים (hESC-RPE) ו- RPE המושרה מתאי גזע פלוריפוטנטיים (iPSC-RPE) 3,4,5,6,7. בשנים האחרונות, קבוצות מחקר רבות התמקדו בפיתוח גישות שונות להחלפת RPE עם הוכחת ההיתכנות המקובלת בתחילה 8,9,10,11,12,13,14,15. תאי RPE (RPEs) מועברים בדרך כלל לחלל התת-רשתית בצורה של תרחיף תאים, יריעת תאים התומכת בעצמה, או חד-שכבה של תא הנתמכת על ידי נשא מלאכותי 3,16,17,18,19,20,21. הזרקת השעיית תאים היא השיטה הקלה ביותר, אך מצבו הנפגע של BM יכול לעתים קרובות למנוע את התקשרות התאים המושתלים. זה יכול לגרום לכיוון אפיקובזאלי שגוי של RPEs וכישלון ליצור monolayer22,23. היתרון העיקרי של שתי השיטות האחרות (כלומר, יריעת תאים התומכת בעצמה וחד-שכבה של תאים הנתמכת על ידי מצע מלאכותי) הוא שהתאים כבר נמצאים במצב חד-שכבתי ממוין כאשר הם מושתלים ישירות בחלל התת רשתית24.
טכניקות כירורגיות רבות המתארות העברת נשאי תאים לחלל התת-רשתית פורסמו בשנים האחרונות 8,9,10,11,12,13,14,15. מחקרים אלה תיארו את השימוש במודלים של בעלי חיים בעלי עיניים גדולות, את סוגי נשאי התאים, את השימוש בתרביות תאים מושתלות, את מכשירי ההשתלה, כמו גם את טכניקות הניתוח, והמחברים התמקדו בעיקר בתוצאות של השתלה תת-רשתית. בשנת 2015, Popelka et al. דיווחו על שימוש בקרום פולימרי אולטרה-דק אולטרה-דק הנתמך על ידי מסגרת להשתלת RPEs לתוך עיני גופה חזיריות8. הטכניקה הניתוחית שתוארה כאן עם השתלה תת-רשתית של נשא התא אפשרה טיפול מדויק יחסית בנשא ומיקום קל של הפיגום בחלל התת רשתית. Kozak et al. העריכו את ההיתכנות של טכניקת המסירה של מוביל עם גודל משוער של 2 מ”מ x 5 מ”מ בעיניים חזיריות9. העיצוב הייחודי של מנשא התאים איפשר את מיקומו הנכון, ומנע מהמונושכבה התאית להתקפל ולהתקמט6. Al-Nawaiseh et al. הציגו לראשונה הנחיות מפורטות שלב אחר שלב להשתלת פיגומים תת-רשתית בארנבים25. שטנצל ועמיתיו פרסמו פרוטוקול דומה בשנת 2019 להשתלה במכרסמים קטנים, ארנבות, חזירים ופרימטים לא אנושיים26. כפי שפורסם בעבר, השתלת שכבה חד-שכבתית RPE מובחנת ומקוטבת על נשא מוצק הביאה לשיפור ההישרדות ולאינטגרציה טובה יותר של השתל בהשוואה לטכניקות מסירה אחרות (קובץ משלים 1)27.
המטרה של כל מחקר פרה-קליני בבעלי חיים המבוצע in vivo היא לחשוף את ההיבטים השונים של השתלה תת-רשתית טרנסוויטריאלית כירורגית של נשא תאים תוך התמקדות בבטיחות ההליך, הישרדות התאים המושתלים, תגובת הרקמה לתמרונים התת-רשתיים והתוצאות קצרות וארוכות הטווח לאחר הניתוח. השימוש בעיניים חזיריות כמודל של בעלי חיים בעלי עיניים גדולות דווח כרלוונטי מבחינת היקף הנתונים המתקבלים, אשר יכולים להיות שימושיים ועשויים להיות ישימים לבני אדם10,11,14. המחקר שלנו מדווח על הטכניקה הכירורגית המשמשת להשתלה תת-רשתית in vivo של נשא תאים במודל של בעלי חיים בעלי עיניים גדולות. אנו מציגים תיאור מפורט של ההכנות לפני הניתוח, הטכניקה הכירורגית של השתלת נשאות תאים תת-רשתית, והטיפול לאחר הניתוח בעיניים הזעירות בהתבסס על ניסיוננו במהלך 8 השנים האחרונות. אנו מתארים את העקרונות הכירורגיים הבסיסיים שניתן להשתמש בהם במחקרי in vivo הכוללים השתלה של סוגים שונים של תאים ונשאי תאים.
מודל בעלי חיים גדולים
עדר הניסויים של מיני חזירי ליבחוב נוסד על ידי ייבוא חמישה בעלי חיים מזן הורמל מארה”ב בשנת 1967. בעלי חיים אלה הוכלאו לצורך מחקרים בקבוצות דם חזיריות עם מספר גזעים או זנים אחרים: Landrace, Large White, Cornwall, Vietnamese Piggs וחזירים מיניאטוריים ממוצא גטינגן28,29. בגיל 5 חודשים ומשקל גוף של כ-20 ק”ג (BW), המיני-חזירים מגיעים לבגרות מינית. הישרדותם של גזעי המיני-חזירים ההורים (הורמל וגטינגן) מדווחת על 12-20 שנה. ההשתלה התת-רשתית של נשא התא מכוונת לחלק המרכזי של הרשתית. הרשתית של המיני-חזירים חסרה מקולה ופוביה. עם זאת, יש לו אזורים של פוטורצפטורים חרוטים מרוכזים מאוד הנקראים אזור centralis ופסים חזותיים30,31. אזורים אלה אחראים לחדות הראייה הגבוהה ביותר.
הניתוחים בוצעו על ידי ארבעה מנתחי זגוגית מנוסים בסיוע עוזר כירורגי מנוסה (TA). לפני ניסויי in vivo למדו המנתחים ורכשו ידע מיוחד באנטומיה של עין המיני-חזיר, כגון לגבי היחס הנמוך בין העדשה לנפח הזגוגית, אורך הציר הקצר יותר (15-19 מ”מ), היעדר קרום באומן בקרנית, נפח הזגוגית הקטן יותר (2.8-3.2 מ”ל), היעדר המקולה והגומה המרכזית, היעדר ביטול צין, וקוטר הדיסק האופטי (אנכי/אופקי: 1.5 מ”מ/2.1 מ”מ). בכל המקרים, הניתוח בוצע בהרדמה כללית בחדר ניתוח מאורגן במיוחד עם יישום אמצעים אספטיים וחיטוי סטנדרטיים.
השתלה תת-רשתית של תאי RPE ממקורות שונים היא מגמה מבטיחה מאוד בחקר העיניים לטיפול בהפרעות ניווניות ברשתית, כגון AMD 3,4,8,9,10,11,12,13,14,15,25 . הרעיון המרכזי של גישה זו הוא להחליף את RPE פגום עם RPEs בריאים תרבית ex vivo (קובץ משלים 1)44,45,46,47,48. השימוש בנשאי תאים להשתלת תאי RPE מתורבתים מייצג את הגישה הסבירה ביותר, שכן הממברנות הנקבוביות שומרות על שכבת תאי RPE המקוטבת בכיוון הנכון ביחס לשכבה הפוטו-חושית.
מודל אופטימלי לבעלי חיים
שלב קריטי בפיתוח גישות טיפול כאלה הוא השימוש במודל החייתי האופטימלי49. בעבר נעשה שימוש במודלים של בעלי חיים קטנים וגדולים, כולל ארנבות, כלבים, חזירים ופרימטים לא אנושיים 8,9,10,11,12,13,14,15,27,29. במאמר זה, אנו מציעים את השימוש במודל Liběchov minipig ומתארים את השלבים לפני הניתוח, הניתוח ולאחר הניתוח המאפשרים יעילות השתלה איתנה. המיני-חזיר Liběchov גודל במקור לפני כ -20 שנה ונמצא בשימוש תכוף במחקר ביו-רפואי בתחום מחלות נוירודגנרטיביות, כגון פרקינסון ומחלת הנטינגטון29,50. מכיוון שלחזיר יש מוח גדול יחסית עם אספקת דם ותגובה חיסונית דומה לאלה שבבני אדם, הוא שימש כמודל בבעלי חיים גם לניסויי השתלות אלוגניות51,52,53,54. אף על פי שהרשתית של המיני-חזירים אינה בעלת מקולה וגומה דמוית אדם, היא מכילה את האזור המרכזי ואת הפסים החזותיים, שהם אזורים ברשתית עם ריכוז גבוה של פוטורצפטורים חרוטים30. הגודל הדומה לעין האנושית, נוכחותה של רשתית מרכזית מועשרת בחרוטים, מערכת החיסון המתוארת היטב, ונוכחותן של שיטות להערכת המורפולוגיה והתפקוד לאחר הניתוח הם טיעונים חשובים לשימוש במודל בעלי חיים גדול זה במחקר המוצג.
הליך כירורגי
למיטב ידיעתנו, אין טכניקות כירורגיות סטנדרטיות ומקובלות להשתלת זגוגית של תאי RPE על נשאים. אחד הנושאים המרכזיים של טיפול בתחליפי תאים הוא הטכניקה הכירורגית המאתגרת שיש בה סיכון לסיבוכים תוך ניתוחיים ואחרי ניתוח הקשורים להיפרדות רשתית, היפוטוניה, דימום אפיסקלרלי, כורואידי ו / או רשתית, ומערבולות תוך עיניות גבוהות, שעלולות להוביל לנזק לפיגומים. לאחר הניתוח, קיים סיכון של vitreoretinopathy שגשוג, אנדופתלמיטיס, hypotony, היפרדות רשתית, היווצרות קטרקט 4,10,13,14,15.
המחקרים הראשונים על גישות באמצעות נשאי תאים בוצעו בארנבים ממזרים צ’ינצ’ילה13,16,25. למרות שבעלי חיים אלה מייצגים מודל של בעלי חיים קטנים, התוצאות המתמקדות בהיבטים הטכניים של הניתוח היו מכריעות בפיתוח ההליכים במודלים של בעלי חיים גדולים ולכן מסוכמות להלן.
צינורית עירוי 23 G בהתאמה אישית שימשה בתחילה עם שתי יציאות צדדיות על מנת להפנות מחדש את זרם הסילון, מה שעזר לפתור את קריסת ה- bleb וכתוצאה מכך ניתוק רשתית13. במחקר הנוכחי לא שמנו לב לקריסה כזו של הבלב. הסיבה האפשרית לכך יכולה להיות הגודל הגדול יותר של גלגל העין והביצועים של ויטרקטומיית הליבה עם זגוגית חסכנית בשוליים באתר עירוי הצינורית, מה שיכול להפחית את הכוח של זרם הסילון המכוון.
קשיים במהלך הוצאת המוביל של התא מהמכשיר היו מכשול תוך ניתוחי נוסף במודלים של בעלי חיים קטנים, אשר סווגו כ”לכודים עם המכשיר”. בנוסף, החוקרים הציעו כי שאריות הזגוגית על פני הרשתית עלולות לגרום ל”קפיצה” לאחור של הנשא אל מחוץ לפתח הרטינוטומיה לאחר ההשתלה. בעיה זו ניתנת לפתרון באמצעות ויטרקטומיה בסיוע אנזים, המאפשרת פליטה חלקה ורציפה של נשא התא לחלל התת רשתית. ברוב המקרים, המחברים מיקמו מחדש את הנשא כדי להשיג מיקום מרוחק יותר של השתל הרחק מרטינוטומיה. גם בסדרת המקרים שלנו חווינו מצב שבו המוביל הסלולרי נשאר מחובר לקצה המזרק. עם זאת, זה נוהל על ידי מניפולציה איטית ועדינה של צינור האור ואת קצה המזרק. לא ראינו שום שאריות זגוגית באתר של רטינוטומיה באף אחד מהמקרים שלנו. ניתן להציע את השימוש ב- PPV בסיוע ת”א בניתוחים כשיטה להפחתת הסיכון לזגוגית מחוברת שיורית. ייתכן שיהיה צורך בכתמים מרובים עם TA כדי להסיר את הזגוגית שמעל לחלוטין.
במחקר אחר, דווחו תוצאות של השתלה תת-רשתית של תאי גזע RPE אנושיים שגדלו כחד-שכבה תאית מקוטבת על קרום פוליאסטר24. במהלך הניסויים, אותה טכניקה כירורגית שתוארה קודם לכן שימשה13, אך יושמה גישת PPV בעלת שתי יציאות. לבסוף, פרוטוקול שלב אחר שלב להשתלה תת-רשתית של ניתוח נשאות תאים בארנבים פורסם לאחר מכן25. מחקר זה מציג תיאור מפורט מאוד וקל לחזור על עצמו של ההליך הכירורגי, כולל טיפול לפני הניתוח ולאחר הניתוח, המבוססים גם על ניסיון קודם.
במהלך השימוש במודלים של בעלי חיים גדולים במחקרים הבאים, לא רק שאלות טכניות טופלו אלא גם שאלות לגבי התגובה החיסונית לתאים המושתלים, כמו גם בעיות הקשורות לגודל נשא התא. מחקר שהשתמש בקופי צינומולגוס (Macaca fascicularis) תיאר את תוצאות ההשתלה התת-רשתית של מונושכבות RPE15 שמקורן בתאי גזע אנושיים. כל בעלי החיים עברו דיכוי חיסוני סיסטמי, שכלל סירולימוס (מינון העמסה של 2 מ”ג, מינון יומי של 1 מ”ג) וטטרציקלין (7.5 מ”ג/ק”ג-BW) החל מ-7 ימים לפני הניתוח ונמשך 3 חודשים לאחר הניתוח. ההליך הכירורגי בוצע על פי פרוטוקולים שתוארו קודם לכן24,25. המחברים השתמשו בגישת PPV של 25 G עם שלוש יציאות עם תאורת אנדו-תאורה של נברשת. חשוב לציין, PVD בסיוע TA שימש כדי לשלול הידבקות שיורית של הזגוגית על הרשתית האחורית. כתוספת להליך המתואר במקור, המחברים הסירו את שכבת RPE המארחת באזור ההשתלה העתידית באמצעות מכשיר לולאה ניתנת להרחבה בהתאמה אישית של 20 G.
במחקר המיני-חזיר שלנו השתמשנו גם בדיכוי חיסוני מערכתי. עם זאת, סוג הדיכוי החיסוני היה שונה מזה שתואר לעיל. נתנו זריקה תת-עורית של מיקרוספרות פולימריות פולטות טקרולימוס כמחסן במינון של 0.25 מ”ג/ק”ג BW כדי לעכב דחיית שתלי תאים ותגובות דלקתיות. לא הסרנו את שכבת תאי RPE המאכסן במהלך הניתוח, מכיוון שמטרתנו העיקרית הייתה לנתח את בטיחות ההליך ואת הכדאיות של התאים המושתלים, אך לא את שילובם ברשתית המארחת.
בעבר, הבטיחות וההיתכנות של השתלה תת-רשתית של שכבה חד-שכבתית של RPE שמקורו ב-hESC על קרום תת-מיקרוני פרילן-C תת-מיקרוני מתקפל שאינו מתכלה (6.25 מ”מ x 3.5 מ”מ, 0.4 מיקרומטר עובי) הוערך ב-14 נקבות מיני-חזירות יוקטן10. לאחר הגידול, התאים נזרעו על קרום נתמך רשת. דיכוי חיסוני בוצע באמצעות מתן סיסטמי של tacrolimus (לא משטר ומינון מצוין) וזריקות intravitreal של 0.7 מ”ג של שתל dexamethasone בסוף הניתוח. PPV בוצע בגישה של 20 G. המחברים השתמשו בהזרקה תוך ויטריאלית של אצטוניד triamcinolone להדמיה טובה יותר של גוף הזגוגית. גודל הסקלוטומיה הגדולה היה 2 מ”מ עד 3 מ”מ. לאחר ההזרקה התת-רשתית, הרשתית שוטחה בהזרקה זמנית של נוזל פרפלואורופחמן. לאחר חילופי נוזל-אוויר, טמפונדה שמן סיליקון (1,000/5,000 cSt) בוצע. הטיפול לאחר הניתוח כלל מריחה עינית של משחת דקסמתזון/נאומיצין/פולימיקסין B שבוע לאחר הניתוח. המחברים דיווחו על שיעור הצלחה של 91% (כלומר, השתלה תת-רשתית יעילה ונתוני הדמיה מספקים לאחר הניתוח). במחקר שלנו, הזרקה תוך ויטריאלית של גבישי TA שימשה תוך ניתוחית ובעיקר כדי לדמיין את גוף הזגוגית. עם זאת, הפעולה החיסונית המקומית של תרופה זו נותרה לא ברורה. נשאי התאים הננו-סיביים ששימשו במחקר שלנו היו בגודל 5.2 מ”מ x 2.1 מ”מ ועובי 3.7 מיקרומטר, עם גודל נקבוביות של 0.4 מיקרומטר. במהלך הניתוח ביצענו פקס ישיר במקום הזרקת נוזל פרפלואורופחמן. שיעור ההצלחה הניתוחית שלנו (93.1%) היה עקבי ומעט טוב יותר מזה של Koss et al.10.
השתלת תת-רשתית של נשאי תאים מתכלים לחלוטין (פיגומים) להשתלה תת-רשתית נחקרה לראשונה בשנת 2019 בחזירי יורקשייר14. המחקר התמקד בעיקר במאפיינים המתכלים של שתלי פיברין הידרוג’ל. החוקרים ציינו כי הדיכוי החיסוני האגרסיבי המשמש את חזירי הבית יכול לעכב תגובה דלקתית מקומית שעלולה להיגרם במהלך פירוק ביולוגי של שתלי פיברין הידרוג’ל. עם זאת, הם לא ציינו את הטיפול החיסוני המשמש את החזירים. במהלך PPV הם ביצעו סקלרוטומיה באורך 3.6 מ”מ להחדרת מכשיר ההשתלה התת רשתית במקביל ובערך 3.5 מ”מ אחורי ללימבוס. בנוסף, הם השתמשו במערכת הזרקה פנאומטית שמטרתה להפחית את חוסר היציבות של מיקום היד הנגרם על ידי מניפולציה באצבע. במקרה שלנו, כל הטרשת הייתה במרחק של 2.5 מ”מ עד 3.0 מ”מ מהלימבוס. אורך הסקלוטומיה הגדולה להחדרת המזרק היה 3 מ”מ. מזרק ההשתלה ששימש במחקר שלנו הופעל ביד. נראה כי צריבה יסודית של pars plana של הגוף הריסי וחתך מספיק בתוך הסקלרוטומיה הגדולה חיוניים למניעת סיבוכים תוך ניתוחיים כגון היפרדות רשתית היקפית יאטרוגנית, דימום ואובדן השתל.
לסיכום, אנו מתארים את השימוש במודל Liběchov minipig להשתלת תאי RPE על נשאים מתכלים כאפשרות טיפול במחלות רשתית תורשתיות ונרכשות. קווי דמיון באנטומיה ובפיזיולוגיה של העין, כמו גם לגבי המערכת החיסונית, מאפשרים לנו לפתח ולשפר את הטכניקות הכירורגיות ואת המכשור להשתלה תת רשתית של תאים, אשר ניתן להעביר בקלות לטיפול בהפרעות עיניים אנושיות. חשוב לוודא כי ניתוחים במיני-חזירים מבוצעים באמצעות אותו מכשור (כולל כלים להעברת השתלות) כאשר הם משמשים בניתוחים אנושיים, ובכך להקל על יישום הניסיון והידע שנצברו לבני אדם. מודלים חלופיים של בעלי חיים גדולים עם נוכחות של אזור מקולרי, כגון פרימטים שאינם אנושיים, יכולים להיות שימושיים למעקב וניתוח של השינויים האנטומיים והתפקודיים לאחר השתלה תת-רשתית באזור הרשתית המרכזית. התיאור המפורט של הליכי הטיפול לפני הניתוח, הניתוח ולאחר הניתוח יהיה שימושי למחקרים עתידיים על ידי הגברת ייצור נתונים יעיל וסטנדרטי.
The authors have nothing to disclose.
הפרויקט נתמך על ידי קרן המדע הצ’כית (פרויקט מספר 18-04393S) והסוכנות הנורבגית למענקים וטכנולוגיה של הרפובליקה הצ’כית (תוכנית KAPPA, מספר פרויקט TO01000107).
Technical equipment | |||
Wato EX-65 with a Mindray iMEC10 | Mindray, Shenzhen, China | Wato Ex-65 | anesthesia machine |
R-Evolution CR | Optikon, Rome, Italy | R-Evolution CR | phacoemulsifier/vitrectome |
Green laser Merilas 532α | Meridian, Thun, Switzerland | Merilas 532α | ophthalmic green laser |
Microscope Hi-R NEO 900A | Haag-Streit Surgical, Wedel, Germany) | Hi-R NEO 900A | ophthalmic surgery microscope |
Camera Sony PMW-10MD | Sony, Tokyo, Japan | PMW-10MD | full HD medical 2-piece |
Non-contact vitreoretinal surgical system MERLIN BIOM | Volk, Mentor, OH, USA | MERLIN BIOM | BIOM |
Steam sterilizer | Tuttnauer Europe B.V., Breda, NL | 3870 HSG | sterilizer |
iCam100 | Optovue, Fremont, CA, USA | iCAM100 | funduscamera |
iVue OCT100-2 | Optovue, Fremont, CA, USA | iVue OCT100-2 | OCT |
Microsurgical instruments and devices | |||
Cook Eye Speculum | Katena, New Jersey, US | K1-5403 | 15mm blades |
Ophthalmology surgical drape | Hylyard, Alpharetta, Georgie, USA | 79304 | 132 x 142cm |
Disposable Two step vitrectomy system. (23 gauge/ 0.6 mm) | DORC, Zuidland, Netherlands | 1272.ED06 | |
Infusion line for 23G / 0.6 mm infusion cannula | DORC, Zuidland, Netherlands | 1279.P | |
knife 2.75mm, IQ Geometry Tm Slit Knife Angled, Bevel Up | Surgical Specialties Corporation, Reading, USA | 72-2761G | |
Extendible 41G subretinal injection needle. (23 gauge / 0.6 mm) | DORC, Zuidland, Netherlands | 1270.EXT | |
Omnifix 3ml Luer Lock Solo siringe | BBraun, Melsungen, Germany | 4617022V | 3ml |
1ml soft-inject Tuberculin | Henke Sass Wolf, Tuttlingen, Germany | 5010.200V0 | 1ml |
8-0 Coated Vicryl | Ethicon, Puerto Rico, USA | J409G | |
Purified Silicone Oil (in syringe) 10 ml | (FCI, Paris, France) | S5.7170 | 1000cSt |
Pinnacle 360 Morris Vertical Scissors 23Ga | Synergetics, O'Fallon, USA | 10.24.23PIN | 23Ga |
Revolution DSP 23Ga ILM forceps | Alcon, Geneva, Switzerland | 706.44 | Griesharber revolution |
23ga Straight Laser Probe | Synergetics, O’Fallon, USA | 55.21.23 | |
FCI Protect 2.0% | FCI Ophthalmics, Paris, France | S5.9100 | viscoelastic |
DK Westcott style Stitch Scissors, Curve | Duckworth & Kent, Hertfordshire, England | 1-501 | Curve |
Pierse Notched Forceps, 0,3mm Straigh | Duckworth & Kent, Hertfordshire, England | 2-100-1E | 0,3mm straigh |
DK Harms-Tubingen Straight Tying Forceps | Duckworth & Kent, Hertfordshire, England | 2-504E | 6mm |
DK Needle Holder, Straigh | Duckworth & Kent, Hertfordshire, England | 3-201 | 9mm straigh |
Medications and solutions | |||
Unitropic 1% gtt. | UNIMED PHARMA spol. s r.o., Bratislava, Slovak republic | tropicamidum 10 mg/ml | eye drops |
Diprophos | Merck Sharp & Dohme B.V., Haarlem, Netherlands | betamethasonum 7 mg/ml | 1ml |
Alcon BSS Irrigation Solution | Alcon, Geneva, Switzerland | balance salt solution (BSS) | 500ml |
Betaisodona | Mundipharma, Cambridge, United Kingdom | povidon-Iodine 1g/10ml | 30ml |
Depo-medrol 120mg | Pfizer, New Yourk, USA | methylprednisolon | 5ml/200mg |
Shotapen | Virbac Carros Cedex, France | benzylpenicillin, dihydrostreptomycin | 250ml |
Flunixin a.u.v. | Norbrook, Newry, Northern Ireland | flunixinum 50,0 mg | 250ml |
Tramal 100MG/2ML | Stada Arzneimittel AG, Bad Vilbel, Deutschland | tramadol | 2ml |
Zoletil 100 | Virbac Carros Cedex, France | tiletamine, zolazepam | 100mg |
Narkeran 10 | Vetoquinol, Magny-Vernois, France | ketamin | 2ml |
Rometar 20mg/ml | Spofa pharmaceutica, Prague, Czech republic | xylazinum | 20mg |
Braunol 75mg/g | B.Braun medical, Prague, Czech republic | povidone iodine | 75mg/g |
Propofol 1% MCT/LCT | Fresenius Kabi, Bad Homburg, Deutschland | propofol | 10mg/1ml |
Isoflurane 100% Inhalation vapour, liquid | Piramal Critical Care Limited, West Drayton, United Kingdom | isoflurane | 100% |
Benoxi gtt. 4mg/1ml | Unimed pharma, Bratislava, Slovakia | oxybuprakaine | 10ml |
Neosynephrin POS 10% gtt. | Ursapharm , Saarbrücken, Deutschland | fenylefrin chloride | 10ml |
Ophthalmo-framykoin 1X5GM | Zentiva a.s., Prague, Czech republic | bacitracin zinc/hydrocortisone acetate/hydrocortisoneacetate/neomycin sulfate | 5mg |
Floxal ung. | Dr. Gerhard Mann Chem.-Pharm. Fabrik, Berlin, Germany | ofloxacin | 0.30% |
Eficur inj. | Hipra, Amer, Spain | ceftiofurum hydrochloridum | 50mg / 1ml |
Draxxin | Zoetis Inc., New Jersey, USA | tulathromycinum | 100mg / 1ml |
Tramal | Stada Arzneimittel AG, Bad Vilbel, Deutschland | tramadoli hydrochloridum | 100mg / 2ml |
Xylapan | Vetoquinol, Magny-Vernois, France | xylazinum | 0.4 mg/kg |
Proparacaine hydrochlorid ophthalmic solution 0,5% | Bausch&Lomb Incorporated Tampa, FL, USA | Proparacaine hydrochlorid | 0.50% |
Prograf | Astellas Pharma, Deerfield, Illinois, USA | Tacrolimus powder | 1mg |
Cell carrier, cultivated cells cultures, and implantation injector | |||
Falcon Cell Culture Inserts | Corning Inc., Kenneburg, ME, USA | 353103 | |
TrypLE Express Enzyme (1X) | Thermo Fisher Scientific, MA, USA | 12604021 | |
DMEM/F-12 | Thermo Fisher Scientific, MA, USA | 11320033 | |
Biolaminin 521 LN (LN521) | BioLamina, Sundbyberg, Sweden | LN521-02 | |
GlutaMAX Supplement | Thermo Fisher Scientific, MA, USA | 35050061 | |
2-Mercaptoethanol | Thermo Fisher Scientific, MA, USA | J66742.0B | |
Penicillin-Streptomycin | Sigma-Aldrich, San Luis, Mi, USA | P4333 | |
CRALBP | Novus Biologicals, Abingdon, UK | NB100-74392 | |
Alexa Fluor 488 | Thermo Fisher Scientific, Germany | 21202 |