L’implantation sous-rétinienne de l’épithélium pigmenté rétinien (EPR) est l’une des approches les plus prometteuses pour le traitement des maladies dégénératives de la rétine. Cependant, la réalisation d’études précliniques sur des modèles animaux à grands yeux reste difficile. Ce rapport présente des lignes directrices pour la transplantation sous-rétinienne d’EPR sur un support cellulaire chez des miniporcs.
Les troubles dégénératifs de la rétine (y compris la dégénérescence maculaire liée à l’âge), qui proviennent principalement de la couche épithéliale pigmentée rétinienne (EPR) ou de celle-ci, entraînent une désorganisation progressive de l’anatomie rétinienne et une détérioration de la fonction visuelle. La substitution des cellules EPR endommagées (EPR) par des cellules EPR en culture in vitro à l’aide d’un transporteur cellulaire sous-rétinien a montré un potentiel de rétablissement de la structure anatomique des couches rétiniennes externes et fait donc l’objet d’études plus approfondies. Ici, nous présentons les principes d’une technique chirurgicale qui permet la transplantation sous-rétinienne efficace d’un porteur cellulaire avec des EPR cultivés chez des miniporcs. Les chirurgies ont été effectuées sous anesthésie générale et comprenaient une vitrectomie normale à trois ports pars plana (PPV) à trois orifices épargnant la lentille, l’application sous-rétinienne d’une solution saline équilibrée (BSS), une rétinotomie de 2,7 mm, l’implantation d’un transporteur cellulaire nanofibreux dans l’espace sous-rétinien par une sclérotomie supplémentaire de 3,0 mm, un échange fluide-air (FAX), une tamponnade à l’huile de silicone et la fermeture de toutes les sclérotomies. Cette approche chirurgicale a été utilisée dans 29 chirurgies (18 animaux) au cours des 8 dernières années avec un taux de réussite de 93,1%. La vérification anatomique de la mise en place chirurgicale a été réalisée à l’aide de l’imagerie du fond d’œil in vivo (photographie du fond d’œil et tomographie par cohérence optique). Les étapes chirurgicales recommandées pour l’implantation sous-rétinienne d’EPR sur un porteur dans des yeux de miniporc peuvent être utilisées dans de futures études précliniques utilisant des modèles animaux à grands yeux.
La dégénérescence maculaire liée à l’âge (DMLA) est considérée comme la principale cause de perte de vision centrale dans les pays développés et est l’une des nombreuses affections liées au dysfonctionnement de l’épithélium pigmenté rétinien (EPR) 1,2. L’EPR se trouve sur la membrane de Bruch (BM) située à la base et fournit l’entretien nécessaire aux photorécepteurs. La dégénérescence progressive de la couche RPE est une caractéristique de la forme atrophique précoce de la DMLA, et elle accompagne également le développement de la forme exsudative tardive de la DMLA. Malgré de nombreux progrès dans le traitement des maladies de la rétine, le développement d’une modalité de traitement efficace reste difficile3. L’une des méthodes prometteuses est le remplacement de l’EPR à l’aide d’une couche d’EPR cultivée in vitro. Ce traitement est associé aux progrès de la recherche sur les cellules souches utilisant l’EPR dérivée de cellules souches embryonnaires humaines (CSE-EPh) et l’EPR induite dérivée de cellules souches pluripotentes (iPSC-RPE)3,4,5,6,7. Au cours des dernières années, de nombreux groupes de recherche se sont concentrés sur le développement de différentes approches pour le remplacement de l’EPR avec la preuve de concept initialement acceptée 8,9,10,11,12,13,14,15. Les cellules EPR (EPR) sont généralement délivrées dans l’espace sous-rétinien sous la forme d’une suspension cellulaire, d’une feuille cellulaire autoportante ou d’une monocouche cellulaire soutenue par un support artificiel 3,16,17,18,19,20,21. L’injection d’une suspension cellulaire est la méthode la plus simple, mais l’état compromis du BM peut souvent empêcher la fixation des cellules transplantées. Cela peut entraîner une orientation apicobasale incorrecte des EPR et l’échec de la formation d’une monocouche22,23. Le principal avantage des deux autres méthodes (c’est-à-dire une feuille cellulaire autoportante et une monocouche cellulaire soutenue par un substrat artificiel) est que les cellules sont déjà dans un état monocouche différencié lorsqu’elles sont implantées directement dans l’espace sous-rétinien24.
De nombreuses techniques chirurgicales décrivant l’administration de porteurs cellulaires dans l’espace sous-rétinien ont été publiées ces dernières années 8,9,10,11,12,13,14,15. Ces études décrivaient l’utilisation de modèles animaux à gros yeux, les types de porteurs cellulaires, l’utilisation de cultures cellulaires transplantées, les instruments d’implantation, ainsi que les techniques chirurgicales, et les auteurs se sont concentrés principalement sur les résultats de l’implantation sous-rétinienne. En 2015, Popelka et al. ont signalé l’utilisation d’une membrane polymère électrofilée ultramince supportée par cadre pour la transplantation d’EPR dans les yeux de cadavres porcins8. La technique chirurgicale décrite ici avec implantation sous-rétinienne du porteur cellulaire a permis une manipulation relativement précise du porteur et un positionnement facile de l’échafaudage dans l’espace sous-rétinien. Kozak et al. ont évalué la faisabilité de la technique d’administration d’un support d’une taille approximative de 2 mm x 5 mm dans les yeux du porc9. La conception unique du support cellulaire a permis son placement correct, empêchant la monocouche cellulaire de se plier et de se froisser6. Al-Nawaiseh et al. ont d’abord présenté des lignes directrices détaillées étape par étape pour l’implantation d’échafaudages sous-rétiniens chez le lapin25. Stanzel et al. ont ensuite publié un protocole similaire en 2019 pour la transplantation chez les petits rongeurs, les lapins, les porcs et les primates non humains26. Comme publié précédemment, la transplantation d’une monocouche d’EPR différenciée et polarisée sur un porteur solide a permis d’améliorer la survie et la meilleure intégration du greffon par rapport à d’autres techniques d’administration (dossier supplémentaire 1)27.
Le but de toute étude préclinique sur les animaux réalisée in vivo est de révéler les différents aspects de l’implantation sous-rétinienne transvitréenne chirurgicale d’un porteur cellulaire en mettant l’accent sur la sécurité de la procédure, la survie des cellules transplantées, la réponse tissulaire aux manœuvres sous-rétiniennes et les résultats postopératoires à court et à long terme. L’utilisation des yeux de porc comme modèle animal à grands yeux a été jugée pertinente en termes de portée des données obtenues, qui pourraient être utiles et potentiellement applicables aux humains10,11,14. Notre étude rapporte la technique chirurgicale utilisée pour l’implantation sous-rétinienne in vivo d’un porteur cellulaire dans un modèle animal à grands yeux. Nous présentons une description détaillée des préparations préopératoires, de la technique chirurgicale d’implantation de porteurs cellulaires sous-rétiniens et des soins postopératoires des yeux de miniporc basée sur notre expérience au cours des 8 dernières années. Nous décrivons les principes chirurgicaux de base qui peuvent être utilisés pour des études expérimentales in vivo impliquant l’implantation de différents types de cellules et de transporteurs cellulaires.
Grand modèle animal
Le troupeau expérimental de miniporcs Liběchov a été fondé en important cinq animaux de la souche Hormel des États-Unis en 1967. Ces animaux ont été croisés pour des études de groupes sanguins porcins avec plusieurs autres races ou souches: Landrace, Large White, Cornwall, porcs vietnamiens et porcs miniatures d’origine Göttingen28,29. À l’âge de 5 mois et à environ 20 kg de poids corporel (PC), les miniporcs atteignent la maturité sexuelle. La survie des races parentales de miniporcs (Hormel et Göttingen) serait de 12 à 20 ans. L’implantation sous-rétinienne du transporteur cellulaire cible la partie centrale de la rétine. La rétine des miniporcs manque de macula et de fovéa. Cependant, il a des régions de photorécepteurs coniques très concentrés appelés la zone centralis et des stries visuelles30,31. Ces régions sont responsables de l’acuité visuelle la plus élevée.
Les chirurgies ont été effectuées par quatre chirurgiens vitréo-rétiniens expérimentés avec l’aide d’un assistant expérimenté en établissement chirurgical (TA). Avant les expériences in vivo , les chirurgiens ont été formés et ont acquis des connaissances particulières sur l’anatomie des yeux de miniporc, telles que le rapport plus faible entre le cristallin et le volume vitreux, la longueur axiale plus courte (15-19 mm), l’absence de membrane de Bowman dans la cornée, le plus petit volume vitré (2,8-3,2 mL), l’absence de la macula et de la fovéa, l’absence de l’anneau de Zinn et le diamètre du disque optique (vertical/horizontal : 1,5 mm/2,1 mm). Dans tous les cas, la chirurgie a été réalisée sous anesthésie générale dans une salle d’opération spécialement organisée avec la mise en œuvre de mesures aseptiques et antiseptiques standard.
L’implantation sous-rétinienne de cellules EPR d’origines différentes est une tendance très prometteuse dans la recherche oculaire pour le traitement des troubles dégénératifs rétiniens, tels que la DMLA 3,4,8,9,10,11,12,13,14,15,25 . L’idée principale de cette approche est de remplacer les EPR endommagés par des EPR sains cultivés ex vivo (Dossier supplémentaire 1)44,45,46,47,48. L’utilisation de porteurs cellulaires pour transplanter les cellules RPE cultivées représente l’approche la plus raisonnable, puisque les membranes poreuses maintiennent la couche cellulaire RPE polarisée dans la bonne orientation par rapport à la couche photosensorielle.
Modèle animal optimal
Une étape cruciale dans le développement de telles approches de traitement est l’utilisation du modèle animal optimal49. Dans le passé, des modèles animaux de petite et de grande taille ont été utilisés, y compris des lapins, des chiens, des porcs et des primates non humains 8,9,10,11,12,13,14,15,27,29. Dans cet article, nous proposons l’utilisation du modèle de miniporc Liběchov et décrivons les étapes préopératoires, chirurgicales et postopératoires qui permettent une efficacité de transplantation robuste. Le miniporc Liběchov a été élevé à l’origine il y a environ 20 ans et a été fréquemment utilisé dans la recherche biomédicale dans le domaine des maladies neurodégénératives, telles que la maladie de Parkinson et la maladie de Huntington29,50. Étant donné que le porc possède un cerveau relativement gros avec un apport sanguin et une réponse immunologique similaires à ceux des humains, il a également été utilisé comme modèle animal pour des expériences de transplantation allogénique51,52,53,54. Même si la rétine des miniporcs ne possède pas de macula et de fovéa de type humain, elle contient la zone centrale et les stries visuelles, qui sont des régions de la rétine avec une forte concentration de photorécepteurs coniques30. La taille similaire à l’œil humain, la présence d’une rétine centrale enrichie en cônes, le système immunitaire bien décrit et la présence de méthodes pour évaluer la morphologie et la fonction post-opératoire sont des arguments importants pour l’utilisation de ce grand modèle animal dans l’étude présentée.
Intervention chirurgicale
À notre connaissance, il n’existe pas de techniques chirurgicales normalisées et largement acceptées pour la transplantation vitréo-rétinienne de cellules EPR sur des porteurs. L’un des principaux problèmes de la thérapie de remplacement cellulaire est la technique chirurgicale difficile qui présente un risque de complications peropératoires et postopératoires liées au décollement de la rétine, à l’hypotonie, aux saignements épiscléraux, choroïdiens et / ou rétiniens et à une turbulence intraoculaire élevée, ce qui peut entraîner des dommages à l’échafaudage. En postopératoire, il existe un risque de vitréorétinopathie proliférative, d’endophtalmie, d’hypotonie, de décollement de la rétine et de formation de cataracte 4,10,13,14,15.
Les premières études sur les approches utilisant des porteurs cellulaires ont été réalisées chez des lapins bâtards chinchilla13,16,25. Même si ces animaux représentent un modèle de petit animal, les résultats axés sur les aspects techniques de la chirurgie ont été cruciaux dans le développement des procédures dans les grands modèles animaux et sont donc résumés ci-dessous.
Une canule de perfusion de 23 G sur mesure a d’abord été utilisée avec deux orifices latéraux afin de rediriger le courant-jet, ce qui a aidé à résoudre l’effondrement du bleb et le décollement de la rétine qui en a résulté13. Dans la présente étude, nous n’avons pas remarqué un tel effondrement du bleb. La raison possible pourrait être la plus grande taille du globe oculaire et la performance de la vitrectomie centrale avec un vitré épargné à la périphérie du site de perfusion de la canule, ce qui pourrait réduire la force du jet d’eau dirigé.
Les difficultés lors de l’éjection du porteur cellulaire de l’instrument étaient un autre obstacle peropératoire dans les modèles de petits animaux, qui ont été classés comme « piégés avec l’instrument ». De plus, les auteurs ont suggéré que le vitré résiduel sur la surface rétinienne pourrait provoquer un « saut » en arrière du porteur hors de l’orifice de rétinotomie après l’implantation. Ce problème peut être résolu par une vitrectomie assistée par enzyme, qui permet une éjection continue et en douceur du transporteur cellulaire dans l’espace sous-rétinien. Dans la majorité des cas, les auteurs ont repositionné le porteur pour obtenir un emplacement plus éloigné de l’implant loin de la rétinotomie. Dans notre série de cas, nous avons également connu une situation dans laquelle le porteur de cellule est resté attaché à l’extrémité de l’injecteur. Cependant, cela a été géré par une manipulation lente et douce du tuyau d’éclairage et de la pointe de l’injecteur. Nous n’avons observé aucun résidu du vitré sur le site de la rétinotomie dans aucun de nos cas. L’utilisation de la VPP assistée par TA dans les chirurgies peut être suggérée comme méthode pour réduire le risque de fixation résiduelle du vitré. Une coloration multiple avec TA peut être nécessaire pour enlever complètement le vitré sus-jacent.
Dans une autre étude, les résultats de l’implantation sous-rétinienne de cellules souches humaines EPR cultivées comme monocouche cellulaire polarisée sur une membrane de polyester ont été rapportés24. Au cours des expériences, la même technique chirurgicale décrite précédemment a été utilisée13, mais une approche PPV à deux ports a été appliquée. Enfin, un protocole étape par étape pour l’implantation sous-rétinienne de la chirurgie des porteurs cellulaires chez le lapin a été publié par la suite25. Cette étude présente une description très détaillée et facilement reproductible de l’intervention chirurgicale, y compris les soins préopératoires et postopératoires, qui sont également basés sur l’expérience antérieure.
Lors de l’utilisation de grands modèles animaux dans des études ultérieures, non seulement des questions techniques ont été abordées, mais aussi des questions concernant la réaction immunitaire aux cellules transplantées, ainsi que des problèmes liés à la taille du porteur cellulaire. Une étude utilisant des singes cynomolgus (Macaca fascicularis) a décrit les résultats de l’implantation sous-rétinienne de monocouches RPE dérivées de cellules souches humaines15. Tous les animaux ont subi une immunosuppression systémique, qui consistait en sirolimus (dose de charge de 2 mg, dose quotidienne de 1 mg) et en tétracycline (7,5 mg/kg p.c.) commençant 7 jours avant la chirurgie et durant 3 mois après la chirurgie. L’intervention chirurgicale a été réalisée selon les protocoles décrits précédemment24,25. Les auteurs ont utilisé une approche PPV à trois ports de 25 G avec endo-éclairage du lustre. Il est important de noter qu’une MVP assistée par TA a été utilisée pour exclure l’adhérence vitréo-rétinienne résiduelle sur la rétine postérieure. En complément de la procédure décrite à l’origine, les auteurs ont retiré la couche RPE hôte dans la zone d’implantation future à l’aide d’un instrument à boucle extensible de 20 G sur mesure.
Dans notre étude sur les miniporcs, nous avons également utilisé l’immunosuppression systémique. Cependant, le type d’immunosuppression différait de celui décrit ci-dessus. Nous avons administré une injection sous-cutanée de microsphères polymères à élution de tacrolimus en dépôt à une dose de 0,25 mg/kg de poids corporel pour empêcher le rejet du greffon cellulaire et les réactions inflammatoires. Nous n’avons pas retiré la couche de cellules EPR de l’hôte pendant la chirurgie, car notre objectif principal était d’analyser la sécurité de la procédure et la viabilité des cellules implantées, mais pas leur intégration dans la rétine hôte.
Auparavant, l’innocuité et la faisabilité de l’implantation sous-rétinienne d’une monocouche d’EPR dérivés de CSEh sur une membrane de parylène-C submicronique pliable non dégradable supportée par un maillage (6,25 mm x 3,5 mm, 0,4 μm d’épaisseur) ont été évaluées chez 14 miniporcs femelles du Yucatán10. Après la culture, les cellules ont été ensemencées sur une membrane supportée par un maillage. L’immunosuppression a été réalisée par l’administration systémique de tacrolimus (aucun schéma et dose indiqués) et des injections intravitréennes de 0,7 mg d’un implant de dexaméthasone à la fin de la chirurgie. La VPP a été réalisée avec une approche de 20 G. Les auteurs ont utilisé une injection intravitréenne d’acétonide de triamcinolone pour une meilleure visualisation du corps vitré. La grande sclérotomie mesurait de 2 mm à 3 mm. Après l’injection sous-rétinienne, la rétine a été aplatie avec une injection temporaire de liquide perfluorocarboné. Après l’échange fluide-air, une tamponnade d’huile de silicone (1 000/5 000 cSt) a été effectuée. Les soins postopératoires comprenaient l’application oculaire de la pommade de dexaméthasone/néomycine/polymyxine B 1 semaine après la chirurgie. Les auteurs ont rapporté un taux de réussite de 91 % (c.-à-d. implantation sous-rétinienne efficace et données d’imagerie postopératoires suffisantes). Dans notre étude, l’injection intravitréenne de cristaux TA a été utilisée en peropératoire et principalement pour visualiser le corps vitré. Cependant, l’action immunosuppressive locale de ce médicament reste incertaine. Les supports cellulaires nanofibreux utilisés dans notre étude étaient de 5,2 mm x 2,1 mm et 3,7 μm d’épaisseur, avec des tailles de pores de 0,4 μm. Pendant la chirurgie, nous avons effectué un FAX direct au lieu d’injecter du liquide perfluorocarboné. Notre taux de réussite chirurgicale (93,1 %) était conforme et légèrement supérieur à celui de Koss et coll.10.
La transplantation sous-rétinienne de porteurs cellulaires entièrement dégradables (échafaudage) pour implantation sous-rétinienne a été étudiée pour la première fois en 2019 chez des porcs Yorkshire14. L’étude était principalement axée sur les caractéristiques biodégradables des implants d’hydrogel de fibrine. Les auteurs ont noté que l’immunosuppression agressive utilisée sur les porcs domestiques pourrait inhiber une réaction inflammatoire locale potentiellement causée lors de la biodégradation des implants d’hydrogel de fibrine. Cependant, ils n’ont pas précisé le traitement immunosuppresseur utilisé chez les porcs. Au cours de la VPP, ils ont effectué une sclérotomie de 3,6 mm de long pour l’insertion du dispositif d’implantation sous-rétinienne parallèle et d’environ 3,5 mm postérieur au limbe. De plus, ils ont utilisé un système d’injection pneumatique visant à réduire l’instabilité du placement des mains causée par la manipulation des doigts. Dans notre série de cas, toutes les sclérotomies se trouvaient à 2,5 mm à 3,0 mm du limbe. La grande sclérotomie pour l’insertion de l’injecteur mesurait 3 mm de long. L’injecteur d’implantation utilisé dans notre étude a été actionné à la main. Une cautérisation complète de la pars plana du corps ciliaire et une coupure suffisante à l’intérieur de la grande sclérotomie semblent être cruciales pour éviter les complications peropératoires telles que le décollement périphérique de la rétine iatrogène, les saignements et la perte de l’implant.
En résumé, nous décrivons l’utilisation du modèle de miniporc Liběchov pour la transplantation de cellules EPR sur des porteurs biodégradables comme option de traitement pour les maladies rétiniennes héréditaires et acquises. Les similitudes dans l’anatomie et la physiologie des yeux, ainsi qu’en ce qui concerne le système immunitaire, nous permettent de développer et d’améliorer les techniques chirurgicales et l’instrumentation pour l’implantation sous-rétinienne de cellules, qui peuvent être facilement transférées au traitement des troubles oculaires humains. Il est important de veiller à ce que les chirurgies sur les miniporcs soient effectuées à l’aide des mêmes instruments (y compris les outils d’administration d’implantation) lorsqu’elles sont utilisées dans les chirurgies humaines, facilitant ainsi l’application de l’expérience et du savoir-faire acquis aux humains. D’autres modèles animaux à grands yeux avec la présence d’une région maculaire, tels que les primates non humains, pourraient être utiles pour le suivi et l’analyse des changements anatomiques et fonctionnels après implantation sous-rétinienne dans la région centrale de la rétine. La description détaillée des procédures de soins préopératoires, chirurgicaux et postopératoires sera utile pour les études futures en augmentant la production de données efficaces et normalisées.
The authors have nothing to disclose.
Le projet a été soutenu par la Fondation tchèque pour la science (projet numéro 18-04393S) et l’Agence norvégienne des subventions et de la technologie de la République tchèque (programme KAPPA, numéro de projet TO01000107).
Technical equipment | |||
Wato EX-65 with a Mindray iMEC10 | Mindray, Shenzhen, China | Wato Ex-65 | anesthesia machine |
R-Evolution CR | Optikon, Rome, Italy | R-Evolution CR | phacoemulsifier/vitrectome |
Green laser Merilas 532α | Meridian, Thun, Switzerland | Merilas 532α | ophthalmic green laser |
Microscope Hi-R NEO 900A | Haag-Streit Surgical, Wedel, Germany) | Hi-R NEO 900A | ophthalmic surgery microscope |
Camera Sony PMW-10MD | Sony, Tokyo, Japan | PMW-10MD | full HD medical 2-piece |
Non-contact vitreoretinal surgical system MERLIN BIOM | Volk, Mentor, OH, USA | MERLIN BIOM | BIOM |
Steam sterilizer | Tuttnauer Europe B.V., Breda, NL | 3870 HSG | sterilizer |
iCam100 | Optovue, Fremont, CA, USA | iCAM100 | funduscamera |
iVue OCT100-2 | Optovue, Fremont, CA, USA | iVue OCT100-2 | OCT |
Microsurgical instruments and devices | |||
Cook Eye Speculum | Katena, New Jersey, US | K1-5403 | 15mm blades |
Ophthalmology surgical drape | Hylyard, Alpharetta, Georgie, USA | 79304 | 132 x 142cm |
Disposable Two step vitrectomy system. (23 gauge/ 0.6 mm) | DORC, Zuidland, Netherlands | 1272.ED06 | |
Infusion line for 23G / 0.6 mm infusion cannula | DORC, Zuidland, Netherlands | 1279.P | |
knife 2.75mm, IQ Geometry Tm Slit Knife Angled, Bevel Up | Surgical Specialties Corporation, Reading, USA | 72-2761G | |
Extendible 41G subretinal injection needle. (23 gauge / 0.6 mm) | DORC, Zuidland, Netherlands | 1270.EXT | |
Omnifix 3ml Luer Lock Solo siringe | BBraun, Melsungen, Germany | 4617022V | 3ml |
1ml soft-inject Tuberculin | Henke Sass Wolf, Tuttlingen, Germany | 5010.200V0 | 1ml |
8-0 Coated Vicryl | Ethicon, Puerto Rico, USA | J409G | |
Purified Silicone Oil (in syringe) 10 ml | (FCI, Paris, France) | S5.7170 | 1000cSt |
Pinnacle 360 Morris Vertical Scissors 23Ga | Synergetics, O'Fallon, USA | 10.24.23PIN | 23Ga |
Revolution DSP 23Ga ILM forceps | Alcon, Geneva, Switzerland | 706.44 | Griesharber revolution |
23ga Straight Laser Probe | Synergetics, O’Fallon, USA | 55.21.23 | |
FCI Protect 2.0% | FCI Ophthalmics, Paris, France | S5.9100 | viscoelastic |
DK Westcott style Stitch Scissors, Curve | Duckworth & Kent, Hertfordshire, England | 1-501 | Curve |
Pierse Notched Forceps, 0,3mm Straigh | Duckworth & Kent, Hertfordshire, England | 2-100-1E | 0,3mm straigh |
DK Harms-Tubingen Straight Tying Forceps | Duckworth & Kent, Hertfordshire, England | 2-504E | 6mm |
DK Needle Holder, Straigh | Duckworth & Kent, Hertfordshire, England | 3-201 | 9mm straigh |
Medications and solutions | |||
Unitropic 1% gtt. | UNIMED PHARMA spol. s r.o., Bratislava, Slovak republic | tropicamidum 10 mg/ml | eye drops |
Diprophos | Merck Sharp & Dohme B.V., Haarlem, Netherlands | betamethasonum 7 mg/ml | 1ml |
Alcon BSS Irrigation Solution | Alcon, Geneva, Switzerland | balance salt solution (BSS) | 500ml |
Betaisodona | Mundipharma, Cambridge, United Kingdom | povidon-Iodine 1g/10ml | 30ml |
Depo-medrol 120mg | Pfizer, New Yourk, USA | methylprednisolon | 5ml/200mg |
Shotapen | Virbac Carros Cedex, France | benzylpenicillin, dihydrostreptomycin | 250ml |
Flunixin a.u.v. | Norbrook, Newry, Northern Ireland | flunixinum 50,0 mg | 250ml |
Tramal 100MG/2ML | Stada Arzneimittel AG, Bad Vilbel, Deutschland | tramadol | 2ml |
Zoletil 100 | Virbac Carros Cedex, France | tiletamine, zolazepam | 100mg |
Narkeran 10 | Vetoquinol, Magny-Vernois, France | ketamin | 2ml |
Rometar 20mg/ml | Spofa pharmaceutica, Prague, Czech republic | xylazinum | 20mg |
Braunol 75mg/g | B.Braun medical, Prague, Czech republic | povidone iodine | 75mg/g |
Propofol 1% MCT/LCT | Fresenius Kabi, Bad Homburg, Deutschland | propofol | 10mg/1ml |
Isoflurane 100% Inhalation vapour, liquid | Piramal Critical Care Limited, West Drayton, United Kingdom | isoflurane | 100% |
Benoxi gtt. 4mg/1ml | Unimed pharma, Bratislava, Slovakia | oxybuprakaine | 10ml |
Neosynephrin POS 10% gtt. | Ursapharm , Saarbrücken, Deutschland | fenylefrin chloride | 10ml |
Ophthalmo-framykoin 1X5GM | Zentiva a.s., Prague, Czech republic | bacitracin zinc/hydrocortisone acetate/hydrocortisoneacetate/neomycin sulfate | 5mg |
Floxal ung. | Dr. Gerhard Mann Chem.-Pharm. Fabrik, Berlin, Germany | ofloxacin | 0.30% |
Eficur inj. | Hipra, Amer, Spain | ceftiofurum hydrochloridum | 50mg / 1ml |
Draxxin | Zoetis Inc., New Jersey, USA | tulathromycinum | 100mg / 1ml |
Tramal | Stada Arzneimittel AG, Bad Vilbel, Deutschland | tramadoli hydrochloridum | 100mg / 2ml |
Xylapan | Vetoquinol, Magny-Vernois, France | xylazinum | 0.4 mg/kg |
Proparacaine hydrochlorid ophthalmic solution 0,5% | Bausch&Lomb Incorporated Tampa, FL, USA | Proparacaine hydrochlorid | 0.50% |
Prograf | Astellas Pharma, Deerfield, Illinois, USA | Tacrolimus powder | 1mg |
Cell carrier, cultivated cells cultures, and implantation injector | |||
Falcon Cell Culture Inserts | Corning Inc., Kenneburg, ME, USA | 353103 | |
TrypLE Express Enzyme (1X) | Thermo Fisher Scientific, MA, USA | 12604021 | |
DMEM/F-12 | Thermo Fisher Scientific, MA, USA | 11320033 | |
Biolaminin 521 LN (LN521) | BioLamina, Sundbyberg, Sweden | LN521-02 | |
GlutaMAX Supplement | Thermo Fisher Scientific, MA, USA | 35050061 | |
2-Mercaptoethanol | Thermo Fisher Scientific, MA, USA | J66742.0B | |
Penicillin-Streptomycin | Sigma-Aldrich, San Luis, Mi, USA | P4333 | |
CRALBP | Novus Biologicals, Abingdon, UK | NB100-74392 | |
Alexa Fluor 488 | Thermo Fisher Scientific, Germany | 21202 |