Summary

Stratégies d’inoculation pour infecter les racines des plantes avec des micro-organismes transmis par le sol

Published: March 01, 2022
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Summary

Ce protocole présente un résumé détaillé des stratégies pour inoculer les racines des plantes avec des microbes transmis par le sol. Exemple pour les champignons Verticillium longisporum et Verticillium dahliae, trois systèmes d’infection racinaire différents sont décrits. Les applications potentielles et les analyses en aval possibles sont mises en évidence, et les avantages ou les inconvénients sont discutés pour chaque système.

Abstract

La rhizosphère abrite une communauté microbienne très complexe dans laquelle les racines des plantes sont constamment remises en question. Les racines sont en contact étroit avec une grande variété de micro-organismes, mais les études sur les interactions dans le sol sont encore en retard sur celles effectuées sur les organes en surface. Bien que certaines stratégies d’inoculation pour infecter les plantes modèles avec des agents pathogènes racinaires modèles soient décrites dans la littérature, il reste difficile d’obtenir un aperçu méthodologique complet. Pour résoudre ce problème, trois systèmes d’inoculation racinaire différents sont décrits avec précision qui peuvent être appliqués pour mieux comprendre la biologie des interactions racine-microbe. À titre d’illustration, les espèces de Verticillium (à savoir , V. longisporum et V. dahliae) ont été utilisées comme agents pathogènes modèles envahissant les racines. Cependant, les méthodes peuvent être facilement adaptées à d’autres microbes colonisateurs de racines – à la fois pathogènes et bénéfiques. En colonisant le xylème végétal, les champignons vasculaires transmis par le sol tels que Verticillium spp. présentent un mode de vie unique. Après l’invasion racinaire, ils se propagent par les vaisseaux du xylème par voie acropétale, atteignent la pousse et provoquent des symptômes de la maladie. Trois espèces végétales représentatives ont été choisies comme hôtes modèles : Arabidopsis thaliana, colza économiquement important (Brassica napus) et tomate (Solanum lycopersicum). Des protocoles étape par étape sont donnés. Des résultats représentatifs des tests de pathogénicité, des analyses transcriptionnelles des gènes marqueurs et des confirmations indépendantes par des constructions de rapporteurs sont présentés. En outre, les avantages et les inconvénients de chaque système d’inoculation sont discutés en profondeur. Ces protocoles éprouvés peuvent aider à fournir des approches pour les questions de recherche sur les interactions racine-microbe. Savoir comment les plantes font face aux microbes dans le sol est crucial pour développer de nouvelles stratégies visant à améliorer l’agriculture.

Introduction

Les sols naturels sont habités par un nombre étonnant de microbes qui peuvent être neutres, nocifs ou bénéfiques pour les plantes1. De nombreux agents pathogènes des plantes sont transmis par le sol, entourent les racines et attaquent l’organe souterrain. Ces micro-organismes appartiennent à une grande variété de clades : champignons, oomycètes, bactéries, nématodes, insectes et certains virus 1,2. Une fois que les conditions environnementales favorisent l’infection, les plantes sensibles deviennent malades et les rendements des cultures diminuent. Les effets du changement climatique, tels que le réchauffement de la planète et les conditions météorologiques extrêmes, augmenteront la proportion d’agents pathogènes des plantes transmis par le sol3. Par conséquent, il deviendra de plus en plus important d’étudier ces microbes destructeurs et leur impact sur la production de denrées alimentaires et d’aliments pour animaux, mais aussi sur les écosystèmes naturels. De plus, il y a des mutualistes microbiens dans le sol qui interagissent étroitement avec les racines et favorisent la croissance, le développement et l’immunité des plantes. Lorsqu’elles sont confrontées à des agents pathogènes, les plantes peuvent recruter activement des adversaires spécifiques dans la rhizosphère qui peuvent soutenir la survie de l’hôte en supprimant les agents pathogènes 4,5,6,7. Cependant, les détails mécanistes et les voies impliquées dans les interactions bénéfiques racine-microbe sont souvent encore inconnus6.

Il est donc essentiel d’élargir la compréhension générale des interactions racine-microbe. Des méthodes fiables d’inoculation des racines avec des micro-organismes transmis par le sol sont nécessaires pour effectuer des études de modèles et transférer les résultats à des applications agricoles. Les interactions bénéfiques dans le sol sont étudiées, par exemple, avec Serendipita indica (anciennement connu sous le nom de Piriformospora indica), Rhizobium spp. fixateur d’azote ou champignons mycorhiziens, tandis que les agents pathogènes des plantes connus dans le sol comprennent Ralstonia solanacearum, Phytophthora spp., Fusarium spp. et Verticillium spp.1. Ces deux derniers sont des genres fongiques qui sont répartis dans le monde entier et causent des maladies vasculaires2. Verticillium spp. (Ascomycota) peut infecter des centaines d’espèces végétales – principalement des dicotylédones, y compris des annuelles herbacées, des plantes vivaces ligneuses et de nombreuses plantes cultivées 2,8. Les hyphes de Verticillium pénètrent dans la racine et se développent à la fois intercellulairement et intracellulairement vers le cylindre central pour coloniser les vaisseaux du xylème 2,9. Dans ces vaisseaux, le champignon reste pendant la majeure partie de son cycle de vie. Comme la sève du xylème est pauvre en nutriments et transporte des composés de défense des plantes, le champignon doit s’adapter à cet environnement unique. Ceci est accompli par la sécrétion de protéines liées à la colonisation qui permettent à l’agent pathogène de survivre dans son hôte10,11. Après avoir atteint le système vasculaire racinaire, le champignon peut se propager dans les vaisseaux du xylème par voie acropétale jusqu’au feuillage, ce qui conduit à une colonisation systémique de l’hôte 9,12. À ce stade, la plante est affectée négativement dans la croissance 9,10,13. Par exemple, un retard de croissance et des feuilles jaunes se produisent ainsi qu’une sénescence prématurée 13,14,15,16.

Un membre de ce genre est Verticillium longisporum, qui est très adapté aux hôtes brassicacés, tels que le colza agronomiquement important, le chou-fleur et la plante modèle Arabidopsis thaliana12. Plusieurs études ont combiné V. longisporum et A. thaliana pour obtenir des connaissances approfondies sur les maladies vasculaires transmises par le sol et les réponses de défense racinaire qui en résultent 13,15,16,17. Des tests de susceptibilité simples peuvent être réalisés en utilisant le système modèle V. longisporum / A. thaliana et des ressources génétiques bien établies sont disponibles pour les deux organismes. Étroitement lié à V. longisporum est l’agent pathogène Verticillium dahliae. Bien que les deux espèces fongiques effectuent un style de vie vasculaire et un processus d’invasion similaires, leur efficacité de propagation des racines aux feuilles et les symptômes de la maladie provoquée chez A. thaliana sont différents: alors que V. longisporum induit généralement une sénescence précoce, l’infection à V. dahliae entraîne un flétrissement18. Récemment, un résumé méthodologique a présenté différentes stratégies d’inoculation racinaire pour infecter A. thaliana avec V. longisporum ou V. dahliae, aidant à planifier des configurations expérimentales19. Sur le terrain, V. longisporum cause parfois des dommages importants dans la production de colza12, tandis que V. dahliae a une très large gamme d’hôtes comprenant plusieurs espèces cultivées, telles que la vigne, la pomme de terre et la tomate8. Cela rend les deux agents pathogènes économiquement intéressants à étudier.

Ainsi, les protocoles suivants utilisent à la fois V. longisporum et V. dahliae comme agents pathogènes racines modèles pour illustrer les approches possibles pour les inoculations racinaires. Arabidopsis (Arabidopsis thaliana), colza (Brassica napus) et tomate (Solanum lycopersicum) ont été choisis comme hôtes modèles. Des descriptions détaillées des méthodologies peuvent être trouvées dans le texte ci-dessous et la vidéo qui l’accompagne. Les avantages et les inconvénients de chaque système d’inoculation sont discutés. Dans l’ensemble, cette collection de protocoles peut aider à identifier une méthode appropriée pour des questions de recherche spécifiques dans le contexte des interactions racine-microbe.

Protocol

1. Milieux pour cultures fongiques et systèmes d’inoculation végétale Bouillon liquide de dextrose de pomme de terre (PDB) : Préparer 21 g/L de PDB dans de l’eau ultrapure dans une fiole thermostable. Bouillon liquide de dextrose Czapek (CDB) : Préparer 42 g/L de CDB dans de l’eau ultrapure dans une fiole thermostable. Milieu pour le système d’inoculation de la boîte de Petri : Préparer une fiole thermostable avec 1,5 g/L de milieu Murashige et Skoog (MS) et …

Representative Results

Conformément au protocole, les plantes ont été cultivées et inoculées avec V. longisporum (souche Vl4325) ou V. dahliae (isolat JR218). Divers scénarios ont été conçus pour prouver l’efficacité et mettre en évidence certaines capacités des protocoles donnés. Des résultats représentatifs sont présentés. L’induction expressionnelle des gènes impliqués dans la biosynthèse antimicrobienne indol-gluco…

Discussion

En raison des énormes pertes de rendement causées par les phytopathogènes transmis par le sol1, une amélioration des stratégies agricoles ou des variétés de cultures est nécessaire. La compréhension limitée de la pathogenèse des maladies transmises par le sol entrave le développement de plantes plus résistantes. Les mécanismes pathologiques sous-jacents doivent être explorés, pour lesquels une plate-forme méthodologique robuste est nécessaire. Les procédures d’inoculation rapp…

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Les auteurs remercient Tim Iven et Jaqueline Komorek pour leurs travaux antérieurs sur ces méthodes, le groupe de Wolfgang Dröge-Laser (Département de biologie pharmaceutique, Université de Würzburg, Allemagne) pour avoir fourni l’équipement et les ressources nécessaires à ce travail, et Wolfgang Dröge-Laser ainsi que Philipp Kreisz (tous deux de l’Université de Würzburg) pour la relecture critique du manuscrit. Cette étude a été soutenue par la « Deutsche Forschungsgemeinschaft » (DFG, DR273/15-1,2).

Materials

Agar (Gelrite) Carl Roth Nr. 0039 all systems described require Gelrite
Arabidopsis thaliana wild-type NASC stock Col-0 (N1092)
Autoclave Systec VE-100
BlattFlaeche Datinf GmbH BlattFlaeche software to determine leaf areas
Brassica napus wild-type see Floerl et al., 2008 rapid-cycling rape genome ACaacc
Cefotaxime sodium Duchefa C0111
Chicanery flask 500 mL Duran Group / neoLab E-1090 Erlenmeyer flask with four baffles
Collection tubes 50 mL Sarstedt 62.547.254 114 x 28 mm
Czapek Dextrose Broth medium Duchefa C1714
Digital camera Nikon D3100 18-55 VR
Exsiccator (Desiccator ) Duran Group 200 DN, 5.8 L Seal with lid to hold chlorine gas
Fluorescence Microscope Leica Leica TCS SP5 II
HCl Carl Roth P074.3
KNO3 Carl Roth P021.1 ≥ 99 %
KOH Carl Roth 6751
Leukopor BSN medical GmbH 2454-00 AP non-woven tape 2.5 cm x 9.2 m
MES (2-(N-morpholino)ethanesulfonic acid) Carl Roth 4256.2 Pufferan ≥ 99 %
MgSO4 Carl Roth T888.1 Magnesiumsulfate-Heptahydrate
Murashige & Skoog medium (MS) Duchefa M0222 MS including vitamins
NaClO Carl Roth 9062.1
Percival growth chambers CLF Plant Climatics GmbH AR-66L2
Petri-dishes Sarstedt 82.1473.001 size ØxH: 92 × 16 mm
Plastic cups (500 mL, transparent) Pro-pac, salad boxx 5070 size: 108 × 81 × 102 mm
Pleated cellulose filter Hartenstein FF12 particle retention level 8–12 μm
poly klima growth chamber poly klima GmbH PK 520 WLED
Potato Dextrose Broth medium SIGMA Aldrich P6685 for microbiology
Pots Pöppelmann GmbH TO 7 D or TO 9,5 D Ø 7 cm resp. Ø 9.5 cm
PromMYB51::YFP see Poncini et al., 2017 MYB51 reporter line YFP (i.e. 3xmVenus with NLS)
Reaction tubes 2 mL Sarstedt 72.695.400 PCR Performance tested
Rotary (orbital) shaker Edmund Bühler SM 30 C control
Sand (bird sand) Pet Bistro, Müller Holding 786157
Soil Einheitserde spezial SP Pikier (SP ED 63 P)
Solanum lycopersicum wild-type see Chavarro-Carrero et al., 2021 Type: Moneymaker
Thoma cell counting chamber Marienfeld 642710 depth 0.020 mm; 0.0025 mm2
Ultrapure water (Milli-Q purified water) MERK IQ 7003/7005 water obtained after purification
Verticillium dahliae see Reusche et al., 2014 isolate JR2
Verticillium longisporum Zeise and von Tiedemann, 2002 strain Vl43

References

  1. Mendes, R., Garbeva, P., Raaijmakers, J. M. The rhizosphere microbiome: significance of plant beneficial, plant pathogenic, and human pathogenic microorganisms. FEMS Microbiology Review. 37 (5), 634-663 (2013).
  2. Yadeta, K. A., Thomma, B. P. H. J. The xylem as battleground for plant hosts and vascular wilt pathogens. Frontiers in Plant Science. 4, 97 (2013).
  3. Delgado-Baquerizo, M., et al. The proportion of soil-borne pathogens increases with warming at the global scale. Nature Climate Change. 10 (6), 550-554 (2020).
  4. Berendsen, R. L., et al. Disease-induced assemblage of a plant-beneficial bacterial consortium. The ISME Journal. 12 (6), 1496-1507 (2018).
  5. Yuan, J., et al. Root exudates drive the soil-borne legacy of aboveground pathogen infection. Microbiome. 6 (1), 156 (2018).
  6. Liu, H., et al. Evidence for the plant recruitment of beneficial microbes to suppress soil-borne pathogens. New Phytologist. 229 (5), 2873-2885 (2021).
  7. Wang, H., Liu, R., You, M. P., Barbetti, M. J., Chen, Y. Pathogen biocontrol using plant growth-promoting bacteria (PGPR): role of bacterial diversity. Microorganisms. 9 (9), 1988 (2021).
  8. Inderbitzin, P., Subbarao, K. V. Verticillium systematics and evolution: how confusion impedes Verticillium wilt management and how to resolve it. Phytopathology. 104 (6), 564-574 (2014).
  9. Eynck, C., Koopmann, B., Grunewaldt-Stoecker, G., Karlowsky, P., von Tiedemann, A. Differential interactions of Verticillium longisporum und V. dahliae with Brassica napus with molecular and histological techniques. European Journal of Plant Pathology. 118 (3), 259-274 (2007).
  10. Floerl, S., et al. Defence reactions in the apoplastic proteome of oilseed rape (Brassica napus var. napus) attenuate Verticillium longisporum growth but not disease symptoms. BMC Plant Biology. 8, 129 (2008).
  11. Leonard, M., et al. Verticillium longisporum elicits media-dependent secretome responses with capacity to distinguish between plant-related environments. Frontiers in Microbiology. 11, 1876 (2020).
  12. Depotter, J. R. L., et al. Verticillium longisporum, the invisible threat to oilseed rape and other brassicaceous plant hosts. Molecular Plant Pathology. 17 (7), 1004-1016 (2016).
  13. Fröschel, C., et al. A gain-of-function screen reveals redundant ERF transcription factors providing opportunities for resistance breeding toward the vascular fungal pathogen Verticillium longisporum. Molecular Plant-Microbe Interactions. 32 (9), 1095-1109 (2019).
  14. Zhou, L., Hu, Q., Johansson, A., Dixelius, C. Verticillium longisporum and V. dahliae: infection and disease in Brassica napus. Plant Pathology. 55 (1), 137-144 (2006).
  15. Ralhan, A., et al. The vascular pathogen Verticillium longisporum requires a jasmonic acid-independent COI1 function in roots to elicit disease symptoms in Arabidopsis shoots. Plant Physiology. 159 (3), 1192-1203 (2012).
  16. Reusche, M., et al. Stabilization of cytokinin levels enhances Arabidopsis resistance against Verticillium longisporum. Molecular Plant-Microbe Interactions. 26 (8), 850-860 (2013).
  17. Iven, T., et al. Transcriptional activation and production of tryptophan-derived secondary metabolites in Arabidopsis roots contributes to the defense against the fungal vascular pathogen Verticillium longisporum. Molecular Plant. 5 (6), 1389-1402 (2012).
  18. Reusche, M., et al. Infections with the vascular pathogens Verticillium longisporum and Verticillium dahliae induce distinct disease symptoms and differentially affect drought stress tolerance of Arabidopsis thaliana. Environmental and Experimental Botany. 108, 23-37 (2014).
  19. Fröschel, C. In-depth evaluation of root infection systems using the vascular fungus Verticillium longisporum as soil-borne model pathogen. Plant Methods. 17 (1), 57 (2021).
  20. Karapapa, V. K., Bainbridge, B. W., Heale, J. B. Morphological and molecular characterization of Verticillium longisporum comb, nov., pathogenic to oilseed rape. Mycological Research. 101 (11), 1281-1294 (1997).
  21. Poncini, L., et al. In roots of Arabidopsis thaliana, the damage-associated molecular pattern AtPep1 is a stronger elicitor of immune signalling than flg22 or the chitin heptamer. PLoS One. 12 (10), 1-21 (2017).
  22. Schneider, C. A., Rasband, W. S., Eliceiri, K. W. NIH Image to ImageJ: 25 years of image analysis. Nature Methods. 9 (7), 671-675 (2012).
  23. Fradin, E. F., et al. Genetic dissection of Verticillium wilt resistance mediated by tomato Ve1. Plant Physiology. 150 (1), 320-332 (2009).
  24. Singh, S., et al. The plant host Brassica napus induces in the pathogen Verticillium longisporum the expression of functional catalase peroxidase which is required for the late phase of disease. Molecular Plant-Microbe Interactions. 25 (4), 569-581 (2012).
  25. Zeise, K., von Tiedemann, A. Application of RAPD-PCR for virulence type analysis within Verticillium dahliae and Verticillium longisporum. Journal of Phytopathology. 150 (10), 557-563 (2002).
  26. Fröschel, C., et al. Plant roots employ cell-layer-specific programs to respond to pathogenic and beneficial microbes. Cell Host & Microbe. 29 (2), 299-310 (2021).
  27. Gigolashvili, T., et al. The transcription factor HIG1/MYB51 regulates indolic glucosinolate biosynthesis in Arabidopsis thaliana. The Plant Journal. 50 (5), 886-901 (2007).
  28. Back, M. A., Haydock, P. P. J., Jenkinson, P. Disease complexes involving plant parasitic nematodes and soilborne pathogens. Plant Pathology. 51 (6), 683-697 (2002).
  29. Behrens, F. H., et al. Suppression of abscisic acid biosynthesis at the early infection stage of Verticillium longisporum in oilseed rape (Brassica napus). Molecular Plant Pathology. 20 (12), 1645-1661 (2019).
  30. Vorholt, J. A., Vogel, C., Carlström, C. I., Müller, D. B. Establishing causality: opportunities of synthetic communities for plant microbiome research. Cell Host & Microbe. 22 (2), 142-155 (2017).

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Cite This Article
Marsell, A., Fröschel, C. Inoculation Strategies to Infect Plant Roots with Soil-Borne Microorganisms. J. Vis. Exp. (181), e63446, doi:10.3791/63446 (2022).

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