L’obiettivo di questo protocollo è quello di caratterizzare un nuovo modello di neurodegenerazione glaucomatosa basato sulla cauterizzazione termica a 360° del plesso vascolare limbare, inducendo ipertensione oculare subacuta.
Il glaucoma, la seconda causa di cecità in tutto il mondo, è un gruppo eterogeneo di disturbi oculari caratterizzati da danni strutturali al nervo ottico e degenerazione delle cellule gangliari retiniche (RGC), con conseguente disfunzione visiva interrompendo la trasmissione delle informazioni visive dall’occhio al cervello. L’elevata pressione intraoculare è il fattore di rischio più importante; Pertanto, diversi modelli di ipertensione oculare sono stati sviluppati nei roditori con approcci genetici o sperimentali per indagare le cause e gli effetti della malattia. Tra questi, sono stati segnalati alcuni limiti come l’invasività chirurgica, l’inadeguata valutazione funzionale, la necessità di una formazione approfondita e l’estensione altamente variabile del danno retinico. Il presente lavoro caratterizza un metodo semplice, a basso costo ed efficiente per indurre l’ipertensione oculare nei roditori, basato sulla cauterizzazione a bassa temperatura e a cerchio completo del plesso vascolare limbare, una componente importante del drenaggio dell’umore acqueo. Il nuovo modello fornisce un’ipertensione oculare subacuta tecnicamente facile, non invasiva e riproducibile, associata a RGC progressiva e degenerazione del nervo ottico, e un tasso di recupero clinico post-operatorio unico che consente studi funzionali in vivo con metodi sia elettrofisiologici che comportamentali.
La letteratura medica comprende il glaucoma come un gruppo eterogeneo di neuropatie ottiche caratterizzate da una progressiva degenerazione delle cellule gangliari retiniche (RGC), dendriti, soma e assoni, con conseguente coppettazione strutturale (scavo) del disco ottico e deterioramento funzionale del nervo ottico, che porta all’amaurosi nei casi non controllati interrompendo la trasmissione delle informazioni visive dall’occhio al cervello1. Il glaucoma è attualmente la causa più comune di cecità irreversibile in tutto il mondo, e si prevede che raggiungerà circa 111,8 milioni di persone nel 20402, influenzando così profondamente la qualità della vita dei pazienti (QoL) e portando a significative preoccupazioni socioeconomiche3.
L’elevata pressione intraoculare (IOP) è uno dei più importanti e l’unico fattore di rischio modificabile per lo sviluppo e la progressione del glaucoma. Tra i molteplici tipi di glaucoma, tutti, ad eccezione del glaucoma tensivo normale (NTG), sono associati a IOP elevata in qualche momento della storia clinica della malattia. Nonostante i notevoli progressi clinici e chirurgici per indirizzare la IOP e rallentare o arrestare la progressione della malattia, i pazienti perdono ancora la vista a causa del glaucoma 4,5. Pertanto, una comprensione approfondita della fisiopatologia complessa e multifattoriale di questa malattia è indispensabile per lo sviluppo di trattamenti più efficaci, in particolare per fornire neuroprotezione alle RGC.
Tra una varietà di approcci sperimentali per la comprensione dei meccanismi della malattia, i modelli animali basati sull’ipertensione oculare (OHT) assomigliano più da vicino al glaucoma umano. I modelli di roditori sono particolarmente utili in quanto sono a basso costo, sono facili da maneggiare, possono essere manipolati geneticamente, hanno una breve durata di vita e presentano caratteristiche anatomiche e fisiologiche oculari paragonabili a quelle umane, come la produzione di umore acqueo e il drenaggio 6,7,8,9,10,11,12,13 . I modelli attualmente utilizzati includono la sclerosi del trabecolato a seguito di iniezione di soluzione salina ipertonica nelle vene episclerali 14, l’iniezione intracamerale di microsfere15 o sostanze viscoelastiche 16, la cauterizzazione delle vene a vortice17, la fotocoagulazione del trabecolato con laser ad argon 18, la sutura circumlimbale 19 e l’uso di un modello transgenico di OHT legato all’età (topi DBA/2J)8. Tuttavia, l’invasività, l’opacizzazione post-operatoria della cornea, l’interruzione del segmento anteriore, le ampie curve di apprendimento, le attrezzature costose e le IOP postoperatorie altamente variabili, sono tra le insidie segnalate associate ai modelli attuali, rendendo lo sviluppo di un modello alternativo di OHT una richiesta per superare questi problemi20,21,22.
Il presente protocollo formalizza una nuova procedura chirurgica per indurre l’OHT come proxy del glaucoma, basata sulla cauterizzazione del plesso limbare (LPC) nei roditori23. Si tratta di un modello facile, riproducibile, accessibile e non invasivo che fornisce un’elevata efficienza e una bassa variabilità dell’aumento della IOP, associata a un tasso eccezionalmente elevato di recupero clinico completo, fornendo quindi una valutazione funzionale in vivo in un numero ridotto di animali utilizzati in ciascun esperimento. La tecnica chirurgica induce OHT subacuta con un graduale ritorno ai livelli basali in pochi giorni, che modella l’attacco ipertensivo osservato nel glaucoma acuto ad angolo chiuso. Inoltre, il recupero della IOP nel modello è seguito da una continua neurodegenerazione glaucomatosa, utile per futuri studi meccanicistici sulla degenerazione secondaria delle RGC, che si verifica in diversi casi di glaucoma umano nonostante un adeguato controllo della IOP.
La cauterizzazione del plesso limbare (LPC) è un nuovo modello post-trabecolare con il vantaggio di colpire strutture vascolari facilmente accessibili che non richiedono la dissezione congiuntivale o tenone17,28. A differenza del modello di cauterizzazione delle vene a vortice, un rinomato modello OHT basato sulla compromissione chirurgica del drenaggio venoso coroideo, non si prevede che la congestione venosa influenzi l’aumento della IOP nel modello LPC, poich…
The authors have nothing to disclose.
Ringraziamo i nostri tecnici di laboratorio José; Nilson dos Santos, Daianne Mandarino Torres, José Francisco Tibúrcio, Gildo Brito de Souza e Luciano Cavalcante Ferreira. Questa ricerca è stata finanziata da FAPERJ, CNPq e CAPES.
Acetone | Isofar | 201 | Used for electron microscopy tissue preparation (step 5) |
Active electrode for electroretinography | Hansol Medical Co | – | Stainless steel needle 0.25 mm × 15 mm |
Anestalcon | Novartis Biociências S/A | MS-1.0068.1087 | Proxymetacaine hydrochloride 0.5% |
Calcium chloride | Vetec | 560 | Used for electron microscopy tissue preparation (step 5) |
Cautery Low Temp Fine Tip 10/bx | Bovie Medical Corporation | AA00 | Low-temperature ophthalmic cautery |
Cetamin | Syntec do Brasil Ltda | 000200-3-000003 | Ketamine hydrochloride 10% |
DAKO | Dako North America | S3023 | Antifade mounting medium |
DAPI | Thermo Fisher Scientific | 28718-90-3 | diamidino-2-phenylindole; blue fluorescent nuclear counterstain; emission at 452±3 nm |
Ecofilm | Cristália Produtos Químicos Farmacêuticos Ltda | MS-1.0298.0487 | Carmellose sodium 0.5% |
EPON Resin | Polysciences, Inc. | – | Epoxy resin used for electron microscopy, composed of a mixture of four reagents: Poly/Bed 812 Resin (CAT#08791); DDSA – Dodecenylsuccinic Anhydride (CAT#00563); NMA – Nadic Methyl Anhydride (CAT#00886); DMP-30 – 2,4,6-tris(dimethylaminomethyl)phenol (CAT#00553) |
Glutaraldehyde | Electron Microscopy Sciences | 16110 | Used for electron microscopy tissue preparation (step 5) |
Hyabak | União Química Farmacêutica Nacional S/A | MS-8042140002 | Sodium hyaluronate 0.15% |
Icare Tonolab | Icare Finland Oy | TV02 (model number) | Rebound handheld tonometer |
IgG donkey anti-mouse antibody + Alexa Fluor 555 | Thermo Fisher Scientific | A31570 | Secondary antibody solution |
LCD monitor 23 inches | Samsung Electronics Co. Ltd. | S23B550 | Model LS23B550, for electroretinogram recording |
LSM 510 Meta | Carl Zeiss | – | Confocal epifluorescence microscope |
Maxiflox | Cristália Produtos Químicos Farmacêuticos Ltda | MS-1.0298.0489 | Ciprofloxacin 3.5 mg/g |
MEB-9400K | Nihon Kohden Corporation | – | System for electroretinogram recording |
monoclonal IgG1 mouse anti-Brn3a | MilliporeSigma | MAB-1585 | Brn3a primary antibody solution |
Neuropack Manager v08.33 | Nihon Kohden Corporation | – | Software for electroretinogram signal processing |
Optomotry | CerebralMechanics | – | System for optomotor response analysis |
Osmium tetroxide | Electron Microscopy Sciences | 19100 | Used for electron microscopy tissue preparation (step 5) |
Potassium ferrocyanide | Electron Microscopy Sciences | 20150 | Used for electron microscopy tissue preparation (step 5) |
Reference and ground electrodes for electroretinography | Chalgren Enterprises | 110-63 | Stainless steel needles 0.4 mm × 37 mm |
Sodium cacodylate buffer | Electron Microscopy Sciences | 12300 | Used for electron microscopy tissue preparation (step 5) |
Ster MD | União Química Farmacêutica Nacional S/A | MS-1.0497.1287 | Prednisolone acetate 0.12% |
Terolac | Cristália Produtos Químicos Farmacêuticos Ltda | MS-1.0497.1286 | Ketorolac trometamol 0.5% |
Terramicina | Laboratórios Pfizer Ltda | MS-1.0216.0024 | Oxytetracycline hydrochloride 30 mg/g + polymyxin B 10,000 U/g |
Tono-Pen XL | Reichert Technologies | 230635 | Digital applanation handheld tonometer |
TO-PRO-3 | Thermo Fisher Scientific | T3605 | Far red-fluorescent nuclear counterstain; emission at 661 nm |
Triton X-100 | Sigma-Aldrich | 9036-19-5 | Non-ionic surfactant |
Uranyl acetate | Electron Microscopy Sciences | 22400 | Used for electron microscopy tissue preparation (step 5) |
Xilazin | Syntec do Brasil Ltda | 7899 | Xylazine hydrochloride 2% |
Carl Zeiss | – | Stereo microscope for surgery and retinal dissection |