JoVE Journal > Environment
Summary
Abstract
Introduction
Protocol
Results
Discussion
Disclosures
Acknowledgements
Materials
References
العربية

Automatically Generated
Please note that all translations are automatically generated. Click here for the English version.
Environment

تعزيز استخراج النفط باستخدام مزيج من المواد الخافضة للتوتر السطحي الحيوي

Published: June 03, 2022
doi:
10.3791/63207
, , ,
1Department of Biochemical Engineering and Biotechnology,Indian Institute of Technology Delhi, 2Indian Oil Corporation, Research and Development Faridabad

Summary

نوضح الطرق التي ينطوي عليها فحص وتحديد الميكروبات المنتجة للفاعل بالسطح الحيوي. كما يتم عرض طرق للتوصيف الكروماتوغرافي والتحديد الكيميائي للخافضات للتوتر السطحي الحيوي ، وتحديد التطبيق الصناعي للفاعل بالسطح الحيوي في تعزيز استخراج النفط المتبقي.

Abstract

المواد الخافضة للتوتر السطحي الحيوي هي مركبات نشطة على السطح قادرة على تقليل التوتر السطحي بين مرحلتين من الأقطاب المختلفة. وقد ظهرت المواد الخافضة للتوتر السطحي الحيوي كبدائل واعدة للمواد الكيميائية الخافضة للتوتر السطحي بسبب انخفاض السمية وارتفاع قابلية التحلل البيولوجي والتوافق البيئي والتسامح مع الظروف البيئية القاسية. هنا ، نوضح الطرق المستخدمة لفحص الميكروبات القادرة على إنتاج المواد الخافضة للتوتر السطحي الحيوي. تم تحديد الميكروبات المنتجة للفاعل بالسطح الحيوي باستخدام انهيار السقوط ، وانتشار النفط ، واختبارات مؤشر المستحلب. تم التحقق من صحة إنتاج الفاعل بالسطح الحيوي من خلال تحديد انخفاض التوتر السطحي للوسائط بسبب نمو الأعضاء الميكروبية. كما نصف الطرق التي ينطوي عليها توصيف وتحديد المواد الخافضة للتوتر السطحي الحيوي. تم إجراء كروماتوغرافيا الطبقة الرقيقة للفاعل بالسطح الحيوي المستخرج متبوعا بتلطيخ تفاضلي للألواح لتحديد طبيعة الفاعل بالسطح الحيوي. تم استخدام LCMS و 1H NMR و FT-IR لتحديد الفاعل بالسطح الحيوي كيميائيا. كما نوضح طرق تقييم تطبيق مزيج من المواد الخافضة للتوتر السطحي الحيوي المنتجة لتعزيز استخراج النفط المتبقي في عمود حزمة رملية محاكاة.

Introduction

المواد الخافضة للتوتر السطحي الحيوي هي الجزيئات الأمفيباثية النشطة على السطح التي تنتجها الكائنات الحية الدقيقة التي لديها القدرة على تقليل السطح والتوتر بين الوجوه بين مرحلتين1. يحتوي الفاعل بالسطح الحيوي النموذجي على جزء محب للماء يتكون عادة من مويتي السكر أو سلسلة الببتيد أو الأحماض الأمينية المحبة للماء وجزء مسعور يتكون من سلسلة أحماض دهنية مشبعة أو غير مشبعة2. نظرا لطبيعتها البرمائية ، تتجمع المواد الخافضة للتوتر السطحي الحيوي في الواجهة بين المرحلتين وتقلل من التوتر البيني عند الحدود ، مما يسهل تشتت مرحلة واحدة إلىالمرحلة الأخرى 1,3. تشمل الأنواع المختلفة من المواد الخافضة للتوتر السطحي الحيوي التي تم الإبلاغ عنها حتى الآن الجليكوليبيدات التي ترتبط فيها الكربوهيدرات بالأحماض الأليفاتية طويلة السلسلة أو الهيدروكسي الأليفاتيك عبر روابط الإستر (على سبيل المثال ، rhamnolipids و trehalolipids و sophorolipids) ، lipopeptides التي ترتبط فيها الدهون بسلاسل polypeptide (على سبيل المثال ، surfactin و lichenysin) ، والمواد الخافضة للتوتر السطحي الحيوي البوليمرية التي تتكون عادة من مجمعات بروتين السكريات (على سبيل المثال ، مستحلب ، ليبوسان ، ألاسان وليبومانان)4. أنواع أخرى من المواد الخافضة للتوتر السطحي الحيوي التي تنتجها الكائنات الحية الدقيقة تشمل الأحماض الدهنية والدهون الفوسفاتية والدهون المحايدة والجسيمات السطحية الحيوية5. الفئة الأكثر دراسة من المواد الخافضة للتوتر السطحي الحيوي هي glycolipids ومن بينها تم الإبلاغ عن معظم الدراسات على rhamnolipids6. تحتوي Rhamnolipids على واحد أو جزيئين من الرامنوز (الذي يشكل الجزء المحب للماء) مرتبط بواحد أو جزيئين من الأحماض الدهنية طويلة السلسلة (عادة حمض الهيدروكسي ديكانويك). Rhamnolipids هي جليكوليبيدات أولية تم الإبلاغ عنها أولا من Pseudomonas aeruginosa7.

تكتسب المواد الخافضة للتوتر السطحي الحيوي تركيزا متزايدا مقارنة بنظيراتها الكيميائية بسبب العديد من الخصائص الفريدة والمميزة التي تقدمها8. وتشمل هذه الخصائص أعلى ، وسمية أقل ، وتنوع أكبر ، وسهولة التحضير ، وقابلية أعلى للتحلل البيولوجي ، ورغوة أفضل ، والتوافق البيئي والنشاط في ظل الظروف القاسية9. التنوع الهيكلي للمواد الخافضة للتوتر السطحي الحيوي (الشكل S1) هو ميزة أخرى تمنحها ميزة على نظيراتها الكيميائية10. وهي عموما أكثر فعالية وكفاءة عند تركيزات أقل لأن تركيزها الحرج من الميسيلات (CMC) عادة ما يكون أقل بعدة مرات من المواد الكيميائية الخافضة للتوتر السطحي11. وقد أفيد بأنها مستقرة حراريا للغاية (تصل إلى 100 درجة مئوية) ويمكن أن تتحمل درجة حموضة أعلى (تصل إلى 9) وتركيزات ملح عالية (تصل إلى 50 جم / لتر)12 وبالتالي توفر العديد من المزايا في العمليات الصناعية ، والتي تتطلب التعرض للظروف القاسية13. التحلل البيولوجي وانخفاض السمية تجعلها مناسبة للتطبيقات البيئية مثل المعالجة الحيوية. بسبب المزايا التي تقدمها ، فقد تم الحصول على اهتمام متزايد في مختلف الصناعات مثل الصناعات الغذائية والزراعية والمنظفات ومستحضرات التجميل والبترولالصناعة 11. كما اكتسبت المواد الخافضة للتوتر السطحي الحيوي الكثير من الاهتمام في معالجة النفط لإزالة الملوثات النفطية والملوثات السامة14.

هنا نقوم بالإبلاغ عن إنتاج وتوصيف وتطبيق المواد الخافضة للتوتر السطحي الحيوي التي تنتجها Rhodococcus sp. IITD102 و Lysinibacillus sp. IITD104 و Paenibacillus sp. IITD108. ويوضح الشكل 1 الخطوات التي ينطوي عليها فحص وتوصيف وتطبيق مزيج من المواد الخافضة للتوتر السطحي الحيوي لتعزيز استخراج النفط.

Figure 1
الشكل 1: طريقة لتعزيز استخراج النفط باستخدام مزيج من المواد الخافضة للتوتر السطحي الحيوي. يتم عرض تدفق العمل التدريجي. تم تنفيذ العمل في أربع خطوات. أولا ، تم استزراع السلالات الميكروبية وفحصها لإنتاج الفاعل بالسطح الحيوي بواسطة فحوصات مختلفة ، والتي شملت فحص انهيار السقوط ، وفحص انتشار الزيت ، وفحص مؤشر المستحلب ، وقياس التوتر السطحي. بعد ذلك ، تم استخراج المواد الخافضة للتوتر السطحي الحيوي من المرق الخالي من الخلايا وتم تحديد طبيعتها باستخدام كروماتوغرافيا الطبقة الرقيقة وتم تحديدها بشكل أكبر باستخدام LCMS و NMR و FT-IR. وفي الخطوة التالية، تم خلط المواد الخافضة للتوتر السطحي الحيوي المستخرجة معا وتم تحديد إمكانات الخليط الناتج لتعزيز استخراج الزيت باستخدام تقنية عمود حزمة الرمال. يرجى النقر هنا لعرض نسخة أكبر من هذا الرقم.

تم فحص هذه السلالات الميكروبية لإنتاج المواد الخافضة للتوتر السطحي الحيوي عن طريق انهيار السقوط ، وانتشار الزيت ، وفحص مؤشر المستحلب وتحديد الحد من التوتر السطحي للوسط الخالي من الخلايا بسبب نمو الميكروبات. تم استخراج المواد الخافضة للتوتر السطحي الحيوي وتمييزها وتحديدها كيميائيا بواسطة LCMS و 1H NMR و FT-IR. وأخيرا ، تم إعداد خليط من المواد الخافضة للتوتر السطحي الحيوي التي تنتجها هذه الميكروبات وتم استخدامه لاستعادة الزيت المتبقي في عمود حزمة رملية محاكاة.

توضح هذه الدراسة فقط الأساليب المستخدمة في فحص وتحديد وتوصيف هيكلي وتطبيق مزيج الفاعل بالسطح الحيوي على تعزيز استخراج النفط المتبقي. وهو لا يوفر توصيفا وظيفيا مفصلا للمواد الخافضة للتوتر السطحي الحيوي التي تنتجها السلالات الميكروبية15,16. يتم إجراء تجارب مختلفة مثل تحديد الميسيل الحرج ، والتحليل الحراري الوزني ، وقابلية البلل السطحي ، والتحلل البيولوجي للتوصيف الوظيفي التفصيلي لأي خافض للتوتر السطحي الحيوي. ولكن بما أن هذه الورقة هي ورقة أساليب، فإن التركيز ينصب على الفحص، والتحديد، والتوصيف الهيكلي، وتطبيق مزيج الفاعل بالسطح الحيوي على تعزيز استخراج النفط المتبقي؛ لم يتم تضمين هذه التجارب في هذه الدراسة.

Protocol

1. نمو السلالات الميكروبية يزن 2 غرام من مسحوق مرق لوريا ويضاف إلى 50 مل من الماء المقطر في قارورة مخروطية 250 مل. امزج المحتويات حتى يذوب المسحوق تماما وقم بتكوين الحجم إلى 100 مل باستخدام الماء المقطر. وبالمثل ، قم بإعداد قارورتين أخريين من 100 مل من Luria Broth ووضع سدادات قطنية ع…

Representative Results

تم فحص ثلاث سلالات بكتيرية (Rhodococcus sp. IITD102 ، Lysinibacillus sp. IITD104 ، و Paenibacillus sp. IITD108) لإنتاج المواد الخافضة للتوتر السطحي الحيوي بواسطة فحوصات مختلفة ، والتي شملت فحص انهيار السقوط ، وفحص إزاحة الزيت ، وفحص مؤشر المستحلب ، والحد من التوتر السطحي. أدت المواد الفائقة الخالية من الخلاي?…

Discussion

المواد الخافضة للتوتر السطحي الحيوي هي واحدة من المجموعة الأكثر تنوعا من المكونات النشطة بيولوجيا التي أصبحت بدائل جذابة للخافضات للتوتر السطحي الكيميائية. لديهم مجموعة واسعة من التطبيقات في العديد من الصناعات مثل المنظفات والدهانات ومستحضرات التجميل والمواد الغذائية والمستحضرات الص?…

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

ويود المؤلفان أن يشكرا إدارة التكنولوجيا الأحيائية في حكومة الهند على الدعم المالي.

Materials

1 ml pipette Eppendorf, Germany G54412G
1H NMR Bruker Avance AV-III type spectrometer,USA
20 ul pipette Thermo scientific, USA H69820
Autoclave JAISBO, India Ser no 5923 Jain Scientific
Blue flame burner Rocker scientific, Taiwan dragon 200
Butanol GLR inovations, India GLR09.022930
C18 column Agilent Technologies, USA 770995-902
Centrifuge Eppendorf, Germany 5810R
Chloroform Merck, India 1.94506.2521
Chloroform-d SRL, India 57034
Falcon tubes Tarsons, India 546041 Radiation sterilized polypropylene
FT-IR Thermo Fisher Scientific, USA  Nicolet iS50
Fume hood Khera, India 47408 Customied
glacial acetic acid Merck, India 1.93002
Glass beads Merck, India 104014
Glass slides Polar industrial Corporation, USA Blue Star 75 mm * 25 mm
Glass wool Merk, India 104086
Hydrochloric acid Merck, India 1003170510
Incubator Thermo Scientific, USA MaxQ600 Shaking incubator
Incubator Khera, India Sunbim
Iodine resublimed Merck, India 231-442-4  resublimed Granules
K12 –Kruss tensiometer Kruss Scientific, Germany K100
Laminar air flow cabnet Thermo Scientific, China 1300 Series A2
LCMS Agilent Technologies, USA 1260 Infinity II
Luria Broth HIMEDIA, India M575-500G Powder
Methanol Merck, India 107018
Ninhydrin Titan Biotech Limited, India 1608
p- anisaldehyde Sigma, USA 204-602-6
Petri plate Tarsons, India 460090-90 MM Radiation sterilized polypropylene
Saponin Merck, India 232-462-6
Sodium chloride Merck, India 231-598-3
Test tubes Borosil, India 9800U06 Glass tubes
TLC plates Merck, India 1055540007
Vortex GeNei, India 2006114318
Water Bath Julabo, India SW21C
DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Desai, J. D., Banat, I. M. Microbial production of surfactants and their commercial potential. Microbiology and Molecular Biology Reviews. 61 (1), 47-64 (1997).
  2. Banat, I. M. Biosurfactants production and possible uses in microbial enhanced oil recovery and oil pollution remediation: a review. Bioresource Technology. 51 (1), 1-12 (1995).
  3. Singh, A., Van Hamme, J. D., Ward, O. P. Surfactants in microbiology and biotechnology: Part 2. Application aspects. Biotechnology Advances. 25 (1), 99-121 (2007).
  4. Shah, N., Nikam, R., Gaikwad, S., Sapre, V., Kaur, J. Biosurfactant: types, detection methods, importance and applications. Indian Journal of Microbiology Research. 3 (1), 5-10 (2016).
  5. McClements, D. J., Gumus, C. E. Natural emulsifiers-Biosurfactants, phospholipids, biopolymers, and colloidal particles: Molecular and physicochemical basis of functional performance. Advances in Colloid and Interface Science. 234, 3-26 (2016).
  6. Nguyen, T. T., Youssef, N. H., McInerney, M. J., Sabatini, D. A. Rhamnolipid biosurfactant mixtures for environmental remediation. Water Research. 42 (6-7), 1735-1743 (2008).
  7. Maier, R. M., Soberon-Chavez, G. Pseudomonas aeruginosa rhamnolipids: biosynthesis and potential applications. Applied Microbiology and Biotechnology. 54 (5), 625-633 (2000).
  8. Banat, I. M., Makkar, R. S., Cameotra, S. S. Potential commercial applications of microbial surfactants. Applied Microbiology and Biotechnology. 53 (5), 495-508 (2000).
  9. Mulugeta, K., Kamaraj, M., Tafesse, M., Aravind, J. A review on production, properties, and applications of microbial surfactants as a promising biomolecule for environmental applications. Strategies and Tools for Pollutant Mitigation: Avenues to a Cleaner Environment. , 3-28 (2021).
  10. Sharma, J., Sundar, D., Srivastava, P. Biosurfactants: Potential agents for controlling cellular communication, motility, and antagonism. Frontiers in Molecular Biosciences. 8, 727070 (2021).
  11. Vijayakumar, S., Saravanan, V. Biosurfactants-types, sources and applications. Research Journal of Microbiology. 10 (5), 181-192 (2015).
  12. Curiel-Maciel, N. F., et al. Characterization of enterobacter cloacae BAGM01 producing a thermostable and alkaline-tolerant rhamnolipid biosurfactant from the Gulf of Mexico. Marine Biotechnology. 23 (1), 106-126 (2021).
  13. Nikolova, C., Gutierrez, T. Biosurfactants and their applications in the oil and gas industry: current state of knowledge and future perspectives. Frontiers in Bioengineering and Biotechnology. 9, (2021).
  14. Rastogi, S., Tiwari, S., Ratna, S., Kumar, R. Utilization of agro-industrial waste for biosurfactant production under submerged fermentation and its synergistic application in biosorption of Pb2. Bioresource Technology Reports. 15, 100706 (2021).
  15. Zargar, A. N., Lymperatou, A., Skiadas, I., Kumar, M., Srivastava, P. Structural and functional characterization of a novel biosurfactant from Bacillus sp. IITD106. Journal of Hazardous Materials. 423, 127201 (2022).
  16. Adnan, M., et al. Functional and structural characterization of pediococcus pentosaceus-derived biosurfactant and its biomedical potential against bacterial adhesion, quorum sensing, and biofilm formation. Antibiotics. 10 (11), 1371 (2021).
  17. Du Nouy, P. L. A new apparatus for measuring surface tension. The Journal of General Physiology. 1 (5), 521-524 (1919).
  18. Akbari, S., Abdurahman, N. H., Yunus, R. M., Fayaz, F., Alara, O. R. Biosurfactants-a new frontier for social and environmental safety: a mini review. Biotechnology Research and Innovation. 2 (1), 81-90 (2018).
  19. Bicca, F. C., Fleck, L. C., Ayub, M. A. Z. Production of biosurfactant by hydrocarbon degrading Rhodococcus ruber and Rhodococcus erythropolis. Revista de Microbiologia. 30 (3), 231-236 (1999).
  20. Kuyukina, M. S., et al. Recovery of Rhodococcus biosurfactants using methyl tertiary-butyl ether extraction. Journal of Microbiological Methods. 46 (2), 149-156 (2001).
  21. Philp, J., et al. Alkanotrophic Rhodococcus ruber as a biosurfactant producer. Applied Microbiology and Biotechnology. 59 (2), 318-324 (2002).
  22. Mutalik, S. R., Vaidya, B. K., Joshi, R. M., Desai, K. M., Nene, S. N. Use of response surface optimization for the production of biosurfactant from Rhodococcus spp. MTCC 2574. Bioresource Technology. 99 (16), 7875-7880 (2008).
  23. Shavandi, M., Mohebali, G., Haddadi, A., Shakarami, H., Nuhi, A. Emulsification potential of a newly isolated biosurfactant-producing bacterium, Rhodococcus sp. strain TA6. Colloids and Surfaces B, Biointerfaces. 82 (2), 477-482 (2011).
  24. White, D., Hird, L., Ali, S. Production and characterization of a trehalolipid biosurfactant produced by the novel marine bacterium Rhodococcus sp., strain PML026. Journal of Applied Microbiology. 115 (3), 744-755 (2013).
  25. Najafi, A., et al. Interactive optimization of biosurfactant production by Paenibacillus alvei ARN63 isolated from an Iranian oil well. Colloids and Surfaces. B, Biointerfaces. 82 (1), 33-39 (2011).
  26. Bezza, F. A., Chirwa, E. M. N. Pyrene biodegradation enhancement potential of lipopeptide biosurfactant produced by Paenibacillus dendritiformis CN5 strain. Journal of Hazardous Materials. 321, 218-227 (2017).
  27. Jimoh, A. A., Lin, J. Biotechnological applications of Paenibacillus sp. D9 lipopeptide biosurfactant produced in low-cost substrates. Applied Biochemistry and Biotechnology. 191 (3), 921-941 (2020).
  28. Liang, T. -. W., et al. Exopolysaccharides and antimicrobial biosurfactants produced by Paenibacillus macerans TKU029. Applied Biochemistry and Biotechnology. 172 (2), 933-950 (2014).
  29. Mesbaiah, F. Z., et al. Preliminary characterization of biosurfactant produced by a PAH-degrading Paenibacillus sp. under thermophilic conditions. Environmental Science and Pollution Research. 23 (14), 14221-14230 (2016).
  30. Quinn, G. A., Maloy, A. P., McClean, S., Carney, B., Slater, J. W. Lipopeptide biosurfactants from Paenibacillus polymyxa inhibit single and mixed species biofilms. Biofouling. 28 (10), 1151-1166 (2012).
  31. Gudiña, E. J., et al. Novel bioemulsifier produced by a Paenibacillus strain isolated from crude oil. Microbial Cell Factories. 14 (1), 1-11 (2015).
  32. Pradhan, A. K., Pradhan, N., Sukla, L. B., Panda, P. K., Mishra, B. K. Inhibition of pathogenic bacterial biofilm by biosurfactant produced by Lysinibacillus fusiformis S9. Bioprocess and Biosystems Engineering. 37 (2), 139-149 (2014).
  33. Manchola, L., Dussán, J. Lysinibacillus sphaericus and Geobacillus sp biodegradation of petroleum hydrocarbons and biosurfactant production. Remediation Journal. 25 (1), 85-100 (2014).
  34. Bhardwaj, G., Cameotra, S. S., Chopra, H. K. Biosurfactant from Lysinibacillus chungkukjangi from rice bran oil sludge and potential applications. Journal of Surfactants and Detergents. 19 (5), 957-965 (2016).
  35. Gaur, V. K., et al. Rhamnolipid from a Lysinibacillus sphaericus strain IITR51 and its potential application for dissolution of hydrophobic pesticides. Bioresource Technology. 272, 19-25 (2019).
  36. Habib, S., et al. Production of lipopeptide biosurfactant by a hydrocarbon-degrading Antarctic Rhodococcus. International Journal of Molecular Sciences. 21 (17), 6138 (2020).
  37. Shao, P., Ma, H., Zhu, J., Qiu, Q. Impact of ionic strength on physicochemical stability of o/w emulsions stabilized by Ulva fasciata polysaccharide. Food Hydrocolloids. 69, 202-209 (2017).
  38. . Overview of DLVO theory Available from: https://archive-ouverte.unige.ch/unige:148595 (2014)
  39. Kazemzadeh, Y., Ismail, I., Rezvani, H., Sharifi, M., Riazi, M. Experimental investigation of stability of water in oil emulsions at reservoir conditions: Effect of ion type, ion concentration, and system pressure. Fuel. 243, 15-27 (2019).
  40. Chong, H., Li, Q. Microbial production of rhamnolipids: opportunities, challenges and strategies. Microbial Cell Factories. 16 (1), 1-12 (2017).
  41. Zeng, G., et al. Co-degradation with glucose of four surfactants, CTAB, Triton X-100, SDS and Rhamnolipid, in liquid culture media and compost matrix. Biodegradation. 18 (3), 303-310 (2007).
  42. Liu, G., et al. Advances in applications of rhamnolipids biosurfactant in environmental remediation: a review. Biotechnology and Bioengineering. 115 (4), 796-814 (2018).
  43. John, W. C., Ogbonna, I. O., Gberikon, G. M., Iheukwumere, C. C. Evaluation of biosurfactant production potential of Lysinibacillus fusiformis MK559526 isolated from automobile-mechanic-workshop soil. Brazilian Journal of Microbiology. 52 (2), 663-674 (2021).
  44. Naing, K. W., et al. Isolation and characterization of an antimicrobial lipopeptide produced by Paenibacillus ehimensis MA2012. Journal of Basic Microbiology. 55 (7), 857-868 (2015).
  45. Wittgens, A., et al. Novel insights into biosynthesis and uptake of rhamnolipids and their precursors. Applied Microbiology and Biotechnology. 101 (7), 2865-2878 (2017).
  46. Rahman, K., Rahman, T. J., McClean, S., Marchant, R., Banat, I. M. Rhamnolipid biosurfactant production by strains of Pseudomonas aeruginosa using low-cost raw materials. Biotechnology Progress. 18 (6), 1277-1281 (2002).
  47. Bahia, F. M., et al. Rhamnolipids production from sucrose by engineered Saccharomyces cerevisiae. Scientific Reports. 8 (1), 1-10 (2018).
  48. Kim, C. H., et al. Desorption and solubilization of anthracene by a rhamnolipid biosurfactant from Rhodococcus fascians. Water Environment Research. 91 (8), 739-747 (2019).
  49. Nalini, S., Parthasarathi, R. Optimization of rhamnolipid biosurfactant production from Serratia rubidaea SNAU02 under solid-state fermentation and its biocontrol efficacy against Fusarium wilt of eggplant. Annals of Agrarian Science. 16 (2), 108-115 (2018).
  50. Wang, Q., et al. Engineering bacteria for production of rhamnolipid as an agent for enhanced oil recovery. Biotechnology and Bioengineering. 98 (4), 842-853 (2007).
  51. Câmara, J., Sousa, M., Neto, E. B., Oliveira, M. Application of rhamnolipid biosurfactant produced by Pseudomonas aeruginosa in microbial-enhanced oil recovery (MEOR). Journal of Petroleum Exploration and Production Technology. 9 (3), 2333-2341 (2019).
  52. Amani, H., Mehrnia, M. R., Sarrafzadeh, M. H., Haghighi, M., Soudi, M. R. Scale up and application of biosurfactant from Bacillus subtilis in enhanced oil recovery. Applied Biochemistry and Biotechnology. 162 (2), 510-523 (2010).
  53. Gudiña, E. J., et al. Bioconversion of agro-industrial by-products in rhamnolipids toward applications in enhanced oil recovery and bioremediation. Bioresource Technology. 177, 87-93 (2015).
  54. Sun, G., Hu, J., Wang, Z., Li, X., Wang, W. Dynamic investigation of microbial activity in microbial enhanced oil recovery (MEOR). Petroleum Science and Technology. 36 (16), 1265-1271 (2018).
  55. Jha, S. S., Joshi, S. J., SJ, G. Lipopeptide production by Bacillus subtilis R1 and its possible applications. Brazilian Journal of Microbiology. 47 (4), 955-964 (2016).
  56. Darvishi, P., Ayatollahi, S., Mowla, D., Niazi, A. Biosurfactant production under extreme environmental conditions by an efficient microbial consortium, ERCPPI-2. Colloids and Surfaces. B, Biointerfaces. 84 (2), 292-300 (2011).
  57. Al-Wahaibi, Y., et al. Biosurfactant production by Bacillus subtilis B30 and its application in enhancing oil recovery. Colloids and Surfaces. B, Biointerfaces. 114, 324-333 (2014).
  58. Moutinho, L. F., Moura, F. R., Silvestre, R. C., Romão-Dumaresq, A. S. Microbial biosurfactants: A broad analysis of properties, applications, biosynthesis, and techno-economical assessment of rhamnolipid production. Biotechnology Progress. 37 (2), 3093 (2021).
  59. Youssef, N., Simpson, D. R., McInerney, M. J., Duncan, K. E. In-situ lipopeptide biosurfactant production by Bacillus strains correlates with improved oil recovery in two oil wells approaching their economic limit of production. International Biodeterioration & Biodegradation. 81, 127-132 (2013).
  60. Ruckenstein, E., Nagarajan, R. Critical micelle concentration and the transition point for micellar size distribution. The Journal of Physical Chemistry. 85 (20), 3010-3014 (1981).
  61. de Araujo, L. L., et al. Microbial enhanced oil recovery using a biosurfactant produced by Bacillus safensis isolated from mangrove microbiota-Part I biosurfactant characterization and oil displacement test. Journal of Petroleum Science and Engineering. 180, 950-957 (2019).
  62. Banat, I. M., De Rienzo, M. A. D., Quinn, G. A. Microbial biofilms: biosurfactants as antibiofilm agents. Applied Microbiology and Biotechnology. 98 (24), 9915-9929 (2014).
  63. Klosowska-Chomiczewska, I., Medrzycka, K., Karpenko, E. Biosurfactants-biodegradability, toxicity, efficiency in comparison with synthetic surfactants. Research and Application of New Technologies in Wastewater Treatment and Municipal Solid Waste Disposal in Ukraine, Sweden, and Poland. 17, 141-149 (2013).
  64. Fernandes, P. A. V., et al. Antimicrobial activity of surfactants produced by Bacillus subtilis R14 against multidrug-resistant bacteria. Brazilian Journal of Microbiology. 38 (4), 704-709 (2007).
  65. Santos, D. K. F., Rufino, R. D., Luna, J. M., Santos, V. A., Sarubbo, L. A. Biosurfactants: multifunctional biomolecules of the 21st century. International Journal of Molecular Sciences. 17 (3), 401 (2016).

Tags

BiosurfactantsEnhanced Oil RecoveryScreeningCharacterizationMicrobial StrainsDrop Collapse AssayOil Spreading AssaySand Pack Column Technique

Play Video
PDF
DOI
DOWNLOAD MATERIALS LIST
Cite This Article
Nissar Zargar, A., Patil, N., Kumar, M., Srivastava, P. Enhanced Oil Recovery using a Combination of Biosurfactants. J. Vis. Exp. (184), e63207, doi:10.3791/63207 (2022).
Download Citation
Reprints and Permissions

View Video

✖

To prove you're not a robot, please enter the text in the image below

CAPTCHA Image
Play CAPTCHA Audio
Refresh Image