Summary

Mejora de la relajación paramagnética para detectar y caracterizar las autoasociaciones de proteínas intrínsecamente desordenadas

Published: September 23, 2021
doi:

Summary

Se presenta un protocolo para la aplicación de espectroscopía de RMN de mejora de la relajación paramagnética para detectar interacciones inter e intramoleculares débiles y transitorias en proteínas intrínsecamente desordenadas.

Abstract

Las proteínas intrínsecamente desordenadas y las regiones intrínsecamente desordenadas dentro de las proteínas constituyen una parte grande y funcionalmente significativa del proteoma humano. La naturaleza altamente flexible de estas secuencias les permite formar interacciones débiles, de largo alcance y transitorias con diversos socios biomoleculares. Las interacciones específicas pero de baja afinidad promueven la unión promiscua y permiten que un solo segmento intrínsecamente desordenado interactúe con una multitud de sitios diana. Debido a la naturaleza transitoria de estas interacciones, pueden ser difíciles de caracterizar mediante métodos de biología estructural que se basan en proteínas para formar una conformación única y predominante. La RMN de mejora de la relajación paramagnética es una herramienta útil para identificar y definir la base estructural de las interacciones débiles y transitorias. Se describe un protocolo detallado para el uso de la mejora de la relajación paramagnética para caracterizar los complejos de encuentro poco poblados que se forman entre las proteínas intrínsecamente desordenadas y sus proteínas, ácidos nucleicos u otros socios biomoleculares.

Introduction

El trastorno intrínseco (DI) describe proteínas (IDP) o regiones dentro de las proteínas (IDR) que no se pliegan espontáneamente en estructuras secundarias o terciarias estables, sino que son biológicamente activas. En general, la función de los IDP/IDR es facilitar interacciones específicas pero reversibles con biomoléculas en condiciones fisiológicas1. Por lo tanto, las IDP y las IDR están involucradas en una variedad de funciones celulares, incluido el reclutamiento, la organización y la estabilización de complejos multiproteicos, por ejemplo, el ensamblaje y la actividad del espliceosoma2, el reclutamiento y la organización de componentes en los sitios de daño del ADN3, la organización y estabilización del reclutamiento de complejos de transcripción4 o del remodelador de cromatina BAF5. Además, los IDP se encuentran en nexos de señalización donde su promiscuidad para diferentes socios de unión les permite mediar en la transferencia de información a través de redes de proteínas celulares6. Trabajos recientes también han revelado una propensión de las regiones IDR a autoasociarse formando condensados biomoleculares a través del proceso de separación de fases líquido-líquido7. Muchas de las funciones mencionadas anteriormente que involucran el DI también se cree que involucran algún aspecto de la formación de condensado8. A pesar de la importancia de la identificación para el ensamblaje de complejos biomoleculares, la estabilización, el andamiaje y la transducción de señales, los detalles atómicos de sus interacciones específicas son difíciles de identificar, ya que las IDP y las IDR no suelen ser susceptibles de investigaciones estructurales mediante cristalografía de rayos X o microscopía electrónica criogénica.

La resonancia magnética nuclear (RMN) es una técnica ideal para investigar el DI, ya que no depende de la presencia de conjuntos estructurales rígidos u homogéneos, sino que informa sobre el entorno local inmediato de los núcleos individuales. La frecuencia de resonancia, o cambio químico, de un núcleo en una molécula dada está influenciada por campos magnéticos débiles inducidos por la distribución electrónica local, que a su vez depende de las longitudes de enlace, los ángulos, la proximidad de otros núcleos, las interacciones con los socios de unión yotros factores. Por lo tanto, cada núcleo actúa como una sonda estructural única y específica del sitio sensible a los cambios en su entorno químico local. A pesar de estas ventajas, la RMN es una técnica a granel, y el cambio químico observado es el promedio de todos los ambientes muestreados por un núcleo en particular. Se han desarrollado una serie de técnicas de RMN, muchas de las cuales se describen en este número, para recuperar información estructural, dinámica y cinética sobre conformaciones biomoleculares de alta energía y poco pobladas contenidas en el desplazamiento químico promedio10,11. Aunque transitoriamente poblados, la identificación y cuantificación de estos estados son importantes para determinar los detalles de los mecanismos funcionales12. Por ejemplo, en el caso de IDPs e IDRs, el conjunto conformacional puede estar sesgado para muestrear preferentemente conformaciones que son productivas para la formación de complejos de encuentro con compañeros de unión fisiológicos. La detección de estos estados, así como la identificación de las interacciones y dinámicas inter e intramoleculares específicas del residuo, son importantes para determinar los mecanismos estructurales subyacentes de la función de las proteínas y la formación de complejos.

Se describe un protocolo para el uso de la RMN de mejora de la relajación paramagnética (PRE) para investigar estados transitorios poco poblados importantes para la formación de complejos biomoleculares mediados por IDP/IDR13. Este enfoque es útil para estudiar las interacciones transitorias proteína-proteína, como las que promueven el ensamblaje de fibrillas amiloides a partir de la α-sinucleína 14,15 o la autoasociación de FUS16, así como para caracterizar interacciones proteína-proteínas específicas, como entre proteínas de señalización17. Se presenta un ejemplo de un IDP autoasociado, en el que las interacciones inter e intramoleculares específicas dan lugar a estados preferentemente compactados, así como a interacciones específicas del sitio que impulsan la autoasociación.

El PRE surge de la interacción dipolar magnética de un núcleo a un centro paramagnético con un tensor g isótropo, comúnmente suministrado en forma de un electrón desapareado en un grupo nitrógeno o como un átomo metálico paramagnético18 (Figura 1). Mientras que los átomos con tensores g anisotrópicos también producen un efecto PRE, el análisis de estos sistemas es más difícil debido a los efectos de confusión aportados por los desplazamientos de pseudocontacto (PCS) o el acoplamiento dipolar residual (RDC)13,19. La fuerza de la interacción entre un núcleo y el centro paramagnético depende de la distancia <r-6> entre los dos. Esta interacción da como resultado un aumento en las tasas de relajación nuclear, lo que provoca un ensanchamiento de la línea detectable incluso para interacciones de largo alcance (~10-35 Å), porque el momento magnético del electrón desapareado es muy fuerte20,21. La detección de estados transitorios con el PRE es posible si se cumplen las dos condiciones siguientes; (1) la interacción transitoria está en intercambio rápido en la escala de tiempo de RMN (el desplazamiento químico observado es un promedio ponderado por población de los estados de intercambio); y (2) la distancia entre los núcleos y el centro paramagnético es más corta en el estado transitoriamente poblado que en el estado principal11. El PRE transversal se denota Γ2 y, a efectos prácticos, se calcula a partir de la diferencia en las tasas de relajación transversal de 1H entre una muestra que contiene un centro paramagnético y un control diamagnético. Para un tratamiento en profundidad de la teoría del PRE y los cambios de pseudocontacto relacionados en regímenes de intercambio rápido y lento, se remite al lector a las revisiones exhaustivas de Clore y colaboradores13,22. Aquí, solo se considera la situación en la que 1H N-Γ 2 se encuentra en el régimen de intercambio rápido, donde debido a la dependencia r-6 del PRE, la tasa de relajación observada está relacionada tanto con la distancia a la que el centro paramagnético se acerca al núcleo como con la cantidad de tiempo que pasa en esa conformación. Por lo tanto, las conformaciones transitorias que no implican un acercamiento cercano producen un PRE pequeño, mientras que las interacciones más cercanas, incluso si son de corta duración, producirán un PRE más grande.

En el caso de los PDI, el PRE se utiliza para medir y diferenciar las interacciones que se producen dentro de una sola molécula (intramolecular) y entre moléculas separadas (intermolecular). Al unir un centro paramagnético a una proteína visible de RMN (p. ej., marcada con 15N) o invisible de RMN (p. ej., abundancia natural de 14N), se puede determinar la fuente (inter o intramolecular) del PRE (Figura 2). La mutagénesis dirigida al sitio que introduce un residuo de cisteína es un enfoque conveniente para unir un centro paramagnético (etiqueta de espín) a una proteína23. Se han propuesto varios tipos de moléculas para su uso como etiquetas de espín, incluyendo la quelación de metales (basada en EDTA) y la de radicales libres (basada en nitrógeno)24. Se han descrito varias etiquetas de centrifugado de nitrógeno y están disponibles con diferentes químicas reactivas a la cisteína, como metanetiosulfonato, maleimida y yodoacetamida25,26 (Figura 1). La flexibilidad inherente de la etiqueta o del enlazador puede ser problemática para ciertos análisis y, en estas situaciones, se han propuesto diferentes estrategias para limitar el movimiento de la marca, como la adición de grupos químicos voluminosos o el uso de un segundo enlazador para anclar la etiqueta a la proteína (unión de dos sitios)27, Artículo 28. Además, las etiquetas disponibles comercialmente pueden contener proteínas diastereoméricas, pero generalmente esto no contribuirá a la PRE29 observada. Se describe el uso del 3-Maleimido-PROXYL unido a una cisteína libre a través de la química de la maleimida, ya que está fácilmente disponible, es rentable, no reversible y el agente reductor tris(2-carboxietil)fosfina (TCEP) se puede mantener en la solución durante toda la reacción de marcado. Dado que el 3-maleimido-proxyl tiene un tensor g isotrópico, no se inducen PCS ni RDC, y se pueden utilizar las mismas asignaciones de desplazamiento químico tanto para las muestras paramagnéticas como para las diamagnéticas13.

El 1HN-T 2 se mide utilizando una estrategia de dos puntos de tiempo (T a, Tb) que previamente ha demostrado ser tan precisa como la recopilación de una serie de evolución completa que consta de 8 a 12 puntos de tiempo30. El primer punto de tiempo (T a) se establece lo más cerca posible de cero, y la longitud óptima del segundo punto de tiempo depende de la magnitud del mayor PRE esperado para una muestra dada y se puede estimar a partir de: Tb ~ 1,15/(R 2,dia + Γ 2) donde R 2,dia representa el R 2 de la muestra diamagnética13. Si se desconoce la magnitud de los PRE más grandes, establecer T b en ~ una vez 1 HT 2 de la proteína es una buena estimación inicial y optimizarse aún más ajustando T2 para mejorar la señal a ruido. Esta estrategia de medición de dos puntos reduce significativamente el tiempo experimental requerido para medir los PRE y permite tiempo para un mayor promedio de señales, particularmente porque se utilizan muestras relativamente diluidas para minimizar los efectos de los contactos no específicos entre moléculas. Para medir 1H,N-T, 2 se utiliza una secuencia de impulsos basada en HSQC y se ha descrito en detalle en otro lugar30. Para mejorar la sensibilidad, los pulsos duros de las transferencias INEPT hacia adelante y hacia atrás pueden reemplazarse con pulsos con forma; alternativamente, la secuencia se convierte fácilmente en una lectura31 basada en TROSY. Dado que las IDP suelen tener tasas de relajación transversal mucho más largas, lo que da lugar a anchos de línea más estrechos (debido al desorden inherente) que las proteínas globulares de tamaño similar, se pueden utilizar tiempos de adquisición largos en la dimensión indirecta para mejorar la resolución espectral y aliviar la limitación de dispersión por desplazamiento químico inherente a las IDP.

PRE es una herramienta útil para estudiar las interacciones proteína-proteína y proteína-ácido nucleico, en particular las interacciones que son transitorias o poco pobladas. Se proporciona un protocolo detallado para la preparación de una muestra de RMN adecuada para medir los PRE, incluidos los pasos para la purificación de proteínas, el etiquetado de espín dirigido al sitio, la configuración y calibración del programa de pulsos, el procesamiento y la interpretación de los datos de RMN. A lo largo de todo el estudio se señalan importantes consideraciones experimentales que pueden afectar a la calidad de los datos y al resultado experimental, como la concentración de la muestra, la selección de la etiqueta de espín y la eliminación de los componentes paramagnéticos.

Protocol

Requisitos generales para el protocolo: instalaciones de purificación de proteínas, espectrómetro UV-Vis, espectrómetro de RMN de alto campo y software operativo, software de análisis de posprocesamiento que incluye; NMRPipe32, Sparky33, (o CCPN Analysis 34, o NMRViewJ35). 1. Expresión recombinante y purificación de una proteína para mediciones de PRE Diseñe una construcción de e…

Representative Results

Se registraron PREs intramoleculares 1HN-Γ 2 en un fragmento autoasociado, intrínsecamente desordenado (residuos 171-264) derivado del dominio de baja complejidad de la proteína de unión al ARN EWSR142 (Figura 3). Se espera que los residuos en estrecha proximidad secuencial al punto de fijación de la etiqueta giratoria (por ejemplo, el residuo 178 o 260 en la Figura 3) se amplíen significati…

Discussion

Se ha presentado un método para caracterizar las interacciones transitorias que existen en poblaciones bajas entre proteínas intrínsecamente desordenadas y varios socios de unión utilizando PRE. En el ejemplo mostrado, la proteína se asocia a sí misma y, por lo tanto, el PRE puede surgir de una combinación de interacciones intermoleculares e intramoleculares. Este método se extiende fácilmente a muestras heterogéneas en las que se pueden caracterizar las interacciones entre dos proteínas diferentes. La informa…

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Agradecemos a las Dras. Jinfa Ying y Kristin Cano por sus útiles discusiones y asistencia técnica. DSL es un St. Baldrick’s Scholar y agradece el apoyo de la Fundación St. Baldrick’s (634706). Este trabajo fue apoyado en parte por la Fundación Welch (AQ-2001-20190330) para DSL, el Fondo Max y Minnie Tomerlin Voelcker (Beca para Jóvenes Investigadores de la Fundación Voelcker para DSL), los Fondos de Puesta en Marcha de UTHSA para DSL y una Beca de Posgrado Greehey en Salud Infantil para CNJ. Este trabajo se basa en la investigación realizada en las Instalaciones Centrales de Biología Estructural, parte de los Núcleos de Investigación Institucional en el Centro de Ciencias de la Salud de la Universidad de Texas en San Antonio, con el apoyo de la Oficina del Vicepresidente de Investigación y el Recurso Compartido de Descubrimiento de Fármacos y Biología Estructural del Centro Oncológico Mays (NIH P30 CA054174).

Materials

0.45 µm and 0.22 µm syringe filters Millipore Sigma SLHVM33RS
SLGVR33RS
Filter lysate before first purification step and before size exclusion chromatography.
100 mm Petri Dish Fisher FB0875713 Agar plates for bacterial transformation.
14N Ammonium chloride Sigma Aldrich 576794 Use of 15N in M9 medium will produce an NMR visible protein, 14N will produces an NMR invisible protein
15N Ammonium chloride Sigma Aldrich 299251 Use of 15N in M9 medium will produce an NMR visible protein, 14N will produces an NMR invisible protein
3 L Fernbach baffled flask Corning 431523 Bacterial expression culture
3-Maleimido-Proxyl Sigma Aldrich 253375 Nitroxide spin label
50 mL conical centrifuge tubes Thermo Fisher 14-432-22 Solution/protein storage
Amicon centrifugal filter Millipore Sigma UFC900308 Protein concentration
Ampicillan Sigma Aldrich A5354 Antibiotic for a selective marker, exact choice depends on the expression construct plasmid
Analytical balance Oahus 30061978 Explorer Pro, for weighing reagents
Ascorbic acid Sigma Aldrich AX1775 Reduces nitroxide spin label
Autoclave Sterilize glassware and culture media
Calcium chloride Sigma Aldrich C4901 M9 media component
Centrifuge bottles Thermo Fisher 010-1459 Harvest E. coli cells after recombinant protein expression
Centrifuge, hand-crank Thomas Scientific 0241C68 Boekel hand-driven, low-speed centrifuge with 15 mL buckets that can accommodate NMR tubes
Chelex 100 Sigma Aldrich C7901 Remove contaminating paramagnetic compounds from buffer solutions
Computer workstation Linux or Mac OS compatable with NMR data processing and analysis software packages such as NMRPipe and Sparky
Deuterium oxide Sigma Aldrich 151882 Needed for NMR lock signal
Dextrose Sigma Aldrich D9434 M9 media component
Dibasic Sodium Phosphate Sigma Aldrich S5136 M9 media component
Ellman's reagent (5,5-dithio-bis-(2-nitrobenzoic acid) Thermo Fisher 22582 Quantification of free cystiene residues
High speed centrifuge tubes Thermo Fisher 3114-0050 Used to clear bacterial lysate.
High-field NMR instrument (600 – 800 MHz) Bruker Equiped with a multichannel cryogenic probe and temperature control
IMAC column, HisTrap FF Cytvia 17528601 Initial fractionation of crude bacterial lysate
Isopropyl B-D-thiogalactoside (IPTG) Sigma Aldrich I6758 Induces protein expression for genes under control of lac operator
LB agar Thermo Fisher 22700025 Items are used for transforming E. coli to express protein of interest, substitions for any of these items with like products is acceptable.
LB broth Thermo Fisher 12780052
Low-pressure chromatography system Bio-Rad 7318300 BioRad BioLogic is used for low-pressure chomatograph such as running IMAC columns
Magnesium sulfate Sigma Aldrich M7506 M9 media component
Medium pressure chromatography system Bio-Rad 7880007 BioRad NGC equipped with a multi-wavelength detector, pH and conductivity monitors, and automatic fraction collector
MEM vitamin solution Sigma Aldrich M6895 M9 media component
Microfluidizer Avestin EmulsiFlex-C3 Provides rapid and efficient bacterial cell lysis
Micropipettes Thermo Fisher Calibrated set of micropippetters with properly fitting disposable tips (available from multiple manufacturers e.g. Eppendorf)
Monobasic potassium phosphate Sigma Aldrich 1551139 M9 media component
NMR pipettes Sigma Aldrich 255688 To remove sample from NMR tube
NMR sample tube NewEra NE-SL5 Suitable for high-field NMR spectrometers
Preparative Centrifuge Beckman Coulter Avanti J-HC Harvest E. coli cells after recombinant protein expression
Round bottom polystyrene centrifuge tubes Corning 352057 Clear bacterial lysate
Shaking incubator Eppendorf S44I200005 Temperature controlled growth of E. coli starter and expression cultures
Sodium chloride Sigma Aldrich S5886 M9 media component
Sonicating water bath and vacuum source Thomas Scientific Used to degas buffer solutions
Sonicator Thermo Fisher FB505110 Used for bacterial cell lysis or shearing bacterial DNA
Spectrophotometer Implen OD600 Diluphotometer Monitor growth of E.coli protein expression cultures
Superdex 200 16/600 size exculsion colum Cytvia 28989333 Final protein purification step
Topspin software, version 3.2 or later Bruker Operating software for the NMR instrument
Transformation competent E. coli cells Thermo Fisher C600003 One Shot BL21 Star (DE3) chemically competent E. coli, other strains may be compatable
Tris(2-carboxyethyl)phosphine (TCEP) ThermoFisher 20490 Reducing agent compatable with some sulfhydryl-reactive conjugations
UV-Vis spectrophotometer Implen NP80 Measure protein concentration.
Water bath, temperature controlled ThermoFisher FSGPD25 For heat shock step of bacterial transformation
Yeast extract Sigma Aldrich Y1625 For supplementing M9 media if required

References

  1. Dyson, H. J., Wright, P. E. Intrinsically unstructured proteins and their functions. Nature Reviews: Molecular Cell Biology. 6 (3), 197-208 (2005).
  2. Korneta, I., Bujnicki, J. M. Intrinsic disorder in the human spliceosomal proteome. PLoS Computational Biology. 8 (8), 1002641 (2012).
  3. Frege, T., Uversky, V. N. Intrinsically disordered proteins in the nucleus of human cells. Biochemistry and Biophysics Reports. 1, 33-51 (2015).
  4. Liu, J., et al. Intrinsic disorder in transcription factors. Biochemistry. 45 (22), 6873-6888 (2006).
  5. El Hadidy, N., Uversky, V. N. Intrinsic disorder of the BAF complex: Roles in chromatin remodeling and disease development. International Journal of Molecular Sciences. 20 (21), (2019).
  6. Wright, P. E., Dyson, H. J. Intrinsically disordered proteins in cellular signalling and regulation. Nature Reviews: Molecular Cell Biology. 16 (1), 18-29 (2015).
  7. Brangwynne, C. P. Phase transitions and size scaling of membrane-less organelles. Journal of Cell Biology. 203 (6), 875-881 (2013).
  8. Shin, Y., Brangwynne, C. P. Liquid phase condensation in cell physiology and disease. Science. 357 (6357), (2017).
  9. Cavanagh, J. . Protein NMR spectroscopy : principles and practice. 1st edition. , (2018).
  10. Sekhar, A., Kay, L. E. NMR paves the way for atomic level descriptions of sparsely populated, transiently formed biomolecular conformers. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 110 (32), 12867-12874 (2013).
  11. Anthis, N. J., Clore, G. M. Visualizing transient dark states by NMR spectroscopy. Quarterly Reviews of Biophysics. 48 (1), 35-116 (2015).
  12. Alderson, T. R., Kay, L. E. NMR spectroscopy captures the essential role of dynamics in regulating biomolecular function. Cell. 184 (3), 577-595 (2021).
  13. Clore, G. M., Iwahara, J. Theory, practice, and applications of paramagnetic relaxation enhancement for the characterization of transient low-population states of biological macromolecules and their complexes. Chemical Reviews. 109 (9), 4108-4139 (2009).
  14. Wu, K. P., Baum, J. Detection of transient interchain interactions in the intrinsically disordered protein alpha-synuclein by NMR paramagnetic relaxation enhancement. Journal of the American Chemical Society. 132 (16), 5546-5547 (2010).
  15. Janowska, M. K., Wu, K. P., Baum, J. Unveiling transient protein-protein interactions that modulate inhibition of alpha-synuclein aggregation by beta-synuclein, a pre-synaptic protein that co-localizes with alpha-synuclein. Scientific Reports. 5, 15164 (2015).
  16. Murthy, A. C., et al. Molecular interactions underlying liquid-liquid phase separation of the FUS low-complexity domain. Nature Structural & Molecular Biology. 26 (7), 637-648 (2019).
  17. Fawzi, N. L., Doucleff, M., Suh, J. Y., Clore, G. M. Mechanistic details of a protein-protein association pathway revealed by paramagnetic relaxation enhancement titration measurements. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 107 (4), 1379-1384 (2010).
  18. Griffith, O. H., Waggoner, A. S. Nitroxide free radicals: spin labels for probing biomolecular structure. Accounts of Chemical Research. 2 (2), 17-24 (1969).
  19. Bertini, I., Luchinat, C., Parigi, G., Ravera, E. . NMR of Paramagnetic Macromolecules, Applications to Metallobiomolecules and Models. 2 edn. , (2016).
  20. Bloembergen, N., Purcell, E. M., Pound, R. V. Relaxation effects in nuclear magnetic resonance absorption. Physical Review. 73 (7), 679-712 (1948).
  21. Solomon, I. Relaxation processes in a system of two spins. Physical Review. 99 (2), 559 (1955).
  22. Clore, G. M. Practical aspects of paramagnetic relaxation enhancement in biological macromolecules. Methods in Enzymology. 564, 485-497 (2015).
  23. Klare, J. P. Site-directed spin labeling EPR spectroscopy in protein research. Biological Chemistry. 394 (10), 1281-1300 (2013).
  24. Clore, G. M., Tang, C., Iwahara, J. Elucidating transient macromolecular interactions using paramagnetic relaxation enhancement. Current Opinion in Structural Biology. 17 (5), 603-616 (2007).
  25. Melanson, M., Sood, A., Torok, F., Torok, M. Introduction to spin label electron paramagnetic resonance spectroscopy of proteins. Biochemistry and Molecular Biology Education. 41 (3), 156-162 (2013).
  26. Czogalla, A., Pieciul, A., Jezierski, A., Sikorski, A. F. Attaching a spin to a protein — site-directed spin labeling in structural biology. Acta Biochimica Polonica. 54 (2), 235-244 (2007).
  27. Lindfors, H. E., de Koning, P. E., Drijfhout, J. W., Venezia, B., Ubbink, M. Mobility of TOAC spin-labelled peptides binding to the Src SH3 domain studied by paramagnetic NMR. Journal of Biomolecular NMR. 41 (3), 157-167 (2008).
  28. Fawzi, N. L., et al. A rigid disulfide-linked nitroxide side chain simplifies the quantitative analysis of PRE data. Journal of Biomolecular NMR. 51 (1-2), 105-114 (2011).
  29. Bleicken, S., et al. gem-Diethyl pyrroline nitroxide spin labels: Synthesis, EPR characterization, rotamer libraries and biocompatibility. ChemistryOpen. 8 (8), 1035 (2019).
  30. Iwahara, J., Tang, C., Clore, G. M. Practical aspects of 1H transverse paramagnetic relaxation enhancement measurements on macromolecules. Journal of Magnetic Resonance. 184, 185-195 (2007).
  31. Venditti, V., Fawzi, N. L. Probing the atomic structure of transient protein contacts by paramagnetic relaxation enhancement solution NMR. Methods in Molecular Biology. 1688, 243-255 (2018).
  32. Delaglio, F., et al. NMRPipe: a multidimensional spectral processing system based on UNIX pipes. Journal of Biomolecular NMR. 6 (3), 277-293 (1995).
  33. Lee, W., Tonelli, M., Markley, J. L. NMRFAM-SPARKY: enhanced software for biomolecular NMR spectroscopy. Bioinformatics. 31 (8), 1325-1327 (2015).
  34. Vranken, W. F., et al. The CCPN data model for NMR spectroscopy: development of a software pipeline. Proteins. 59 (4), 687-696 (2005).
  35. Johnson, B. A. Using NMRView to visualize and analyze the NMR spectra of macromolecules. Methods in Molecular Biology. 278, 313-352 (2004).
  36. Sjodt, M., Clubb, R. T. Nitroxide labeling of proteins and the determination of paramagnetic relaxation derived distance restraints for NMR studies. Bio-Protocol. 7 (7), (2017).
  37. Zhang, H., van Ingen, H. Isotope-labeling strategies for solution NMR studies of macromolecular assemblies. Current Opinion in Structural Biology. 38, 75-82 (2016).
  38. Rabdano, S. O., et al. Onset of disorder and protein aggregation due to oxidation-induced intermolecular disulfide bonds: case study of RRM2 domain from TDP-43. Scientific Reports. 7 (1), 11161 (2017).
  39. Burns, J. A., Butler, J. C., Moran, J., Whitesides, G. M. Selective reduction of disulfides by tris(2-carboxyethyl)phosphine. Journal of Organic Chemistry. 56 (8), 2648-2650 (1991).
  40. Ellman, G. L. Tissue sulfhydryl groups. Archives of Biochemistry and Biophysics. 82 (1), 70-77 (1959).
  41. Binbuga, B., Boroujerdi, A. F., Young, J. K. Structure in an extreme environment: NMR at high salt. Protein Science. 16 (8), 1783-1787 (2007).
  42. Schwartz, J. C., Cech, T. R., Parker, R. R. Biochemical properties and biological functions of FET proteins. Annual Review of Biochemistry. 84, 355-379 (2015).
  43. Nabuurs, S. M., de Kort, B. J., Westphal, A. H., van Mierlo, C. P. Non-native hydrophobic interactions detected in unfolded apoflavodoxin by paramagnetic relaxation enhancement. European Biophysics Journal. 39 (4), 689-698 (2010).
  44. Wiedemann, C., Kumar, A., Lang, A., Ohlenschlager, O. Cysteines and disulfide bonds as structure-forming units: Insights from different domains of life and the potential for characterization by NMR. Frontiers in Chemistry. 8, 280 (2020).
  45. Wommack, A. J., et al. NMR solution structure and condition-dependent oligomerization of the antimicrobial peptide human defensin 5. Biochemistry. 51 (48), 9624-9637 (2012).
  46. Taylor, A. M., et al. Detailed characterization of cysteine-less P-glycoprotein reveals subtle pharmacological differences in function from wild-type protein. British Journal of Pharmacology. 134 (8), 1609-1618 (2001).
  47. Hu, K., Doucleff, M., Clore, G. M. Using multiple quantum coherence to increase the 15N resolution in a three-dimensional TROSY HNCO experiment for accurate PRE and RDC measurements. Journal of Magnetic Resonance. 200 (2), 173-177 (2009).
  48. Anthis, N. J., Doucleff, M., Clore, G. M. Transient, sparsely populated compact states of apo and calcium-loaded calmodulin probed by paramagnetic relaxation enhancement: interplay of conformational selection and induced fit. Journal of the American Chemical Society. 133 (46), 18966-18974 (2011).
  49. Battiste, J. L., Wagner, G. Utilization of site-directed spin labeling and high-resolution heteronuclear nuclear magnetic resonance for global fold determination of large proteins with limited nuclear overhauser effect data. Biochemistry. 39 (18), 5355-5365 (2000).
  50. Donaldson, L. W., et al. Structural characterization of proteins with an attached ATCUN motif by paramagnetic relaxation enhancement NMR spectroscopy. Journal of the American Chemical Society. 123 (40), 9843-9847 (2001).
  51. Gaponenko, V., et al. Protein global fold determination using site-directed spin and isotope labeling. Protein Science. 9 (2), 302-309 (2000).
  52. Trindade, I. B., Invernici, M., Cantini, F., Louro, R. O., Piccioli, M. PRE-driven protein NMR structures: an alternative approach in highly paramagnetic systems. FEBS Journal. 288 (9), 3010-3023 (2021).
  53. Nitsche, C., Otting, G. Pseudocontact shifts in biomolecular NMR using paramagnetic metal tags. Progress in Nuclear Magnetic Resonance Spectroscopy. 98-99, 20-49 (2017).

Play Video

Cite This Article
Johnson, C. N., Libich, D. S. Paramagnetic Relaxation Enhancement for Detecting and Characterizing Self-Associations of Intrinsically Disordered Proteins. J. Vis. Exp. (175), e63057, doi:10.3791/63057 (2021).

View Video