JoVE Journal > Neuroscience
Summary
Abstract
Introduction
Protocol
Results
Discussion
Disclosures
Acknowledgements
Materials
References
Türkçe

Automatically Generated
Please note that all translations are automatically generated. Click here for the English version.
Neuroscience

Doğru ve Derin Nicel Proteom Analizi için Yetişkin Subependymal Bölgesinin Kriyo-kesit Diseksiyonu

Published: October 07, 2021
doi:
10.3791/63047
, ,
1Division of Physiological Genomics, Biomedical Center,Ludwig Maximilian University of Munich, 2Institute for Stem Cell Research,Helmholtz Zentrum München, 3SYNERGY, Excellence Cluster Systems Neurology,University of Munich, 4Department of Clinical Neuroscience,Karolinska Institutet

Summary

Kriyo-kesit diseksiyonu, derin nicel proteom analizi için murine beynindeki en büyük nörojenik nişin taze ve donmuş hazırlanmasını sağlar. Yöntem kesin, verimlidir ve minimum doku pertürbasyonuna neden olur. Bu nedenle, bu nişin moleküler mikroçevriminin yanı sıra diğer organların, bölgelerin ve türlerin incelenmesi için idealdir.

Abstract

Subependymal nörojenik niş, lateral ventrikülün lateral ventrikül duvarının paraventriküler şeridinden oluşur. Subependymal bölge (SEZ), ventriküllere ve beyin omurilik sıvısına maruz kalan ince ve belirgin bir bölgedir. Bu nişin izolasyonu nörojenik kök hücre mikroçevrinin analizini sağlar. Bununla birlikte, proteom analizi için küçük dokuların çıkarılması, özellikle önemli ölçüm derinliğinin korunması ve güvenilir sağlamlığın sağlanması için zordur. Bu zorlukların üstesinden gelmek için yüksek hassasiyeti minimum doku pertürbasyonu ile birleştiren kriyo-kesit diseksiyonu (CSD) adı altında yeni bir yöntem geliştirilmiştir. Yöntem, düşük bol niş regülatörlerin algılanmasını sağlayan son teknoloji kütle spektrometresi (MS) yöntemleriyle uyumludur. Bu çalışma, CSD ve proteom verilerini lazer yakalama-mikrodiseksiyon (LCM) ve standart bir tam parça diseksiyon ile elde edilen yöntem ve verilerle karşılaştırdı. CSD yöntemi, LCM’ye kıyasla hazırlık süresinin yarısından daha kısa sürede iki kat daha az nicelik derinliğine neden oldu ve aynı anda tüm ekseksiyonun diseksiyon hassasiyetini açıkça geride bıraktı. Bu nedenle, CSD proteom analizi için SEZ toplamak için üstün bir yöntemdir.

Introduction

Nörogenez yetişkin beyninde kısıtlandığı için, çeşitli merkezi sinir sistemi onarım stratejileri, yetişkin sinirsel replasmanın temellerinin daha fazla anlaşılmasından büyük ölçüde fayda sağlayacaktır. Kemirgenler, postnatal nörogenezin temel mekanizmalarını anlamamıza yardımcı oldu, ancak yetişkin nörogenezinin büyük ölçüde türlere bağlı olduğu belirtilmelidir. Farelerde, üç yetişkin nöral kök hücre (NSC) niş vardır. Hipotalamus nörojenik potansiyele sahip yetişkin bir NSC niştir1,2, sürekli yetişkin nörogenez ise esas olarak hipokampus3 ve lateral ventriküllerin lateral duvarlarının SEZ’si ile sınırlıdır4,5,6. SEZ, transkriptör progenitör hücreler (tip C hücreleri) yoluyla nöroblastlara (tip A hücreleri) dönüşen NSC’leri (tip B hücreleri) içeren en büyük germinal bölgedir. SEZ, B tipi hücrelerin% 20-35’ini, C tipi hücrelerin% 1-15’ini, A tipi hücrelerin% 1-30’unu ve ependymal hücrelerin% 25-50’sini içerir7. SEZ, kök hücre nişinde bulunan ve etkileyen endotel hücreleri, mikroglial hücreler ve ependymal hücreler ile karmaşık bir mikro mimarisine sahiptir8,9,10. SEZ’de nöronlar az olmasına rağmen, striatum, ventral tegmental alan veya hipotalamus B tipi hücrelere ulaşır ve etkiler4 gibi uzak kaynaklardan yayılan aksonlar. Bu kök hücre nişinin benzersiz bir özelliği, çoğalma bölgesi ile farklılaşma bölgesi arasındaki ayrımdır. Çoğalma sonrasında, nöronal progenitörler SEZ’den koku ampulüne birkaç milimetre göç ederler ve burada nöronlara ölümcül bir şekilde farklılaştılar ve önceden var olan sinir devrelerine entegre oldular. Nörogenez ile ilişkili hücre iç programlarına yönelik araştırmalar, deneysel terapötik hücre yeniden programlama ve transplantasyon stratejileri için önemli bilgiler sağlamıştır15,16,17,18,19,20. Bununla birlikte, hücre-dışsal sinyaller de nörogenez düzenler ve doku ortamları kök hücrelerin nörojenik kaderini belirleyebilir11,12,14,21,22,23. Sonuç olarak, nörojenik nişlerin mikroçevriminin araştırılması ve kök hücrelerle etkileşimi çok önemlidir.

Hücre dışı matris (ECM) ve diğer salgılanan proteinler mikroçevrinin büyük bir parçasıdır. Doğru tanımlama ve niceleme için, proteomik bir yaklaşım, ECM24,25 için transkriptom ve protein düzeyleri arasındaki düşük korelasyon nedeniyle ECM bileşimini belirlemek için transkriptomik bir yaklaşımdan daha uygundur. Ayrıca, SEZ’deki niş düzenleyicilerin sadece nişlerin kendisini dolduran hücreler tarafından üretilmediğine dair önemli kanıtlar vardır. Koroid pleksus gibi daha uzak yerler, beyin omurilik sıvısı aracılığıyla kök hücrelere iletilen modülasyon sinyallerini salgılar22,23. Niş proteomu araştırmak, hücre dışı mikroçevretmenin önemli bir kısmının proteinler tarafından bir araya getirildiği göz önüne alındığında, üretim sahalarından bağımsız olarak niş düzenleyicilerin tanımlanmasına yardımcı olabilir.

Tarafsız proteomik analiz için murine ventrikül bölgesini toplamak için, bitişik striatumun dokusunu hariç tutarken kök hücre içeren 50 μm ince paraventriküler kurdeleyi yakalayan yüksek hassasiyetli bir yöntem gereklidir. Ayrıca, diseksiyon sırasında doku pertürbasyonu hücre dışı mikroçevrim analiz etmek için minimalize edilmelidir, çünkü büyüme faktörleri veya sitokinler de dahil olmak üzere çözünür proteinler kolayca yıkanabilir. Sabit dokunun kütle spektrumunu analiz etmek mümkün olsa da, paraformaldehit gibi gerekli ajan protein tanımlama derinliğini azaltacak ve posttranslational değişikliklere neden olabilir. Floresan ile aktive edilmiş hücre sıralama analizi için hücrelerin toplanması için ortak bir tam SEZ diseksiyonu, tüm SEZ’yi makasla kaldırır26. Bu standart diseksiyon minimal doku pertürbasyonu ile hızlıdır. Bununla birlikte, numunelerin striatal kirlenmesi önlenemez. Buna karşılık, LCM üstün diseksiyon hassasiyetinin olağanüstü avantajına sahiptir. Bununla birlikte, LCM, örneğin arka plan boyama veya lazer kaynaklı protein denatürasyonu nedeniyle doku pertürbasyonlarını tanıtabilir. Wholemount diseksiyonu ve LCM’nin güçlü yönlerini birleştirmek için MS ile uyumlu, kriyo-kesit diseksiyonu (CSD) olarak adlandırılan yeni bir yöntem geliştirilmiştir (Şekil 1A-D). CSD, SEZ’nin çıkarılmasına ve SEZ için ideal, çoğunlukla nörojenik olmayan bir kontrol bölgesi olan lateral ventriküllerin (MEZ) medial duvarlarının SEZ’nin diseksiyonuna izin verir (protokole bakın). CSD ve son teknoloji MS yöntemlerinin kombinasyonu ile elde edilen niş proteom, bu yetişkin NSC niş25’te yeni düzenleyicilerin karakterizasyonu ve tanımlanması için yararlı olduğunu kanıtladı. Bu nedenle, bu yöntem SEZ doku protein bileşiminin belirlenmesi için yararlı olacaktır.

Protocol

Bu çalışmadaki tüm deneysel prosedürler Alman ve Avrupa Birliği yönergelerine uygun olarak gerçeklenmiş ve kurumsal hayvan bakım komitesi ve Yukarı Bavyera hükümeti (Regierung von Oberbayern) tarafından onaylanmıştır. Deneyler için sadece 8-10 haftalık erkek C57Bl6 fareleri kullanıldı. 1. Fare beyninin hazırlanması (~ Fare başına 15 dk) 1x Hank’in Dengeli Tuz Çözeltisinin (HBSS) 500 mL’sine 5 mL 1 M HEPES (son konsantrasyon 10 mM) ekleyerek diseksiyon ortamını hazırlayın.NOT: Diseksiyon ortamının (+4 °C) saklama süresi 2 haftayı geçmemelidir. Fareleri servikal çıkık ile kurban edin ve beyni dikkatlice parçalara ayırmayın.NOT: AKM araştırılırken, doku tercihen değiştirilmemelidir. Servikal dislokasyon diseksiyon süresini mümkün olduğunca kısa tutar, böylece post-mortal enzimatik otodizasyonu mümkün olduğunca önler. Kanın çıkarılması araştırma sorusu için kritikse, beyni çıkarmadan önce fareyi fosfat tamponlu salin (PBS) ile transkardiyöz olarak kullanın. Beyni elle diseksiyonla çıkarın ve buz gibi diseksiyon ortamı içeren bir kültür kabına yerleştirin (Şekil 1B – 1).NOT: Diseksiyon boyunca beyinleri buz üzerinde diseksiyon ortamında tutun. Koku ampulünü (OB) neşterle (Şekil 1B – 2) OB ile korteksin ön direği arasında düz bir koronal kesimle çıkarın. Koronal düzlemde lateral ventrikülleri görünür hale getirmek için bir koronal kesim kullanarak korteksin ön kutbunun neşterle çıkarılmasının (Şekil 1B – 3).NOT: Koronal kesimin optik chiasm’dan ~5 mm rostral olarak yapıldığından emin olun; aksi takdirde, SEZ/MEZ’in rostral kısmı kaybolur. Makas kullanarak, kortikal yüzeyden ventrikül lümenine kadar yay kesitinden başlayarak her iki lateral ventrikülü de üstten açın ve bu kesimi ventrikül bükülmesini takiben c şeklinde uzatın (Şekil 1B – 4). Makasla ek bir koronal kesim ile sol ve sağ sagittal kesiğin kaudal uçlarını bağlayın.NOT: Üç kesim şimdi bir yamuk oluşturur ve bir sonraki adımda korteks ve korpus callosumunun çıkarılmasını kolaylaştıracaktır. Lateral ventrikülleri kaplayan korteks ve korpus callosum’u asaps kullanarak çıkarın (Şekil 1B – 5). Daha sonra, medial ventrikül duvarlarını kaplayan korteks ve korpus callosum’u çıkarın. Burada, doku medial ventrikül duvarlarına bağlıysa ek kesikler yapın veya dokuyu yerinden çıkarmak için korteksi ve korpus callosum’u makasla kaldırın. Ventrikül duvarlarını forsepslerle dikkatlice yayın (Şekil 1B – 6). Koroid pleksusups ile çıkarın.NOT: Koroid pleksusunun tamamen çıkarılması, aşağıdaki diseksiyon adımlarına müdahaleyi önlemek ve SEZ/MEZ örneklerinin potansiyel kirlenmesini önlemek için önemlidir. Beyni cam bir kaydırağın üzerine koyun ve beyni dondurmak için cam kaydırağı kuru buzun üzerine yerleştirin. Ventrikül duvarlarını açık konfigürasyonda koruyun.NOT: SEZ ve MEZ’in hassas ve özel diseksiyonu için ventrikülün lateral ve medial duvarları arasında yeterli mesafeyi sağlayın. Doku kapalı bir konfigürasyona geri dönerse, duvarları donma sırasında istenen konumda sabitlemek için tokmakları kullanın. SEZ/MEZ’de herhangi bir hasar meydana gelmekten kaçının. Özellikle açılan ventriküllerin üst kenarında minimum kuvvet uygulamayı deneyin. 2. Hazırlanan beynin bölümlenerek (~ fare başına 15 dk) Bir kriyostat kullanarak lateral ventrikülün sonuna kadar beynin 50-100 μm kalınlığında koronal bölümlerini kesin ve bölümleri cam slaytlara monte edin. Beynin OCT ortamı ile arka beyindeki kriyostat bağlanma plakasına bağlı olduğundan ve özellikle ventriküllerde hiçbir OCT’nin ön beyinle temas etmemesini sağlayın.NOT: OCT ortamı MS ölçümlerini kesintiye uğratacaktır. Bununla birlikte, doku bir antikor testi için kullanılacaksa, OCT ortamını dışlamak gereksizdir. Kaplamalı cam slaytların kullanılması önerilmez. Kaplanmış slaytlar dokuya çok fazla yapışkan kuvvet uygular, böylece doku örneğinin slaytlardan aşağıdaki adımlarda mikrosantrifüj tüpüne translokasyonuna engeldir. 3. Beyin dilimlerinin serbest elle diseksiyonu (~ fare başına 30 dk) Beyin bölümlerini içeren cam slaytları bir diseksiyon mikroskobu altında kuru buzun üzerine yerleştirin (Şekil 1C – 1). Mikrosantrifüj tüplerini kuru buz üzerinde hazırlayın ve numune transferden önce tüplerin en az 1 dakika kuru buzda kalmasını sağlayın.NOT: Bazı düşük kaliteli tüpler MS ölçümleriyle ilişkili sonraki doku sindirim adımlarında plastik dökebileceğinden, yüksek kalitede mikrosantrifüj tüpleri kullanın. Striatumun kompakt miyelinini yoğun beyaz noktalar olarak gözlemlenebilir hale getirmek için kısa ve eksik bir çözülme elde etmek için dilimleri kuru buzdan 15-30 sn kaldırın.NOT: SEZ ile striatum arasındaki sınırı bulmak uygulanabilir hale gelir (Şekil 1C – 2, miyelin hariç tutulması ve tümmount yöntemiyle karşılaştırma için Şekil 2A’ya bakın). Çözülme çok uzun sürerse, eldiven kaplı bir parmağı cam kaydırağın karşı tarafına bastırarak işlem hızlandırılabilir. Ancak, aşırı çözülme kolayca gerçekleştiği için bu manevra yapılmalıdır. SEZ’yi önceden soğmuş bir neşterle bitişik striatumdan ayırın (Şekil 1C,D). Soğutulmuş neşterin künt kenarını kullanarak SEZ’yi ya bütün bir parça olarak aktarın ya da 2-4 parçaya ayırarak bir mikrosantrifüj tüpüne aktarın. Doku MS dışında başka bir analiz türü için kullanılacaksa, doku örneğini bunun yerine uygun kaba (örneğin, 96 kuyu plakası) aktarın.NOT: Tamamen donmuş dokunun kesilmesi, dokunun hızla kopmasına ve kaydıraktan düşmesine neden olabilir. Tamamen çözülmüş dokuyu kesmek dokunun parçalanmasına yol açar. Dokunun ne tamamen donmuş ne de tamamen çözülmüş olduğundan emin olun.

Representative Results

Yukarıdaki adımları takip ederken, mikrosantrifüj tüplerindeki doku örnekleri MS numunesi hazırlamaya hazır ve uyumludur. Numune hazırlamadan sonra, fare başına SEZ veya MEZ örneği başına ~ 5-7 μg peptit elde ettik. Bununla birlikte, peptitlerin son miktarları MS hazırlama yöntemine bağlı olabilir. Aşağıdaki proteom karşılaştırmalarında, peptit spektrumu her doku bölgesi için oluşturulan peptit spektrumu kütüphaneleri ile hesaplamalı olarak eşleştirilmesiyle protein tanımlama ve nicelik derinliği (örnek başına 500-1.000 protein) arttırılmıştır25,27. Özellikle, peptit spektrum kütüphanelerinin oluşturulması için burada kullanılan kayıpsız nano fraksiyonasyon yöntemi şu anda ticari olarak mevcut değildir. Ham MS verileri MaxQuant yazılımı28 kullanılarak analiz edildi ve milyar aralık başına parçalarda kütle doğruluğu elde edildi29. Max Quant ortamı MS çalıştırmaları arasında eşleştirmeye izin verir. Protein bolluğu etiketsiz bir niceleme algoritması kullanılarak ölçüldü30. İmmünhistokimyasal lekeleme taze donmuş dokularda yapıldı ve daha önce bildirildiği gibi yapıldı25 (bkz. Malzeme Tablosu). Kriyo-kesit diseksiyonuYetişkin farelerin tam SEZ ve MEZ’i (n = 4) CSD kullanılarak elde edilmiştir (bkz. Şekil 1 ve protokol). Somatosensör korteks (Cx) cerrahi makasla parçalanmış. Ek 4 fare aynı şekilde parçalandı; bununla birlikte, parçalanmış doku, bireysel örneklerde protein tanımlama ve nicelemenin artması için proteome kütüphanesini (10.923 tanımlanmış protein) oluşturmak için bölge başına bir örnek halinde birikmiştir25. Dört ayrı örnekte,(ortalama ± SD) SEZ’de 6.673 ± 317.4 protein, MEZ’de ise 6.747 ± 37.7 protein ölçülmektedir. Tüm MS proteomik verileri PRIDE31 ortak deposu aracılığıyla ProteomeXchange Konsorsiyumu’na yatırıldı ve burada bildirilen proteomların katılım numarası ProteomeXchange: PXD016632 (http://proteomecentral.proteomexchange.org). Wholemount diseksiyonu ile karşılaştırmaWholemount diseksiyonu standart bir protokole göre gerçekleştirildi26. Wholemount diseksiyonu, CSD25’e kıyasla benzer sayıda protein (SEZ için yaklaşık 6.000 ve Cx için 6.000, n = grup başına 4) ortaya çıkardı. SEZ için CSD kullanmanın amaçlanan iyileştirmelerinden biri, tam bir diseksiyon protokolü yerine, potansiyel striatal kontaminasyonun azaltılmasıdır. Başka bir bölgeden doku ile kontamine olmuş SEZ örneklerinde, tespit edilen aday proteinler, ilgi alanı ve kontaminatörden önemli zenginleşme neden olabileceği için bir bölgeye tahsis edilemez. İmmünohistokimyasal olarak, striatumun miyelin ilişkili glikoprotein (MAG) pozitif miyelin bakımından zengin iç kapsülleri allmount örneklerde ancak nadiren CSD örneklerinde tanımlanmıştır (Şekil 2A). Tümmount numunelerdeki striatal kontaminasyon, SEZ’deki miyelin proteinlerinin somatosensör korteks (Cx) Gri Madde (GM) örneklerine kıyasla zenginleştirilmesi belirlenerek doğrulanabilir (Şekil 2B). Cx GM’nin büyük bölümlerinin, özellikle üst Cx katmanlarının unmyelinated32 olduğunu unutmayın. Büyük lif demetleri striatumdan geçerken, bu bölge tarafından kirlenme, miyelin proteinlerinin Cx’e kıyasla zenginleşmesine neden oldu. SEZ örneklerinde striatal kontaminasyon için belirteç olarak kullanılan miyelin proteinleri miyelin temel proteini (MBP), miyelin ilişkili glikoprotein (MAG), proteolipid protein 1 (Plp1) ve 2′,3′-siklik-nükleotid 3′-fosfoditeraz (Cnp) şeklindeydi. Tüm miyelin-marker proteinleri SEZ’de Cx ile karşılaştırıldığında önemli ölçüde zenginleştirilmiştir. Striatum33’ün proteomik verileri, tüm diseksiyonun SEZ örneklerindeki miyelin proteinlerinin zenginleştirilmesinin striatal doku ile kontaminasyondan kaynaklandığı hipotezini desteklemektedir. Bu nedenle, CSD, striatal doku (kompakt miyelin bakımından zengin) ile kontaminasyonu, tam bir diseksiyona kıyasla büyük ölçüde önledi. Ayrışmayan dokunun tarafsız proteom analizi ilginç hücre dışı proteinleri ortaya çıkarmaz. CSD kullanılarak yapılan iyileştirilmiş diseksiyon ile hücre dışı ilişkili proteinler, numunelerde tüm binek örneklere kıyasla önemli ölçüde zenginleştirilmiştir (Şekil 2C, ek açıklama zenginleştirme testi). CSD ve kepekli diseksiyon, gen ontolojisi (GO) terimlerinin “hücre dışı veziküler eksozom” ve “hücre dışı bölge kısmının” karşılaştırılabilir bir zenginleştirilmesini gösterir. Bununla birlikte, GO terimi “Matrisome ilişkili” CSD’de tam diseksiyondan biraz daha zenginleştirilmiştir. Buna göre, ECM çapraz bağlayıcı enzim ve yakın zamanda keşfedilen nörogenez düzenleyici transglutaminaz-2 (Tgm2), CSD25 kullanan Cx’e kıyasla SEZ’de zenginleştirilmiş olarak bulundu. Buna karşılık, wholemount diseksiyonu ile elde edilen SEZ ve Cx örnekleri arasında bir fark bulunmadı (Şekil 2D). Striatum33’ün proteomik verileri, nörogenez düzenleyicisi Tgm2’nin tam diseksiyonla tespitinin striatal doku ile kontaminasyon tarafından engellendiğinin hipotezini desteklemektedir. Bu nedenle, genel olarak, kriyo-kesit diseksiyonu, nişe özgü proteom analizi için standart diseksiyonda başarılı ama aynı zamanda gerekli bir gelişmedir. Lazer yakalama-mikroskopisi ile karşılaştırıldığındaSEZ’nin ön yarısı ve 3 yetişkin farenin MEZ’i LCM için elde edildi (Şekil 3A). Genel olarak, LCM yöntemi, özellikle doku pertürbasyonu ve verimliliği ile ilgili bazı dezavantajlar sergiler. Diseksiyon mikroskobu altında ilgi çekici bölgeyi görselleştirmek için, büyüme faktörleri, sitokinler veya enzimler gibi ECM düzenleyicileri gibi küçük veya çözünür proteinleri yıkamak için arka plan boyama gereklidir. Ayrıca, slaytlar lazerle çıkarma sırasında oda sıcaklığında çeşitli zamanlar harcar. Ayrıca, lazerin kendisi ilgi çekici proteinleri denatüre edebilir. CSD, diseksiyonu gerçekleştirmek için gereken zaman ve çaba konusunda LCM’ye göre önemli bir avantaja sahiptir: protokolün 1. bu adım olmadan, ventrikül duvarları yapışma olmaya devam eder ve MEZ ve SEZ örneklerinin ayrılmasını zorlaştırır. CSD bölümlerinin (100 μm) LCM bölümlerinin maksimum kalınlığından (15 μm), adım 2 (beynin bölümlenimi) ve 3. adımdan (MEZ ve SEZ’yi her koronal bölümden çıkarmak) LCM için en az 6-7 kat daha uzun süre alacağı göz önüne alındığında. Gerekli arka plan boyama ve lazer mikroskobun kurulması ek zaman alacaktır. Burada, 3 hayvanın SEZ ve MEZ’inin% 50’sini LCM ile hasat etmek üç kat daha uzun sürdü, CSD tarafından 4 hayvanın SEZ ve MEZ’inin% 100’üne kıyasla, CSD’nin sekiz kat hız avantajını sağladı. Özetle, LCM sadece önemli miktarda ek çaba gerektirmekle kalmaz, aynı zamanda doku, sonraki analizlerle oluşturulan verilerin dinamiklerini ve güvenilirliğini tehlikeye atabilecek önemli ölçüde daha uzun bir manipülasyon ve sıcaklık değişikliklerine maruz kalır. CSD’nin MS sonuçları lazer yakalama mikroseksiyonundan (LCM) elde edilen sonuçlarla karşılaştırıldı. Her iki veri kümesi de CSD örnekleri havuza alarak oluşturulan proteomik kitaplıkla eşleştirildi. Ortalama olarak LCM, SEZ ve medial ventrikül bölgesinde sırasıyla 238,7 bireysel protein ± 270,0 ± 3,441 ve 3,613 protein verdi (Şekil 3B). Protein tanımlamadaki dikkat çekici fark göz önüne alındığında, ana bileşen analizi (PCA) diseksiyon yöntemine göre ayrı ayrışma göstermiştir (bileşen 1: ,7, gösterilmemiştir). Bileşen 2, LCM örnekleri arasında SEZ ve MEZ için en büyük ayrımı gösterdi (%8,5, Şekil 3C). Bileşen 3 ayrıca LCM ve CSD’yi ayırıyor gibi görünüyor; ancak bu fark, tanımlanan proteinlerin sayısından (%6,4) ziyade yönteme dayalı farklılıklardan neden olabilir. Bununla birlikte, genel bölgesel ayrım kriyo-diseksiyon verileri için çarpıcı bir şekilde farklı kaldı ve LCM’den çok daha iyi. Veri dinamiklerindeki bu tutarsızlık, lazer diseksiyonu sırasında numunelerin oda sıcaklığında harcadığı farklı zamanlardan veya küçük doku miktarlarının sonraki proteomik protokollerde ve kütle spektrometresi ölçümlerinde değişkenliğe daha yüksek duyarlılığından neden olabilir. ECM’nin proteom profilindeki farklılıkları aramak için SEZ ve MEZ için CSD ve LCM arasında 2D ek açıklama zenginleştirme testi yapıldı (Şekil 3D). LCM ve CSD örnekleri arasındaki GO terimlerinin göreli zenginleştirilmesinin hesaplanması, eşit olmayan doku miktarına ve diseksiyon protokolündeki farklılıklara rağmen ECM protein kümelerinin göreli proteome dinamiklerinin iki yöntem arasında karşılaştırılmasına olanak tanır. Arsalar LCM ve CSD arasında iyi bir korelasyon ortaya koymaktadır. “Hücre dışı bölge kısmı” ve “hücre dışı membran bağlı organel” ek açıklamaları hem yöntemlerde hem de bölgelerde benzer şekilde zenginleştirilmiştir. Bu nedenle, LCM’nin artan zaman talebi, ECM ile ilişkili proteinler için nispeten daha yüksek bir duyarlılıkla telafi edilmiş görünmemektedir. Bunun yerine CSD, nörogenez ve SEZ ile ilişkili ECM proteinleri Tgm2, Thrombospondin-4 (Thbs4), S100a6 ve Tenacin-C (Tnc) için örnek verileri karşılaştırırken daha sağlam tanımlama/niceleme sağlar (Şekil 3E). TnC durumunda, tüm örneklerde ölçülse de, MEZ’e kıyasla SEZ için yalnızca CSD zenginleştirme görüntüledi. Yine de, SEZ ile ilişkili bazal membran proteinleri Nidogen-1 (Nid1), Laminin alt birimi beta-2 (Lamb2) ve bodrum membran spesifik heparan sülfat 1proteoglikan çekirdek proteini (Hspg2)35, LCM örneklerinde SEZ’de (MEZ’e kıyasla) CSD örneklerine göre daha da sağlam bir zenginleştirme gösterdi (gösterilmedi). Bu nedenle, CSD, SEZ karakterizasyonu için doğru ve derin nicel proteom sağlayan doku örneklerini, tehlikeye atılmış doku bütünlüğü veya protein kaybı konusunda endişelenmeden makul bir zaman diliminde sağlayabilir. İstatistikPerseus ortamında istatistiksel test, 2D ek açıklama zenginleştirme testleri ve PCA yapıldı. Her yöntem için en az bir örnekte geçerli bir değer tespit edilmişse proteinler analize dahil edildi. Protein bolluğu ve sayı karşılaştırmaları veri analiz yazılımı kullanılarak görselleştirilmiştir ( bkz. Malzeme Tablosu). Protein karşılaştırmaları için yanlış keşif oranının (FDR) permütasyona dayalı kontrolü (FDR 0,05 olarak ayarlanmıştır, 250 randomizasyon) kullanıldı. 2D ek açıklama zenginleştirme testleri36 için, görüntülenen GO terimleri önemli ölçüde zenginleştirilmiştir (FDR, Benjamini-Hochberg FDR kontrol yöntemi kullanılarak 0,02 olarak ayarlanmıştır). Şekil 1: Kriyo-Kesit-Diseksiyon yöntemi. (A) İlgi alanına genel bakış: nörojenik SEZ ve nörojenik olmayan MEZ ile lateral ventrikül. Nöroblastlar Dcx ile immünositlendi. (B) Ob, ön kutup, korteks ve korpus callosumun ventriküllerin ve koroid pleksus üzerindeki adım adım çıkarılması: 1. diseksiyon ortamına yerleştirme, 2. OB’nin çıkarılması, 3. korteksin ön direğinin çıkarılması, 4. ventrikül üst kısmının sagittal kesileri, 5. ventrikül üst kısmının çıkarılması, 6. ventrikül duvarlarının yayılması. (C) Taze donmuş fare beyninin 100 μm koronal dilimi, (1.) öncesi ve (2.) ventrikül duvarlarının buz gibi bir neşterle çıkarılmasından sonra. Ölçek çubukları = 4 mm (D) Lateral ventrikül koronal bir bölümün boyanma (GFAP: yeşil; DAPI: mavi), CSD ile parçalanmış SEZ ve MEZ’i gösterir. Ölçek çubukları = 300 μm (A), 200 μm (D). Kısaltmalar: CSD = kriyo kesit diseksiyonu; SEZ = subependymal bölge; MEZ = medial ependymal bölge; Dcx = Çiftcortin; OB = koku ampulü; GFAP = glial fibril asidik protein; DAPI = 4′,6-diamidino-2-fenylindole. Bu rakamın daha büyük bir sürümünü görüntülemek için lütfen buraya tıklayın. Şekil 2: Bütün diseksiyona kıyasla kriyo-kesit diseksiyonu ile üstün diseksiyon-hassasiyet. (A) Wholemount diseksiyonu ile elde edilen bir SEZ örneğinin immünohistokimyasal görüntüsü (solda). Miyelin bakımından zengin striatal dokunun dahil edilmesi MAG (yeşil) karşısında lekelenerek görselleştirilir. CSD ile parçalanmış bir SEZ’nin boyanma (sağda). CSD’de, hemen hemen tüm striatal miyelin (MAG’a karşı boyama, yeşil) örnek şeritten çıkarılır. Çekirdekler DAPI (mavi) kullanılarak görselleştirildi. (B) SEZ ve Cx’teki miyelin işaretleyici zenginleştirmesinin wholemount’tan karşılaştırılması (MBP: p = 0.0074; MAG: p = 0.0016; Plp1: p = 0.0011; CNP: p = 0.0029) ve CSD (MBP: p = 0.0667; MAG: p = 0.0236; Plp1: p = 0.3420; CNP: p = 0.1842). (C) Wholemount-SEZ ile CSD-SEZ örneklerini karşılaştıran 2D ek açıklama zenginleştirme testi. HÜCRE DIŞI alan ve Matrisome ile ilişkili GO terimleri, CSD verilerinde tüm biniş verilerinden daha zenginleştirilmiştir. (D) NSC regülatörü Tgm225’in protein bolluğu, tam diseksiyon ve CSD için çizilmiştir. Tgm2, CSD’deki Cx ile karşılaştırıldığında SEZ’de önemli ölçüde zenginleştirilmiştir (CSD: p = 0.0029; Kepenk: p = 0.1775). B ve D için: Referans olarak, Sharma ve ark.33’ten gelen proteom verileri, tümmount ve CSD örneklerinde görüntülenen karşılık gelen proteinler için çizilmiş striatum ve korteks ölçümleri ile. Ölçek çubukları = 200 μm (A). Kısaltmalar: CSD = kriyo kesit diseksiyonu; SEZ = subependymal bölge; MAG = miyelin ilişkili glikoprotein; Cx = somatosensör korteks; MBP = miyelin temel proteini; Plp1 = proteolipid-protein 1; CNP = 2′,3′-siklik-nükleotid 3′-fosfodiesteraz; GO = gen ontolojisi; NSC = nöral kök hücre; Tgm2 = tranglutaminaz 2; DAPI = 4′,6-diamidino-2-fenylindole; LFQ = etiketsiz miktar. Bu rakamın daha büyük bir sürümünü görüntülemek için lütfen buraya tıklayın. Şekil 3: LCM’ye kıyasla kriyo kesit diseksiyonu ile hücre dışı protein nicelemesi geliştirilmiştir. (A) SEZ ve MEZ’in lazerle yakalanmasından önce ve sonra bir lateral ventrikülün cresyl mor boyanması (solda). Karşılaştırma için, SEZ ve MEZ’in CSD kesiği (sağda). Ölçek çubukları = 150 μm. (B) CSD ve LCM’den alınan SEZ ve MEZ örneklerinde tespit edilen protein sayısının karşılaştırılması. Veriler, CSD ve LCM’yi karşılaştıran SEZ ve MEZ örneklerinin ortalama ± SD. (C) Ana bileşen analizi olarak sunulur (bileşen 2: farkın% 8,5’i; bileşen 3: % 6,4). (D) Kriyo-kesit ve lazerle parçalanmış MEZ (Üst) ve SEZ’nin (Alt) 2D ek açıklama zenginleştirilmesi. GO terimleri hücre dışı organel ve hücre dışı bölge kısmı önemli ölçüde zenginleştirilmiştir (kırmızı noktalar). (E) LCM için SEZ ve MEZ’de hücre dışı SEZ ilişkili marker proteinlerinin bolluğu (Tnc: p = 0.3789) ve CSD örnekleri (Tgm2: p = 0.2940); S100a6: p = 0,0218; THBS4: p = 0.3941; Tnc: p = 0.0004). Kısaltmalar: CSD = kriyo kesit diseksiyonu; LCM = lazer yakalama-mikro disseksiyon; SEZ = subependymal bölge; MEZ = medial ependymal bölge; GO = gen ontolojisi; Tnc = Tenacin-C; Tgm2 = transglutaminaz 2; S100a6 = S100 kalsiyum bağlayıcı protein A6; THBS4 = trombospondin-4; LFQ = etiketsiz miktar. Bu rakamın daha büyük bir sürümünü görüntülemek için lütfen buraya tıklayın.

Discussion

CSD yöntemi, SEZ dokusunun hassas bir şekilde çıkarılmasını ve MS kullanılarak önemli derinliğe sahip güvenilir bir proteom oluşturulmasını mümkün kıldı. CSD ve kepekli diseksiyon ile bireysel örneklerde (numune başına ~ 6.500 protein) benzer sayıda protein tespit etmek de mümkün olduğundan, CSD için ek süre çabaya değer. LCM daha hassas SEZ diseksiyonu sağlar, ancak CSD ile aynı MS protokolünü (kitaplık eşleştirme ve etiketsiz niceleme) kullanmasına rağmen örnek başına sadece 3.500 protein ile daha düşük bir proteome derinliğine ulaştı. Daha da önemlisi, muhtemelen numune başına sekiz kat daha uzun hazırlık süresi nedeniyle değişkenlik çok daha fazlaydı. LCM ve CSD tarafından elde edilen örneklerin PCA’sı, her iki yöntemin de birbirlerinden sağlam bir şekilde ayrılmış bölgeye özgü sıkı kümelerle net bir şekilde ayrıldığını ortaya koymaktadır. Buna karşılık, LCM örnekleri, muhtemelen hazırlık süresi nedeniyle kısmen daha dağınık bir dağılım gösterdi. Daha uzun bir süre boyunca çok daha fazla örnek toplamanın LCM ile eşit sağlamlık ve derinlikte bir proteom verip vermeyeceği belirsizdir. Bir tahminin hesaplanması, CSD için yapıldığı gibi benzer bir örnek hacminin toplanması LCM ile 5-8 kat daha uzun sürer, hatta peptit spektrum kütüphaneleri için sağlanan örnekler dahil edilirse 15 kata kadar daha uzun sürer ve çoğu çözülmüş koşullar altındadır. Ayrıca, LCM için gerekli dokunun ek pertürbasyonları göz önüne alındığında (arka plan boyama, lazer diseksiyon), LCM CSD üzerinde çok az kazanç sağladı. Bu nedenle, CSD hücre dışı proteom araştırmaları için, özellikle SEZ için daha uygun görülebilir.

Özellikle, ilgi alanı SEZ’den daha küçükse (örneğin, sadece ependymal hücre tabakasını araştırıyorsa), serbest bir yaklaşım LCM’nin doğruluğunun gerisinde kalır. Örneğin, ependymal tabaka sadece bir hücre çapı genişliğinde olduğundan ve alt tabakaya doğru sınırlanma taze donmuş dokudaki çıplak göz için görünmediği için, ependymal’i subependymal tabakadan ayırmak için CSD kullanmak zordur. Bu nedenle, 50 μm’nin altındaki bir ölçekte hassas bir diseksiyon bozulmamış dokudan veya diseksiyon süresini kısa tutmaktan daha önemliyse, LCM CSD’den daha iyi bir seçim olacaktır. Bununla birlikte, 50 μm ve daha fazla genişliğe sahip bölgeler için, CSD’nin hassasiyeti ECM protein analizi için LCM ile karşılaştırılabilir.

CSD, ECM’nin nörojenik niş25’teki fonksiyonel rolünün araştırılmasına katkıda bulunarak yararlı olduğunu zaten kanıtlamıştır. Bu nedenle, çeşitli protein ve proteome araştırmaları (hatta tek çekirdekli RNA dizilimi) için SEZ’de CSD’nin sürekli uygulanması, daha fazla nörogenez düzenleyicisinin, kök hücre aktivasyon belirteçlerinin ve SEZ kök hücre niş fizyolojisinin daha derin bir şekilde anlaşılmasına yol açabilir. Yaşlanan SEZ37’de nörogenezin azalması göz önüne alındığında, yaşlı ve genç farelerin SEZ’lerinin ECM değişikliklerinin kısa bir analizi, NSC gelişimini ve bakımını teşvik eden tam niş mekanizmaların anlaşılmasını teşvik edebilir38,39. Ayrıca, inflamasyon ve yaralanmanın SEZ nörogenez üzerindeki etkisi iyi belirlenmiştir40,41,42,43. Kortikal beyin hasarından sonra SEZ’de kan türevi fibrinojenin zenginleşmesi ve SEZ astroglogenez ve skar oluşumu üzerindeki etkisi44, travmaya bağlı mikroçevroronment değişikliklerinin SEZ kök hücre fizyolojisi üzerindeki potansiyel etkisini vurgulamaktadır. Bu nedenle, CSD kullanarak beyin hasarı ile ilişkili olarak SEZ-ECM proteom’un araştırılması, yaralanma ve iltihabın nörogenezini etkilediği mekanizmaların aydınlatıcı olmasına yardımcı olabilir. Daha da önemlisi, yöntem sağlık ve hastalıkta insan beyni nörojenik nişleri için de uygulanabilir, çünkü genellikle ameliyatlardan taze donmuş doku elde edilebilir. Ayrıca, yetişkin nörogenezdeki tür farklılıkları göz önüne alındığında, CSD yönteminin diğer türlere, örneğin striatal nörogenez ile ilişkili olarak uygulanması da büyüleyici olacaktır. Ayrıca, diğer protein tespit yöntemleri ile SEZ ve MEZ (örneğin ELISA) için CSD kullanılarak yerel olarak üretilen büyüme faktörlerindeki farklılıklar doğru ve verimli bir şekilde araştırılabilir.

Son olarak, diseksiyon prosedürü potansiyel olarak diğer beyin bölgelerinin doğru çıkarılması için, ayrıca nörogenez ile ilgili olmayan araştırma soruları için de değiştirilebilir. Örneğin, CSD, kompakt miyelin daha yarı saydam artık beyin dokusundan farklı beyaz alanlar olarak görülebildiği kısa bir yarı çözülme adımı içerir. Yöntemin basit bir modifikasyonu ile, bu özellik sadece korpus callosum kompakt miyelin dokusunun hassas bir şekilde diseksiyon edilmesine izin verecektir, bu da yaralanmaya bağlı değişikliklerin proteomik analizine tabi tutulabilir. Korpus nasırlı diseksiyona izin verecek bir protokol değişikliği önerisi, protokolün 1.5-1.9 adımlarını atlamak ve SEZ ve MEZ’i erişilebilir hale getirmek için ventrikülleri açmak yerine doğrudan koronal bölümleri hazırlamaya devam etmektir. Daha sonra, bölümleri kuru buza yerleştirin, dilimleri kısa bir süre kaldırın ve yarı çözün ve korpus callosum’u bir neşterle çıkarın. Bu preparat artık yerli korpus callosum dokusunun verimli bir şekilde diseksiyonu gerektiren herhangi bir analize hazır olmalıdır.

Özetle, bu çalışma güvenilir ventrikül nörojenik niş proteom analizi için kullanılabilecek bir mikro diseksiyon yöntemi salamektedir. Veriler, SEZ mikroçevriciliğinin MS tabanlı proteomik analizi ile birlikte CSD yönteminin uyumluluğunun ve yardımcı programının altını çizmektedir. Hassasiyet, verimlilik ve minimal doku pertürbasyonunun kombinasyonu, CSD’yi mevcut yöntemlerin değerli bir uzantısı haline getirir.

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Deneylerin büyük bir kısmını laboratuvarında gerçekleştirmemize izin verdiği için Mathias Mann’a, LCM ve proteom analizi konusunda yardım için Fabian Coscia’ya, tam diseksiyonlar için Tatiana Simon-Ebert’e ve teknik yardımları için Korbinian Mayr ve Igor Paron’a içtenlikle teşekkür ederiz. Alman Araştırma Konseyi’nden MG’ye (SFB870, TFR274), AB (Eranet S-700982-5008-001), ERC (MG’ye aERC “NeuroCentro”), İsveç Tıbbi Araştırmalar Derneği (SSMF, JK’ya) doktora sonrası hibe ve KI vakıfları ve fonları (2020-01351, JK’ya).

Materials

Cryostat CM3050S Leica
Dissecting microscope Leica
Dumont no. 5SF forceps, Inox super fine tip Fine Science Tools cat. no. 11252-00
Hank’s Balanced Salt Solution with CaCl2 and MgCl2 Invitrogen cat. no. 24020
HEPES buffer solution (1 M) Invitrogen cat. no. 15630
Microscope slides RS France cat. no. BPB018
Safe-lock tubes, PCR clean 2.0 mL Eppendorf cat. no. 0030123344
Spring scissors, Vannas-Tubingen 5 mm Fine Science Tools cat. no. 15003-08
Surgical disposable scalpels B. Braun cat. no. 5518083
Tissue culture dishes 60 mm Greiner Bio-One cat. no. 633180
Antibodies
Alexa Fluor secondary antibodies (488, 555) (1/1,000) ThermoFisher Scientific cat. no. A-11001
DAPI Sigma cat. no. D9542
guinea pig polyclonal anti-DCX 1:500 Millipore cat. no. AB2253,
mouse monoclonal anti-GFAP 1:500 Sigma cat. no. G3893
mouse monoclonal anti-MAG 1:400 Millipore cat. no. MAB1567
Software
GraphPad Prism version 9 GraphPad Software, San Diego California USA www.graphpad.com
Perseus Version 1.6.10.50 Max-Planck Institute for Biochemistry, Munich Bavaria Germany https://maxquant.net/perseus/
ZEN imaging software Carl Zeiss
DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Goodman, T., Hajihosseini, M. K. Hypothalamic tanycytes-masters and servants of metabolic, neuroendocrine, and neurogenic functions. Frontiers in Neuroscience. 9, 387 (2015).
  2. Chaker, Z., et al. Hypothalamic neurogenesis persists in the aging brain and is controlled by energy-sensing IGF-I pathway. Neurobiology of Aging. 41, 64-72 (2016).
  3. Kuhn, H. G., Toda, T., Gage, F. H. Adult hippocampal neurogenesis: a coming-of-age story. Journal of Neuroscience. 38 (49), 10401-10410 (2018).
  4. Obernier, K., Alvarez-Buylla, A. Neural stem cells: origin, heterogeneity and regulation in the adult mammalian brain. Development. 146 (4), (2019).
  5. Obernier, K., et al. Adult neurogenesis is sustained by symmetric self-renewal and differentiation. Cell Stem Cell. 22 (2), 221-234 (2018).
  6. Bordiuk, O. L., Smith, K., Morin, P. J., Semënov, M. V. Cell proliferation and neurogenesis in adult mouse brain. PloS One. 9 (11), 111453 (2014).
  7. Doetsch, F., García-Verdugo, J. M., Alvarez-Buylla, A. Cellular composition and three-dimensional organization of the subventricular germinal zone in the adult mammalian brain. Journal of Neuroscience. 17 (13), 5046-5061 (1997).
  8. Lim, D. A., Alvarez-Buylla, A. The adult ventricular-subventricular zone (V-SVZ) and olfactory bulb (OB) neurogenesis. Cold Spring Harbor Perspectives in Biology. 8 (5), 018820 (2016).
  9. Sato, K. Effects of microglia on neurogenesis. Glia. 63 (8), 1394-1405 (2015).
  10. Tavazoie, M., et al. A specialized vascular niche for adult neural stem cells. Cell Stem Cell. 3 (3), 279-288 (2008).
  11. Sirko, S., et al. Chondroitin sulfates are required for fibroblast growth factor-2-dependent proliferation and maintenance in neural stem cells and for epidermal growth factor-dependent migration of their progeny. Stem Cells. 28 (4), 775-787 (2010).
  12. Mercier, F. Fractones: extracellular matrix niche controlling stem cell fate and growth factor activity in the brain in health and disease. Cellular and Molecular Life Sciences: CMLS. 73 (24), 4661-4674 (2016).
  13. Mercier, F., Kitasako, J. T., Hatton, G. I. Anatomy of the brain neurogenic zones revisited: fractones and the fibroblast/macrophage network. Journal of Comparative Neurology. 451 (2), 170-188 (2002).
  14. Nascimento, M. A., Sorokin, L., Coelho-Sampaio, T. Fractone bulbs derive from ependymal cells and their laminin composition influence the stem cell niche in the subventricular zone. Journal of Neuroscience. 38 (16), 3880-3889 (2018).
  15. Chen, G., et al. In vivo reprogramming for brain and spinal cord repair. eNeuro. 2 (5), 0106-0115 (2015).
  16. Zhang, Q., Chen, W., Tan, S., Lin, T. Stem cells for modeling and therapy of Parkinson’s disease. Human Gene Therapy. 28 (1), 85-98 (2017).
  17. Wei, C., Xiong, S., Cheng, L. Reprogramming of fibroblasts to neural stem cells by a chemical cocktail. Methods in Molecular Biology. 2117, 265-270 (2020).
  18. Tian, Z., Zhao, Q., Biswas, S., Deng, W. Methods of reactivation and reprogramming of neural stem cells for neural repair. Methods. 133, 3-20 (2018).
  19. Heinrich, C., et al. Sox2-mediated conversion of NG2 glia into induced neurons in the injured adult cerebral cortex. Stem Cell Reports. 3 (6), 1000-1014 (2014).
  20. Masserdotti, G., et al. Transcriptional mechanisms of proneural factors and REST in regulating neuronal reprogramming of astrocytes. Cell Stem Cell. 17 (1), 74-88 (2015).
  21. Seidenfaden, R., Desoeuvre, A., Bosio, A., Virard, I., Cremer, H. Glial conversion of SVZ-derived committed neuronal precursors after ectopic grafting into the adult brain. Molecular and Cellular Neurosciences. 32 (1-2), 187-198 (2006).
  22. Lepko, T., et al. Choroid plexus-derived miR-204 regulates the number of quiescent neural stem cells in the adult brain. EMBO Journal. 38 (17), 100481 (2019).
  23. Silva-Vargas, V., Maldonado-Soto, A. R., Mizrak, D., Codega, P., Doetsch, F. Age-dependent niche signals from the choroid plexus regulate adult neural stem cells. Cell Stem Cell. 19 (5), 643-652 (2016).
  24. Angelidis, I., et al. An atlas of the aging lung mapped by single cell transcriptomics and deep tissue proteomics. Nature Communications. 10 (1), 963 (2019).
  25. Kjell, J., et al. Defining the adult neural stem cell niche proteome identifies key regulators of adult neurogenesis. Cell Stem Cell. 26 (2), 277-293 (2020).
  26. Mirzadeh, Z., Doetsch, F., Sawamoto, K., Wichterle, H., Alvarez-Buylla, A. The subventricular zone en-face: wholemount staining and ependymal flow. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (39), e1938 (2010).
  27. Kulak, N. A., Geyer, P. E., Mann, M. Loss-less nano-fractionator for high sensitivity, high coverage proteomics. Molecular & Cellular Proteomics: MCP. 16 (4), 694-705 (2017).
  28. Tyanova, S., Temu, T., Cox, J. The MaxQuant computational platform for mass spectrometry-based shotgun proteomics. Nature Protocols. 11 (12), 2301-2319 (2016).
  29. Cox, J., Mann, M. MaxQuant enables high peptide identification rates, individualized p.p.b.-range mass accuracies and proteome-wide protein quantification. Nature Biotechnology. 26 (12), 1367-1372 (2008).
  30. Cox, J., et al. Accurate proteome-wide label-free quantification by delayed normalization and maximal peptide ratio extraction, termed MaxLFQ. Molecular & Cellular Proteomics: MCP. 13 (9), 2513-2526 (2014).
  31. Perez-Riverol, Y., et al. The PRIDE database and related tools and resources in 2019: improving support for quantification data. Nucleic Acids Research. 47 (1), 442-450 (2019).
  32. Tomassy, G. S., et al. Distinct profiles of myelin distribution along single axons of pyramidal neurons in the neocortex. Science. 344 (6181), 319-324 (2014).
  33. Sharma, K., et al. Cell type- and brain region-resolved mouse brain proteome. Nature Neuroscience. 18 (12), 1819-1831 (2015).
  34. Datta, S., et al. Laser capture microdissection: Big data from small samples. Histology and Histopathology. 30 (11), 1255-1269 (2015).
  35. Kerever, A., et al. Novel extracellular matrix structures in the neural stem cell niche capture the neurogenic factor fibroblast growth factor 2 from the extracellular milieu. Stem Cells. 25 (9), 2146-2157 (2007).
  36. Cox, J., Mann, M. 1D and 2D annotation enrichment: a statistical method integrating quantitative proteomics with complementary high-throughput data. BMC Bioinformatics. 13, 12 (2012).
  37. Daynac, M., Morizur, L., Chicheportiche, A., Mouthon, M. -. A., Boussin, F. D. Age-related neurogenesis decline in the subventricular zone is associated with specific cell cycle regulation changes in activated neural stem cells. Scientific Reports. 6, 21505 (2016).
  38. Navarro Negredo, P., Yeo, R. W., Brunet, A. Aging and rejuvenation of neural stem cells and their niches. Cell Stem Cell. 27 (2), 202-223 (2020).
  39. Smith, L. K., White, C. W., Villeda, S. A. The systemic environment: at the interface of aging and adult neurogenesis. Cell and Tissue Research. 371 (1), 105-113 (2018).
  40. Neuberger, E. J., Swietek, B., Corrubia, L., Prasanna, A., Santhakumar, V. Enhanced dentate neurogenesis after brain injury undermines long-term neurogenic potential and promotes seizure susceptibility. Stem Cell Reports. 9 (3), 972-984 (2017).
  41. Fisch, U., Brégère, C., Geier, F., Chicha, L., Guzman, R. Neonatal hypoxia-ischemia in rat elicits a region-specific neurotrophic response in SVZ microglia. Journal of Neuroinflammation. 17 (1), 26 (2020).
  42. Götz, M., Sirko, S., Beckers, J., Irmler, M. Reactive astrocytes as neural stem or progenitor cells: In vivo lineage, In vitro potential, and Genome-wide expression analysis. Glia. 63 (8), 1452-1468 (2015).
  43. Kernie, S. G., Parent, J. M. Forebrain neurogenesis after focal Ischemic and traumatic brain injury. Neurobiology of Disease. 37 (2), 267-274 (2010).
  44. Pous, L., et al. Fibrinogen induces neural stem cell differentiation into astrocytes in the subventricular zone via BMP signaling. Nature Communications. 11 (1), 630 (2020).

Tags

Cryo-sectionSubependymal ZoneQuantitative Proteome AnalysisVentricular Neurogenic NicheDissection MethodMass SpectrometryMouse BrainLateral VentriclesCortexCorpus CallosumChoroid PlexusCryostat

Play Video
PDF
DOI
DOWNLOAD MATERIALS LIST
Cite This Article
Friess, C., Götz, M., Kjell, J. Cryo-section Dissection of the Adult Subependymal Zone for Accurate and Deep Quantitative Proteome Analysis. J. Vis. Exp. (176), e63047, doi:10.3791/63047 (2021).
Download Citation
Reprints and Permissions

View Video

✖

To prove you're not a robot, please enter the text in the image below

CAPTCHA Image
Play CAPTCHA Audio
Refresh Image