Summary

Проточный цитометрический анализ для идентификации врожденных и адаптивных иммунных клеток мышиных легких

Published: November 16, 2021
doi:

Summary

В этом исследовании мы представляем эффективный и воспроизводимый протокол для изоляции иммунных популяций дыхательной системы мышей. Мы также предоставляем метод идентификации всех врожденных и адаптивных иммунных клеток, которые находятся в легких здоровых мышей, с помощью 9-цветной панели проточной цитометрии.

Abstract

Дыхательные пути находятся в непосредственном контакте с внешней средой и требуют точно регулируемой иммунной системы для обеспечения защиты при подавлении нежелательных реакций на антигены окружающей среды. Легкие содержат несколько популяций врожденных и адаптивных иммунных клеток, которые обеспечивают иммунный надзор, но также опосредуют защитные иммунные реакции. Эти клетки, которые поддерживают здоровую легочную иммунную систему в равновесии, также участвуют в нескольких патологических состояниях, таких как астма, инфекции, аутоиммунные заболевания и рак. Селективная экспрессия поверхностных и внутриклеточных белков обеспечивает уникальные иммунофенотипические свойства иммунным клеткам легкого. Следовательно, проточная цитометрия играет важную роль в идентификации таких клеточных популяций во время стационарных и патологических состояний. В этой статье представлен протокол, который описывает последовательный и воспроизводимый метод идентификации иммунных клеток, которые находятся в легких здоровых мышей в стационарных условиях. Тем не менее, этот протокол также может быть использован для выявления изменений в этих клеточных популяциях в различных моделях заболеваний, чтобы помочь идентифицировать специфические для заболевания изменения в иммунном ландшафте легких.

Introduction

Мышиные дыхательные пути содержат уникальную иммунную систему, отвечающую за борьбу с патогенами и поддержание иммунного гомеостаза. Легочная иммунная система состоит из клеточных популяций со значительной гетерогенностью по фенотипу, функции, происхождению и расположению. Резидентные альвеолярные макрофаги (АМ), происходящие в основном из моноцитов плода, находятся в альвеолярном просвете1, в то время как интерстициальные макрофаги (ИМ), полученные из костного мозга, находятся в паренхиме легких2. IM могут быть дополнительно подклассифицированы выражением CD206. CD206+ IM заполняют перибронхиальную и периваскулярную область, в то время как CD206-IM расположены в альвеолярном интерстиции3. Недавно было предложено несколько подклассификаций ИМ3,4,5,6. Хотя ИМ менее изучены, чем АМ, последние данные подтверждают их решающую роль в регуляции иммунной системы легких7. Кроме того, CD206 также выражается в альтернативно активированных AMs8.

Легочные дендритные клетки (ДК) являются еще одной гетерогенной группой иммунных клеток легких в отношении их функциональных свойств, местоположения и происхождения. В легких были описаны четыре подкатегории ДК: обычные CD103+ DC (также известные как cDC1), обычные CD11b+ DC (также известные как cDC2), моноцитарные ДК (MoDC) и плазмоцитоидные DC9,10,11,12,13. Первые три подкласса можно определить как основной комплекс гистосовместимости (MHC) II+CD11c+9,10,14,15. Плазмоцитоидные ДК экспрессируют MHC II и являются промежуточными положительными для CD11c, но экспрессируют высокие уровни B220 и PDCA-19,13,16. В наивных мышиных легких CD103 DC и CD11b DC расположены в интерстиции дыхательных путей, тогда как плазмоцитоидные ДК расположены в альвеолярном интерстиции17.

Две основные популяции моноцитов находятся в легких во время устойчивого состояния: классические моноциты и неклассические моноциты. Классические моноциты являются Ly6C+ и имеют решающее значение для первоначальной воспалительной реакции. Напротив, неклассические моноциты являются Ly6C и широко рассматриваются как противовоспалительные клетки3,16,18. Недавно была описана дополнительная популяция моноцитов CD64 +CD16.2+, которые происходят из Ly6C-моноцитов и дают начало CD206+ IMs3.

Эозинофилы в основном появляются в легких во время гельминтной инфекции или аллергических состояний. Тем не менее, существует небольшое количество эозинофилов в легочной паренхиме во время устойчивого состояния, известных как резидентные эозинофилы. В отличие от резидентных эозинофилов, воспалительные эозинофилы обнаруживаются в интерстиции легких и бронхоальвеолярном лаваже (БАЛ). В мышиных моделях клеща домашней пыли (HDM) воспалительные эозинофилы набираются в легкие после антиген-опосредованной стимуляции. Было высказано предположение, что резидентные эозинофилы могут играть регулирующую роль в аллергии, ингибируя сенсибилизацию Т-хелпера 2 (Th2) к HDM19.

В отличие от остальных легочных миелоидных клеток, нейтрофилы экспрессируют Ly6G, но не CD68, и характеризуются сигнатурой иммунофенотипа CD68-Ly6G+16,20,21. Исследования визуализации показали, что в установившемся состоянии легкое резервирует пул нейтрофилов во внутрисосудистом компартменте и содержит значительное количество внесосудистых нейтрофилов22. Подобно эозинофилам, нейтрофилы не обнаруживаются в БАЛ в установившемся состоянии; однако несколько форм иммунной стимуляции, таких как вызов ЛПС, астма или пневмония, загоняют нейтрофилы в альвеолярный просвет, что приводит к их присутствию в BAL21,22,23.

Значительное количество CD45+ клеток легких представляют собой естественный киллер (NK), Т-клетки и В-клетки и являются отрицательными для большинства миелоидных маркеров24. В легких наивных мышей эти три типа клеток могут быть идентифицированы на основе экспрессии CD11b и MHC II18. Около 25% легочных CD45+ клеток являются В-клетками, тогда как процент NK-клеток выше в легких, чем в других лимфоидных и нелимфоидных тканях24,25,26. Среди легочных Т-клеток значительную долю составляет CD4-CD8 и играет важную роль при респираторных инфекциях26.

Поскольку в легких находится очень сложная и уникальная иммунная система, было разработано несколько стратегий идентификации иммунных клеток легких16,18,20,27. Стратегия гатинга, описанная в настоящем описании, обеспечивает комплексный и воспроизводимый способ идентификации до 12 различных легочных миелоидных и немиелоидных иммунных популяций с использованием 9 маркеров. Для проверки результатов использовались дополнительные маркеры. Кроме того, предусмотрен подробный способ получения одноклеточной суспензии, которая минимизирует гибель клеток и позволяет идентифицировать наиболее полный профиль иммунно-клеточного компартмента легкого. Следует отметить, что идентификация неиммунных клеток легких, таких как эпителиальные клетки (CD45-CD326+CD31), эндотелиальные клетки (CD45-CD326-CD31+) и фибробласты, требует иного подхода28,29. Идентификация таких популяций не включена в протокол и метод, описанные здесь.

Protocol

Все исследования и эксперименты, описанные в этом протоколе, были проведены в соответствии с руководящими принципами в соответствии с Институциональным комитетом по уходу за животными и их использованию (IACUC) Медицинского центра Бет Исраэль Диаконисс. Для разработки этого протокола и?…

Representative Results

Стратегия гейтингаПервым шагом нашей стратегии гаширования является исключение мусора и дублетов (рисунок 1А). Тщательное исключение дублетов имеет решающее значение для предотвращения ложноположительных популяций (дополнительный рисунок S2). Зат?…

Discussion

Идентификация легочных иммунных клеток может быть сложной задачей из-за нескольких типов иммунных клеток, находящихся в легких, и их уникальных иммунофенотипических характеристик по сравнению с их аналогами, находящимися в других тканях. При некоторых патологических состояниях клет?…

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Эта работа была поддержана грантами NIH R01CA238263 и R01CA229784 (VAB).

Materials

10 mL syringe plunger EXELINT 26265
18 G needles BD Precision Glide Needle 305165
21 G needles BD Precision Glide Needle 305195
50 mL conical tubes Falcon 3520
70 μm cell strainer ThermoFisher 22363548
96-well plates Falcon/corning 3799
ACK Lysing Buffer ThermoFisher A10492-01
anti-mouse CD11b Biolegend 101215 For details see Table 2
anti-mouse CD11c Biolegend 117339 / 117337 For details see Table 2
anti-mouse CD45 Biolegend 103115 For details see Table 2
anti-mouse CD64 Biolegend 139319 For details see Table 2
anti-mouse CD68 Biolegend 137009 For details see Table 2
anti-mouse GR-1 Biolegend 108433 For details see Table 2
anti-mouse Siglec F Biolegend 155503 For details see Table 2
AVERTIN Sigma-Aldrich 240486
B220 Biolegend 103228 For details see Table 2
Bovine Serum Albumin (BSA) Sigma-Aldrich 9048-46-8
CD103 Biolegend 121405 / 121419 For details see Table 2
CD24 Biolegend 138503 For details see Table 2
CD3 Biolegend 100205 For details see Table 2
Centrifuge
Collagenase Type 1 Worthington Biochemical Corp LS004196
CX3CR1 Biolegend 149005 For details see Table 2
DNase I Millipore Sigma 10104159001
Ethanol
F4/80 Biolegend 123133 For details see Table 2
FcBlock (CD16/32) Biolegend 101301 For details see Table 2
Fetal Bovine Serum R&D Systems
Fine Serrated Forceps Roboz Surgical Instrument Co
Foxp3 / Transcription Factor Staining Buffer Set ThermoFisher 00-5523-00
Futura Safety Scalpel Merit Medical Systems SMS210
Live/Dead Fixable Far Read Dead Cell Stain Kit ThermoFisher L34973 For details see Table 2
MERTK Biolegend 151505 For details see Table 2
MHC-II Biolegend 107621 For details see Table 2
NK1.1 Biolegend 108705 For details see Table 2
Orbital Shaker VWR Model 200
Petri dish Falcon 351029
Refrigerated benchtop centrifuge SORVAL ST 16R
Small curved scissor Roboz Surgical Instrument Co

References

  1. Guilliams, M., et al. Alveolar macrophages develop from fetal monocytes that differentiate into long-lived cells in the first week of life via GM-CSF. Journal of Experimental Medicine. 210 (10), 1977-1992 (2013).
  2. Tan, S. Y., Krasnow, M. A. Developmental origin of lung macrophage diversity. Development. 143 (8), 1318-1327 (2016).
  3. Schyns, J., et al. Non-classical tissue monocytes and two functionally distinct populations of interstitial macrophages populate the mouse lung. Nature Communications. 10 (1), 3964 (2019).
  4. Gibbings, S. L., et al. Three unique interstitial macrophages in the murine lung at steady state. American Journal of Respiratory Cell and Molecular Biology. 57 (1), 66-76 (2017).
  5. Ural, B. B., et al. Identification of a nerve-associated, lung-resident interstitial macrophage subset with distinct localization and immunoregulatory properties. Science Immunology. 5 (45), 8756 (2020).
  6. Chakarov, S., et al. Two distinct interstitial macrophage populations coexist across tissues in specific subtissular niches. Science. 363 (6432), (2019).
  7. Liegeois, M., Legrand, C., Desmet, C. J., Marichal, T., Bureau, F. The interstitial macrophage: A long-neglected piece in the puzzle of lung immunity. Cellular Immunology. 330, 91-96 (2018).
  8. Stouch, A. N., et al. IkappaB kinase activity drives fetal lung macrophage maturation along a non-M1/M2 paradigm. Journal of Immunology. 193 (3), 1184-1193 (2014).
  9. Kopf, M., Schneider, C., Nobs, S. P. The development and function of lung-resident macrophages and dendritic cells. Nature Immunology. 16 (1), 36-44 (2015).
  10. Plantinga, M., et al. Conventional and monocyte-derived CD11b(+) dendritic cells initiate and maintain T helper 2 cell-mediated immunity to house dust mite allergen. Immunity. 38 (2), 322-335 (2013).
  11. Liu, H., et al. Dendritic cell trafficking and function in rare lung diseases. American Journal of Respiratory Cell and Molecular Biology. 57 (4), 393-402 (2017).
  12. Cook, P. C., MacDonald, A. S. Dendritic cells in lung immunopathology. Seminars in Immunopathology. 38, 449-460 (2016).
  13. Guilliams, M., Lambrecht, B. N., Hammad, H. Division of labor between lung dendritic cells and macrophages in the defense against pulmonary infections. Mucosal Immunology. 6 (3), 464-473 (2013).
  14. Nobs, S. P., et al. PPARγ in dendritic cells and T cells drives pathogenic type-2 effector responses in lung inflammation. Journal of Experimental Medicine. 214 (10), 3015-3035 (2017).
  15. Aegerter, H., et al. Influenza-induced monocyte-derived alveolar macrophages confer prolonged antibacterial protection. Nature Immunology. 21 (2), 145-157 (2020).
  16. Misharin, A. V., Morales-Nebreda, L., Mutlu, G. M., Budinger, G. R., Perlman, H. Flow cytometric analysis of macrophages and dendritic cell subsets in the mouse lung. American Journal of Respiratory Cell and Molecular Biology. 49 (4), 503-510 (2013).
  17. Hoffmann, F. M., et al. Distribution and interaction of murine pulmonary phagocytes in the naive and allergic lung. Frontiers in Immunology. 9, 1046 (2018).
  18. Yu, Y. R., et al. A protocol for the comprehensive flow cytometric analysis of immune cells in normal and inflamed murine non-lymphoid tissues. PLoS One. 11 (3), 0150606 (2016).
  19. Mesnil, C., et al. Lung-resident eosinophils represent a distinct regulatory eosinophil subset. Journal of Clinical Investigation. 126 (9), 3279-3295 (2016).
  20. Zaynagetdinov, R., et al. Identification of myeloid cell subsets in murine lungs using flow cytometry. American Journal of Respiratory Cell and Molecular Biology. 49 (2), 180-189 (2013).
  21. Tavares, A. H., Colby, J. K., Levy, B. D., Abdulnour, R. E. A model of self-limited acute lung injury by unilateral intra-bronchial acid instillation. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (150), e60024 (2019).
  22. Kreisel, D., et al. In vivo two-photon imaging reveals monocyte-dependent neutrophil extravasation during pulmonary inflammation. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 107 (42), 18073-18078 (2010).
  23. Krishnamoorthy, N., et al. Neutrophil cytoplasts induce TH17 differentiation and skew inflammation toward neutrophilia in severe asthma. Science Immunology. 3 (26), (2018).
  24. Ascon, D. B., et al. Normal mouse kidneys contain activated and CD3+CD4- CD8- double-negative T lymphocytes with a distinct TCR repertoire. Journal of Leukocyte Biology. 84 (6), 1400-1409 (2008).
  25. Wang, J., et al. Lung natural killer cells in mice: phenotype and response to respiratory infection. Immunology. 137 (1), 37-47 (2012).
  26. Cowley, S. C., Meierovics, A. I., Frelinger, J. A., Iwakura, Y., Elkins, K. L. Lung CD4-CD8- double-negative T cells are prominent producers of IL-17A and IFN-gamma during primary respiratory murine infection with Francisella tularensis live vaccine strain. Journal of Immunology. 184 (10), 5791-5801 (2010).
  27. Gibbings, S. L., Jakubzick, C. V., Alper, S., Janssen, W. Isolation and characterization of mononuclear phagocytes in the mouse lung and lymph nodes. In Lung innate immunity and inflammation. Methods in Molecular Biology. 1809, (2018).
  28. Singer, B. D., et al. Flow-cytometric method for simultaneous analysis of mouse lung epithelial, endothelial, and hematopoietic lineage cells. American Journal of Physiology. Lung Cellular and Molecular Physiology. 310 (9), 796-801 (2016).
  29. Matsushima, S., et al. CD248 and integrin alpha-8 are candidate markers for differentiating lung fibroblast subtypes. BMC Pulmonary Medicine. 20 (1), 21 (2020).
  30. Cong, J., Wei, H. Natural killer cells in the lungs. Frontiers in Immunology. 10, 1416 (2019).
  31. Daubeuf, F., et al. A fast, easy, and customizable eight-color flow cytometric method for analysis of the cellular content of bronchoalveolar lavage fluid in the mouse. Current Protocols in Mouse Biology. 7 (2), 88-99 (2017).
  32. Yi, S., et al. Eosinophil recruitment is dynamically regulated by interplay among lung dendritic cell subsets after allergen challenge. Nature Communications. 9 (1), 3879 (2018).
  33. Langlet, C., et al. CD64 expression distinguishes monocyte-derived and conventional dendritic cells and reveals their distinct role during intramuscular immunization. Journal of Immunology. 188 (4), 1751-1760 (2012).
  34. Moran, T. P., Nakano, H., Kondilis-Mangum, H. D., Wade, P. A., Cook, D. N. Epigenetic control of Ccr7 expression in distinct lineages of lung dendritic cells. Journal of Immunology. 193 (10), 4904-4913 (2014).
  35. Schyns, J., Bureau, F., Marichal, T. Lung interstitial macrophages: past, present, and future. Journal of Immunology Research. 2018, 5160794 (2018).
  36. Krljanac, B., et al. RELMalpha-expressing macrophages protect against fatal lung damage and reduce parasite burden during helminth infection. Science Immunology. 4 (35), (2019).
  37. Ginhoux, F., Guilliams, M. Tissue-resident macrophage ontogeny and homeostasis. Immunity. 44 (3), 439-449 (2016).
  38. Svedberg, F. R., et al. The lung environment controls alveolar macrophage metabolism and responsiveness in type 2 inflammation. Nature Immunology. 20 (5), 571-580 (2019).
  39. Yona, S., et al. Fate mapping reveals origins and dynamics of monocytes and tissue macrophages under homeostasis. Immunity. 38 (1), 79-91 (2013).
  40. Misharin, A. V., et al. Monocyte-derived alveolar macrophages drive lung fibrosis and persist in the lung over the life span. Journal of Experimental Medicine. 214 (8), 2387-2404 (2017).
  41. Koch, C. M., Chiu, S. F., Misharin, A. V., Ridge, K. M. Lung Interstitial Macrophages: Establishing Identity and Uncovering Heterogeneity. American Journal of Respiratory Cell and Molecular Biology. 57 (1), 7-9 (2017).

Play Video

Cite This Article
Christofides, A., Cao, C., Pal, R., Aksoylar, H. I., Boussiotis, V. A. Flow Cytometric Analysis for Identification of the Innate and Adaptive Immune Cells of Murine Lung. J. Vis. Exp. (177), e62985, doi:10.3791/62985 (2021).

View Video