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Cancer Research

Ensaio in vitro de alta produtividade usando organoides tumorais derivados do paciente

Published: June 14, 2021
doi:
10.3791/62668
, , , , , , ,
1FUJIFILM Wako Bio Solutions Corporation, 2Medical-Industrial Translational Research Center,Fukushima Medical University, 3Department of Bioregulation and Pharmacological Medicine,Fukushima Medical University

Summary

Um sistema de ensaio in vitro de alta throughput foi desenvolvido para avaliar drogas anticancerígenas usando organoides tumorais derivados do paciente (PDOs), semelhantes aos tecidos cancerígenos, mas são inadequados para sistemas de ensaio in vitro de alto rendimento com placas de 96 poços e 384 poços.

Abstract

Espera-se que os organoides tumorais derivados do paciente (PDOs) sejam um modelo de câncer pré-clínico com melhor reprodutibilidade da doença do que os modelos tradicionais de cultura celular. Os PDOs foram gerados com sucesso a partir de uma variedade de tumores humanos para recapitular a arquitetura e a função do tecido tumoral com precisão e eficiência. No entanto, os PDOs são inadequados para um sistema de ensaio de alto rendimento in vitro (HTS) ou análise celular usando placas de 96-well ou 384-well ao avaliar drogas anticancerígenas porque são heterogêneas em tamanho e formam grandes aglomerados na cultura. Essas culturas e ensaios usam matrizes extracelulares, como Matrigel, para criar andaimes de tecido tumoral. Portanto, os PDOs têm um baixo rendimento e alto custo, e tem sido difícil desenvolver um sistema de ensaio adequado. Para resolver essa questão, foi estabelecido um HTS mais simples e preciso utilizando PDOs para avaliar a potência de medicamentos anticancerígenos e imunoterapia. Foi criado um HTS in vitro que usa PDOs estabelecidos a partir de tumores sólidos cultivados em placas de 384 poços. Um HTS também foi desenvolvido para avaliação da atividade de citotoxicidade celular dependente de anticorpos para representar a resposta imune usando PDOs cultivados em placas de 96 poços.

Introduction

Linhas celulares de câncer humano são amplamente aceitas para estudar a biologia do câncer e avaliar agentes anticancerígenos. No entanto, essas linhas celulares não necessariamente preservam as características originais de seu tecido de origem porque sua morfologia, mutação genética e perfil de expressão genética podem mudar durante a cultura por longos períodos. Além disso, a maioria dessas linhas celulares são cultivadas em uma monocamada ou usadas como xenoenxertos murinas, nenhuma das quais representam fisicamente tecido tumoral1,2. Assim, a eficácia clínica dos agentes anticancerígenos pode não ser a mesma observada nas linhas celulares cancerosas. Portanto, sistemas in vitro, como ensaios ex vivo usando xenoenxertos tumorais derivados do paciente ou organoides tumorais derivados do paciente (PDOs) e modelos de esferoides tumorais que reproduzem com precisão a estrutura e a função dos tecidos tumorais, foram desenvolvidos. Evidências crescentes sugerem que esses modelos predizem a resposta dos pacientes aos agentes anticancerígenos por serem diretamente comparáveis ao tecido cancerígeno correspondente. Estes sistemas in vitro foram estabelecidos para diferentes tipos de tecido tumoral, e sistemas associados de ensaio de alto rendimento (HTS) para rastreamento de medicamentos também foram desenvolvidos3,4,5,6,7. Culturas organoides ex vivo heterogêneas de tumores primários obtidos de pacientes ou xenoenxertos tumorais derivados do paciente ganharam considerável tração nos últimos anos devido à sua facilidade de cultura e capacidade de manter a complexidade das células no tecido estromal8,9,10. Espera-se que esses modelos melhorem a compreensão da biologia do câncer e facilitem a avaliação da eficácia da droga in vitro.

Uma série de novos PDOs foram recentemente criados a partir de diferentes tipos de tecido tumoral, designado como F-PDO, sob o Projeto de Pesquisa Translacional de Fukushima. Os PDOs formam grandes aglomerados celulares com uma morfologia semelhante à do tumor de origem e podem ser cultivados por mais de seismeses 11. A histologia comparativa e análises abrangentes de expressão genética mostraram que as características dos PDOs estão próximas às de seus tecidos tumorais de origem, mesmo após o crescimento prolongado em condições culturais. Além disso, foi estabelecido um HTS adequado para cada tipo de PDO em placas de 96 poços e 384 poços. Estes ensaios foram utilizados para avaliar vários agentes moleculares e anticorpos. Aqui, a quimioterapia padrão (paclitaxel e carboplatina) utilizada para câncer endometrial foi avaliada utilizando-se F-PDOs derivados de um paciente que não respondeu ao paclitaxel e à carboplatina. Assim, a atividade inibitória de crescimento celular do paclitaxel e da carboplatina contra este PDO foi fraca (IC50: >10 μM). Além disso, pesquisas anteriores relataram que a sensibilidade de alguns F-PDOs a agentes quimioterápicos e agentes moleculares são consistentes com a eficácia clínica11,12,13. Finalmente, foram analisadas alterações na estrutura de ordem superior dos PDOs causadas por agentes anticancerígenos utilizando-se um sistema de análise celular tridimensional12,13. Os resultados da avaliação de agentes anticancerígenos utilizando um HTS baseado em PDO são comparáveis aos resultados clínicos obtidos para esses agentes. Aqui, é apresentado um protocolo para um HTS mais simples e preciso que pode ser usado para avaliar a potência dos agentes anticancerígenos e a imunoterapia utilizando os modelos PDO.

Protocol

Todos os experimentos envolvendo materiais derivados do homem foram realizados sob a Declaração de Helsinque e aprovados antecipadamente pelo comitê de ética da Universidade Médica de Fukushima (números de aprovação 1953 e 2192; datas de aprovação 18 de março de 2020 e 26 de maio de 2016, respectivamente). O consentimento informado por escrito foi obtido de todos os pacientes que forneceram os espécimes clínicos utilizados neste estudo. 1. Cultura de PDOs NOTA: Os F-PDOs formam aglomerados celulares que exibem uma variedade de morfologias heterogêneas e crescem na cultura de suspensão(Figura 1). Além disso, os F-PDOs podem ser cultivados por mais de 6 meses e podem ser criopreservados para uso futuro. Descongelamento de PDOs armazenados (dia 0) PDOs de degelo e sementes (por exemplo, RLUN007, adenocarcinoma pulmonar) no dia 0(Figura 1). Primeiro, adicione 15 mL de meio para PDOs (ver Tabela de Materiais) contendo 1% de suplemento B-27 e 30 ng/mL de fator de crescimento epidérmico a um tubo de centrífuga estéril de 50 mL. Depois de remover o frasco congelado do armazenamento de nitrogênio líquido, agitar suavemente os PDOs em um banho de água de 37 °C por 2 min. Em seguida, retire o frasco do banho de água, limpe o frasco com 70% de etanol e, em seguida, mova o frasco para um armário de segurança biológica. Transfira o conteúdo do frasco para o tubo contendo 15 mL de meio para PDOs. Misture os PDOs e o médio, em tubos suavemente para cima e para baixo cinco vezes com uma pipeta de transferência de 3 mL. Centrifugar o tubo a 200 x g por 3 min a ~25 °C e descartar o supernatante. Resuspenque a pelota PDO em 5 mL de meio fresco e transfira para um frasco de25 cm 2 (ver Tabela de Materiais)com tubulação suave. Finalmente, cultura os PDOs em uma incubadora a 37 °C em 5% DE CO2. Troque o meio duas vezes por semana (dias 3-7). Centrifugar a suspensão PDO para precipitar os aglomerados celulares e substituir 4 mL do meio (80% de volume). Resuspende as células no meio fresco.NOTA: A maioria do RLUN007 aparece como aglomerados celulares de 100-500 μm de diâmetro. Quando a cor do fenol vermelho no meio mudar para amarelo, como mostrado na Figura 1A,substitua o meio com mais frequência. Se o meio ficar amarelo no dia seguinte à substituição, e cada aglomerado de células se fundir para formar aglomerados maiores que são > 500 μm de diâmetro, a passagem em uma proporção dividida de 1:2. Subcultura (dias 8 a 28) de PDOsNOTA: Dada a dificuldade de realmente medir o número de células únicas, o tempo de passagem é determinado com base em uma densidade de aglomerado celular apropriada e no tamanho da pelota PDO após a centrifugação(Figura 1B). No caso do RLUN007, o volume da pelota PDO atinge 30 μL (densidade saturada em frascos de 25 cm2) aproximadamente 2 semanas após o descongelamento. Para a transferência de um frasco de25 cm 2 para dois frascosde 25 cm 2 (P1), transfira a suspensão PDO para um tubo de centrífuga e centrífuga a 200 x g por 2 min a aproximadamente 25 °C. Estime o volume da pelota PDO e descarte o supernascedor. Resuspenda a pelota PDO usando uma pipeta de 5 mL em 5 mL de meio fresco. Pipeta suavemente para cima e para baixo cinco vezes em baixa velocidade. Em seguida, transfira metade do volume da suspensão PDO (2,5 mL) em dois frascos e adicione 2,5 mL de meio fresco a cada frasco. Cultura as células a 37 °C em 5% DE CO2. Para a transferência de dois frascos de25 cm 2 para um frasco de 75 cm2 (P2), transfira a suspensão PDO de dois frascos em dois tubos de centrífuga e centrifugar o PDO a 200 x g por 2 min a aproximadamente 25 °C. Em seguida, estime o volume da pelota PDO e resuspense a pelota em 2,5 mL de meio fresco (por tubo). Depois disso, misture a suspensão PDO em um tubo com o outro e transfira-a para um frasco de 75 cm2 contendo 10 mL de meio fresco. Cultura as células a 37 °C em 5% DE CO2. Transfira os PDOs subculturados de dois frascosde 25 cm 2 para um frasco de 75 cm2 aproximadamente 1 semana após a primeira passagem(Figura 1C). 2. Inibição do crescimento HTS NOTA: A atividade inibitória de crescimento de agentes anticancerígenos contra PDOs é avaliada pela medição do conteúdo ATP intracelular, conforme mostrado na Figura 2. Esta etapa é realizada utilizando um kit de ensaio de viabilidade celular disponível comercialmente (ver Tabela de Materiais). No dia 0, cultura os PDOs (por exemplo, RLUN007) em frascos até que um número adequado de aglomerados celulares estejam disponíveis para o ensaio. Um dia antes da semeadura, transfira a suspensão PDO de um frasco de 75 cm2 para um tubo de 15 mL e centrífuga a 200 x g por 2 min para medir o volume de pelotas PDO. Em seguida, resuspenque a pelota PDO em 15 mL de meio fresco e transfira-a de volta para um frasco de 75 cm2. Cultura as células a 37 °C em 5% DE CO2.NOTA: O volume de pelotas PDO necessário depende da taxa de diluição de cada PDO e do número de placas de 384 poços utilizadas para o ensaio. Para rlun007, é necessário um volume de 200 μL de pelotas celulares para semeadura em dez placas de 384 poços. No dia 1 (24h após a troca do meio), pique os PDOs utilizando equipamento de fragmentação e dispersão celular (ver Tabela de Materiais) com um porta-filtro contendo um filtro de malha de 70 μm. Em seguida, diluir 15 mL da suspensão PDO em 10x. Semente 40 μL da suspensão PDO em micropla placas de fixação ultra-baixa de 384 poços (fundo redondo) (ver Tabela de Materiais) utilizando um dispensador de suspensão celular (ver Tabela de Materiais).NOTA: Para agrupamentos de células de picar, recomenda-se o uso do equipamento de fragmentação e dispersão celular comercialmente disponível (ver Tabela de Materiais). Às 24 horas após a semeadura (dia 2), trate os PDOs com 0,04 μL de soluções de agente de teste nas faixas de concentração final de 20 μM a 1,0 nM (10 diluições seriais) utilizando um manipulador líquido (ver Tabela de Materiais). No dia 8 (144 h após o tratamento da substância de teste), adicione reagente de medição ATP intracelular aos poços de teste. Misture as placas usando uma batedeira e incubar por 10 min a 25 °C. Meça o conteúdo ATP intracelular como luminescência usando um leitor de placas (ver Tabela de Materiais). Para calcular a viabilidade celular, divida a quantidade de ATP nos poços de teste por aquele nos poços de controle contendo o veículo, com o fundo subtraído. Para calcular a taxa de crescimento ao longo de 6 dias, divida a quantidade de ATP nos poços de controle do veículo por que no controle do veículo poços 24 horas após a semeadura. Calcule os valores de concentração inibitória de 50% (IC50) e área sob a curva (AUC) a partir das curvas dose-resposta utilizando o software de análise de dados biológicos (ver Tabela de Materiais). O fator Z é um parâmetro inagável que varia de 1 (separação infinita) a <0, definido como Z = 1 – (3σc+ + + 3σc-) / |μc+ – μc-|, onde σc+, σc-, μc+, e μc- são os desvios padrão (σ) e as médias (μ) dos controles alto (c+) e baixo (c−)14, respectivamente. 3. HTS com sistema de colheita celular e imagem para inibição de crescimento NOTA: Se houver um grande desvio (quando o coeficiente de variação [CV] no ensaio for superior a 20%) nos dados usando o protocolo 2, PDOs de tamanho selecionado podem ser semeados em placas de 96 ou 384 poços usando um sistema de coleta e imagem celular(Figura 2). O protocolo é o mesmo descrito nas etapas 2.1 e 2.2 na seção anterior. Esta etapa é realizada utilizando um sistema de coleta e imagem de células disponíveis comercialmente (ver Tabela de Materiais). No primeiro dia, defina uma microplacão esferoide de fixação ultra-baixa de 384 poços com 40 μL de média/bem como uma placa de destino no sistema de captação e imagem de células. Encha a câmara de colheita (ver Tabela de Materiais) com 6 mL de cultura média e centrífuga a 1.500 x g por 2 min para remover bolhas de ar. Adicione os PDOs suspensos no médio (volume de pelotas PDO, 4 μL) à câmara de colheita e coloque no sistema. Fique na câmara por pelo menos 1 minuto, seguido de dispersão, para que os aglomerados celulares se instalem no fundo da câmara; em seguida, realizar a varredura da câmara. Defina o tamanho de colheita para 140-160 μm (área 15.386-20.000 μm2) no sistema para seleção automática de clusters celulares. Em seguida, verifique a qualidade dos clusters celulares selecionados nas imagens digitalizadas e transfira dez clusters de células por poço usando dicas de colheita (ver Tabela de Materiais) na placa de destino. Realize as etapas do protocolo a partir da etapa 2.3 em diante. 4. HTS para citotoxicidade celular dependente de anticorpos NOTA: Esta etapa é realizada utilizando-se um sistema comercialmente disponível (ver Tabela de Materiais),que é um instrumento de medição de impedância elétrica. É usado para avaliar a citólise dos PDOs por citotoxicidade celular dependente de anticorpos (ADCC) com anticorpos monoclonais e células assassinas naturais (NK)(Figura 3). As células NK são produzidas a partir de células mononucleares de sangue periféricos usando o kit de produção de células NK (ver Tabela de Materiais),seguindo as instruções do fabricante. Medição da atividade do ADCC No dia 0, cubra uma placa de 96 poços (ver Tabela de Materiais) com 50 μL de solução de fibronectina de 10 μg/mL (0,5 μg/well) a 4 °C durante a noite. No primeiro dia, após a remoção da solução de fibronectina, adicione 50 μL do meio de cultura a cada poço para medir a impedância de fundo. Antes da semeadura, adicione 5 mL de reagente de dissociação de cultura celular (ver Tabela de Materiais) aos PDOs (RLUN007: 100 μL da pelota PDO em um frasco de 75 cm2) e incubar em uma incubadora de CO2 a 37 °C por 20 minutos para dispersar os PDOs. Para parar a trippsinização, adicione 5 mL de média, centrífuga e remova o reagente de dissociação. Enxágüe os PDOs com meio fresco e filtre através de um coador de células de 40 μm (ver Tabela de Materiais). Conte o número de células usando um analisador de viabilidade celular (ver Tabela de Materiais). Transfira a suspensão PDO para um reservatório e misture usando um pipettor multicanal. Adicione a suspensão PDO em poços a 5 x 104 células/bem em uma placa de 96 poços. Cada poço contém um volume final de 100 μL. Em seguida, coloque a placa em um armário de segurança biológica a aproximadamente 25 °C por 30 min. Transfira a placa para o instrumento em uma incubadora de CO2 a 37 °C. Alterações recordes nos sinais de impedância a cada 15 minutos como o índice celular. Descongele as células NK em um banho de água de 37 °C no mesmo dia da semeadura do PDO. Transfira as células do frasco para um tubo de 15 mL contendo 10 mL de média para células NK (ver Tabela de Materiais) e centrífuga a 300 x g por 5 min a aproximadamente 25 °C. Descarte o supernatante e resuspenque a pelota da célula em 10 mL de meio fresco. Após a contagem celular, ajuste a densidade celular para 1 x 106 células/mL e transfira para um frasco de 75 cm2. Cultura as células NK em uma incubadora de CO2 de 5% a 37 °C. No dia 2, prepare as soluções de anticorpos (soro fisiológico tamponado com fosfato) em 10 vezes a concentração final em placas estéreis de fundo V de 96 poços. Remova 60 μL de médio de cada poço e adicione 10 μL de solução trastuzumab ou cetuximab (10 μg/mL, 1 μg/mL e 0,1 μg/mL) aos PDOs. Transfira as placas de volta para o instrumento em uma incubadora e regise o índice celular por 1h. Transfira a suspensão da célula NK para um tubo de 50 mL e conte o número da célula. Centrifugar as células a 300 x g por 5 min e ajustar a densidade celular NK para 1 x 106 células/mL e 2 x 106 células/mL com o meio para os PDOs. Adicione 50 μL de suspensão celular NK às células do efeito (NK) a uma razão celular alvo (RLUN007) de 1:1 ou 2:1. As concentrações finais dos anticorpos são 1 μg/mL, 0,1 μg/mL e 0,01 μg/mL. Mantenha a placa a aproximadamente 25 °C por 15 min e devolva as placas ao instrumento. Coleta e análise de dados Converta o índice celular em valores por cento de citolise usando software de análise (ver Tabela de Materiais). A porcentagem de citolise refere-se à porcentagem de células-alvo mortas por células NK versus células-alvo (PDOs) apenas como um controle. Subtrair os índices celulares dos poços contendo apenas células NK do índice dos poços amostrais em cada ponto de tempo. Normalize cada valor para o índice celular imediatamente antes da adição de anticorpos. Converta o índice celular normalizado em por cento citolise usando a seguinte equação: % citolise = (1 – índice celular normalizado [poços amostrais]) / índice celular normalizado (poços sozinhos) x 100.

Representative Results

Um HTS altamente preciso foi desenvolvido utilizando PDOs e microplatas de 384 poços para avaliar agentes anticancerígenos, e o desenvolvimento de um HTS para cada PDO foi relatado anteriormente10,11,12,13. O desempenho do HTS foi avaliado pelo cálculo dos CVs e do fator Z’. O fator Z é um método amplamente aceito para validação da qualidade e desempenho do ensaio, e o ensaio é adequado para HTS se esse valor for >0,514. Os pontos de controle datum no ensaio da placa de 384 poços utilizando RLUN007 apresentaram pouca variabilidade, com valores cv de 5,8% e fatores Z calculados de 0,83, como mostrado na Figura 4. Esses resultados indicam que este ensaio tem alto desempenho para HTS. Investigar a sensibilidade dos PDOs aos agentes anticancerígenos usando HTS, a inibição do crescimento foi avaliada por meio de inibidores do receptor de fator de crescimento epidérmico (EGFR) (afatinib, erlotinib, gefitinib, lapatinib, osimertinib e rociletinib) e paclitaxel, que são tratamentos clínicos padrão para câncer de pulmão de células não pequenas, e mitomicina C como controle positivo. Os valores IC50 e AUC dos agentes anticancerígenos para cada PDO são mostrados na Figura 4. O RLUN007 apresentou alta sensibilidade (IC50 < 2 μM, AUC < 282) para todos os inibidores de EGFR e outros agentes anticancerígenos. Curvas sigmoid calculadas para todos os dados indicaram que a atividade inibitória de crescimento dos agentes anticancerígenos poderia ser medida com precisão. O sistema de coleta e imagem celular é usado quando os dados variam significativamente usando a metodologia acima. O sistema de captação e imagem de células, que escolhe os aglomerados celulares com precisão sem danificá-los, permite ensaios precisos de HTS alinhando o tamanho do cluster celular para excluir detritos celulares do sistema de ensaio. Quando o sistema não foi utilizado, o valor do CV foi de 26,0% e o valor do fator Z foi de 0,23 (dados não apresentados). No entanto, os valores do fator CV e Z foram melhorados em 6,4% e 0,81, respectivamente, utilizando-se o sistema. Para investigar a citólise dos PDOs com atividade do ADCC utilizando o instrumento de medição de impedância elétrica, que monitora o número, a morfologia e a fixação das células por uma longa duração, foram avaliadas alterações nos sinais de impedância usando rlun007 tratados com os anticorpos (trastuzumab e cetuximabe) e células NK como células de efeito em uma placa de 96 poços. Em comparação com o controle composto apenas por células-alvo, a citolise percentual aumentou com o tempo. Atingiu 45% ou 75% após 6h em uma razão E:T de 1:1 (Figura 5A, C) ou 2:1 ( Figura5B,D) sem os anticorpos. A citolise mediada por células NK utilizando trastuzumabe foi de aproximadamente 60% e 90% em uma razão de 1:1 (Figura 5A, 1 μg/mL) e 2:1(Figura 5B, 1 μg/mL), respectivamente, a 6 h. Em contraste, o cetuximabe teve um impacto dependente de dose na citolise mediada por células NK (Figura 5C, D). Na maior concentração de cetuximabe, rlun007 foram destruídos a 90% e 100% em uma razão de 1:1 e 2:1, respectivamente (Figura 5C,D). O efeito do trastuzumabe foi mais fraco que o do cetuximabe, com apenas 60% de citotoxicidade. Esses resultados indicam que o sistema de ensaio PDO pode avaliar a atividade do ADCC usando tecnologia baseada em impedância em tempo real. Figura 1: Pontos críticos para a cultura PDO. (A) Mudança de cor no meio. (B) Medição da quantidade de PDOs do tamanho da pelota, forrando um tubo de centrífuga contendo os PDOs com tubos marcados em níveis de densidade de PDO de 50-200 μL.(C). Clique aqui para ver uma versão maior desta figura. Figura 2: Resumo do protocolo usado para criar um sistema de ensaio de alta taxa usando microplacos de 384 poços. Clique aqui para ver uma versão maior desta figura. Figura 3: Resumo do protocolo para ensaio de alto rendimento da atividade do ADCC. ADCC, citotoxicidade celular dependente de anticorpos; NK, assassino natural. Clique aqui para ver uma versão maior desta figura. Figura 4: Sistema de ensaio de alto rendimento para inibição de crescimento com agentes anticancerígenos. Curva de dose-resposta de RLUN007 para agentes anticancerígenes. Os PDOs picados foram semeados em placas de 384 poços. Estes foram tratados por 6 dias com dez concentrações diferentes de agentes anticancerígenos (entre 10 μM e 1,5 nM). Os dados representam a média ± desvio padrão dos experimentos triplicados. Clique aqui para ver uma versão maior desta figura. Figura 5: Ensaio de alto rendimento para a atividade do ADCC. (A,B) Trastuzumab. (C,D) Cetuximab. (A,C) Uma razão de 1:1 de RLUN007 para células efetivas. (B,D) Citólise com uma razão de RLUN007: células effectoras de 1:2. A atividade foi medida 12 h após a adição das células effectoras. Os dados são apresentados como o desvio padrão ± médio de três amostras de réplica. ADCC, citotoxicidade celular dependente de anticorpos. Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.

Discussion

A característica única dos PDOs é que eles não são enzimaticamente separados em células únicas durante a cultura ou ensaio e mantêm aglomerados celulares na cultura. Portanto, o número de células não pode ser contado com precisão sob um microscópio. Para resolver esse problema, o número de células é determinado visualmente forrando um tubo de centrífuga contendo as células com tubos marcados com níveis de 50-200 μL(Figura 1B). Além disso, como é difícil medir o volume de pelotas de aglomerados celulares cultivados em um frasco de25 cm 2 visualmente, o tempo de passagem foi determinado utilizando a mudança de cor média de vermelho para amarelo e o notável aumento em células individuais ou detritos comparados com o tempo de passagem como indicadores (Figura 1A,C). Este é o ponto de passagem para PDOs. A quantidade de pelotas de PDO é medida visualmente após a centrifugação em cada alteração média. Quando o volume de pelotas pára de aumentar, e o meio fica amarelo no dia seguinte à substituição média, o meio é considerado saturado com densidade, e a passagem é realizada. O volume de pelotas é definido para cada PDO. Se os PDOs não proliferarem, a quantidade de meio é alterada de 80% para 50% no momento da troca média, e a densidade de PDOs é aumentada na cultura.

Foi desenvolvido um HTS adequado para PDOs. Sua produção é de pelo menos dez a vinte placas de 384 poços realizadas usando um frasco de 75 cm2 de PDO, e o número de placas processadas por dia é de pelo menos 50. Além disso, os resultados da avaliação de vários medicamentos anticancerígenos pelo HTS utilizando PDOs já foram relatados.

Ao realizar o HTS, o entupimento do filtro de malha causado pelo picar os F-PDOs usando o equipamento de fragmentação e dispersão celular é abordado inicialmente alterando o tamanho da malha do filtro para 100 μm. O próximo passo é reduzir o volume da suspensão PDO aplicada ao vaso de vidro. Ao preparar soluções de substâncias de teste para HTS, compostos de baixo peso molecular são geralmente dissolvidos em sulfóxido de dimetila, e os anticorpos são dissolvidos em soro fisiológico tamponado com fosfato. O solvente apropriado é usado como substância de teste, e os dados de controle são obtidos a partir do solvente utilizado.

A seguir está uma descrição de como lidar com a variabilidade nos dados do ensaio. Se houver grande variação nos dados do teste usando placas de 384 poços, a placa de ensaio deve ser alterada para um formato de placa de 96 poços. O fator de diluição do PDO (número de agrupamentos celulares semeados) também é examinado após a semeadura da placa. Finalmente, o sistema de captação e imagem de células pode ser usado para selecionar o tamanho dos PDOs para o ensaio. Antes de adicionar PDOs à câmara, células únicas e pequenos aglomerados celulares devem ser removidos por centrifugação de baixa velocidade para serem capazes de reconhecer corretamente os PDOs. Se células únicas ou pequenos aglomerados celulares forem visíveis após a adição de PDOs à câmara, várias dispersões podem ser realizadas para remover as células únicas. Em seguida, embora o sistema de captação celular e imagem tenha uma função que permite que a placa seja mantida aquecida, esta função não é usada devido à evaporação do meio de cultura quando o sistema está funcionando por um longo período de tempo. Por fim, o volume de aglomerados celulares é desconhecido porque é reconhecido por uma imagem planar. Além disso, se dois ou mais PDOs se sobreporem, um único PDO não poderá ser reconhecido corretamente. No entanto, é possível remover PDOs indesejados usando a função de remoção verificando-os na imagem digitalizada após a mudança.

O instrumento de medição de impedância elétrica é geralmente usado para células cancerígenas alvos aderentes para monitorar mudanças na impedância durante a proliferação celular. Portanto, não é detectada uma mudança no índice celular de PDOs não aderentes. Na tentativa de resolver esse problema, é necessário investigar as condições de semeadura, como densidade de PDO e tratamento enzimático (enzima de dissociação celular e tempo de tratamento) dependendo do tipo de PDO. Os poços na placa também devem ser revestidos com uma matriz extracelular apropriada para semear PDOs. Os PDOs são semeados sem tratamento enzimático, dependendo do tipo de PDO. RLUN007 foi usado para medir a impedância semeando os PDOs em uma placa de 96 poços depois de dispersá-los por tratamento enzimático. RLUN007 foi tratado com o reagente de dissociação da cultura celular por 20 min a 37 °C para dispersar as células e anexá-las aos poços de uma placa de 96 poços. Dado que as células RLUN007 dissociadas formam imediatamente agregados, é desejável semear nas placas logo após a filtragem usando um coador. Depois de transferir a suspensão celular do tubo para um reservatório, o reservatório foi suavemente movido da direita para a esquerda duas a três vezes e es tubou para cima e para baixo cinco vezes antes de semear para a placa. A suspensão também foi misturada com cada adição ao poço. A placa foi então colocada em um gabinete de segurança biológica por 30 minutos (para PDOs) ou 15 min (para células NK) para permitir que as células distribuíssem uniformemente no poço. O segundo ponto importante é que o tratamento com anticorpos e células NK deve ser cronometrado para ocorrer antes que o índice celular atinja um platô e o valor não seja inferior a 0,5. No caso do RLUN007, o tempo ideal para iniciar o ensaio é de 20-22 h após o revestimento, e o número de celular para semeadura é de 5 x 104 células/bem.

Em geral, a cultura e os ensaios para organoides tumorais usam matrizes extracelulares como Matrigel para criar andaimes de tecido tumoral ou enzimas como trippsina e colagenase para interromper os organoides3,4,5,6,7. A vantagem deste método é que nenhuma matriz extracelular ou tratamento enzimático é necessário durante a cultura e o ensaio (exceto para ensaios utilizando o instrumento de medição de impedância elétrica), o que reduz significativamente os requisitos e custos de mão-de-obra. Além disso, este método é relativamente fácil de adaptar-se aos sistemas de ensaio HTS e vários sistemas de medição. No entanto, o uso de uma matriz extracelular é desejável para alguns fins de pesquisa, pois pode atuar como um andaime para células e afetar morfogênese, diferenciação e homeostase nos tecidos.

Neste estudo, foram utilizados PDOs (RLUN007) com mutação EGFR (L858R) clinicamente sensíveis aos inibidores de EGFR e alta expressão do gene EGFR (dados não apresentados) para avaliar os inibidores do EGFR. Foi demonstrado que a sensibilidade dos inibidores RLUN007 ao EGFR era maior do que as de outros F-PDOs derivados do câncer de pulmão13 (Figura 4). Assim, um HTS utilizando PDOs, que retém as características do tecido tumoral, é superior à avaliação de potenciais agentes anticancerígenos e apresenta oportunidades de avaliação de medicamentos e avanços na medicina personalizada. Embora o HTS seja adequado para a triagem inicial dos agentes, ele não reproduz o microambiente tumoral e, portanto, não pode avaliar a eficácia de medicamentos in vivo. Portanto, um sistema in vitro que pode imitar o tecido tumoral humano in vivo por co-cultura com células endoteliais vasculares e outras células estromais ou tecnologia organ-on-a-chip na ausência de modelos animais está agora em desenvolvimento.

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Gostaríamos de agradecer aos pacientes que forneceram os espécimes clínicos utilizados nesta pesquisa. Esta pesquisa é apoiada por subsídios do Programa de Pesquisa Translacional da Prefeitura de Fukushima.

Materials

384-well Ultra-Low Attachment Spheroid Microplate Corning 4516 Plates for HTS
40-µm Cell Strainer Corning 352340
AdoptCell-NK kit Kohjin Bio 16030400 Kit for NK cell production
Cancer Cell Expansion Media plus Fujifilm Wako Pure Chemical 032-25745 Medium for F-PDO
ALyS505N-175 Cell Science & Technology institute 10217P10 Medium for NK cells
CELL HANDLER Yamaha Motor – Cell picking and imaging system
CellPet FT JTEC – Cell fragmentation and dispersion equipment
CellTiter-Glo 3D Cell Viability Assay Promega G9683 Cell viability luminescent assay, intracellular ATP measuring reagent
Echo 555 Labcyte – Liquid handler
EnSpire PerkinElmer – Plate reader
E-plate VIEW 96 Agilent 300601020 Plates are specifically designed to perform cell-based assays with the xCELLigence RTCA System
Fibronectin Solution Fujifilm Wako Pure Chemical 063-05591 Plate coating for xCELLigence RTCA System
F-PDO Fujifilm Wako Pure Chemical or Summit Pharmaceuticals International – The F-PDO can be purchased from Fujifilm Wako Pure Chemicals or Summit Pharmaceuticals International
Morphit software, version 6.0 The Edge Software Consultancy Biological data analysis software
Multidrop Combi ThermoFisher Scientific 5840300 Cell suspension dispenser
Precision Chamber Yamaha Motor JLE9M65W230 Chamber for picking cell clusters using CELL HANDLER
Precision Tip Yamaha Motor JLE9M65W300 Micro tip for picking cell clusters using CELL HANDLER
RLUN007 Fujifilm Wako Pure Chemical or Summit Pharmaceuticals International Lung tumor derived F-PDO
TrypLE Express ThermoFisher Scientific 12604021 Cell culture dissociation reagent
Ultra-Low Attachment 25 cm² Flask Corning 4616 Culture flask for PDO
Ultra-Low Attachment 75 cm² Flask Corning 3814 Culture flask for PDO
Vi-CELL XR Cell Viability Analyzer System Beckman coulter – Cell viability analyzer
xCELLigence immunotherapy software, version 2.3 ACEA Bioscience – Analysis software for xCELLigence RTCA System
xCELLigence RTCA System ACEA Bioscience – Electrical impedance measuring instrument for cytolysis
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References

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Higa, A., Takahashi, N., Hiyama, G., Tamura, H., Hoshi, H., Shimomura, K., Watanabe, S., Takagi, M. High-Throughput In Vitro Assay using Patient-Derived Tumor Organoids. J. Vis. Exp. (172), e62668, doi:10.3791/62668 (2021).
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