Summary

Disección De Fibras Musculares Esqueléticas Individuales Para Análisis Inmunofluorescentes Y Morfométricos De Las Uniones Neuromusculares De Montaje Completo

Published: August 14, 2021
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Summary

La capacidad de detectar con precisión los componentes de la unión neuromuscular es crucial en la evaluación de modificaciones en su arquitectura debido a procesos patológicos o de desarrollo. Aquí presentamos una descripción completa de un método sencillo para obtener imágenes de alta calidad de uniones neuromusculares de montaje completo que se pueden utilizar para realizar mediciones cuantitativas.

Abstract

La unión neuromuscular (NMJ) es un punto de contacto especializado entre el nervio motor y el músculo esquelético. Esta sinapsis periférica exhibe alta plasticidad morfológica y funcional. En desordenes numerosos del sistema nervioso, NMJ es una blanco patológica temprana dando por resultado falta de la neurotransmisión, debilidad, atrofia, e incluso en muerte de la fibra de músculo. Debido a su relevancia, la posibilidad de evaluar cuantitativamente ciertos aspectos de la relación entre los componentes nmj puede ayudar a comprender los procesos asociados con su montaje / desmontaje. El primer obstáculo cuando se trabaja con los músculos es obtener la experiencia técnica para identificar y diseccionar rápidamente sin dañar sus fibras. El segundo desafío es utilizar métodos de detección de alta calidad para obtener imágenes NMJ que se pueden utilizar para realizar análisis cuantitativos. Este artículo presenta un protocolo paso a paso para diseccionar los músculos del longus del digitorum del extensor y del sóseo de ratas. También se explica el uso de la inmunofluorescencia para visualizar elementos pre y postsinápticos de NMJ de montaje completo. Los resultados obtenidos demuestran que esta técnica puede utilizarse para establecer la anatomía microscópica de la sinapsis e identificar cambios sutiles en el estado de algunos de sus componentes en condiciones fisiológicas o patológicas.

Introduction

La unión neuromuscular de mamíferos (NMJ) es una gran sinapsis tripartita colinérgica compuesta por la terminación nerviosa de la neurona motora, la membrana postsináptica en la fibra muscular esquelética y las células terminales de Schwann1,2,3. Esta sinapsis exhibe una alta plasticidad morfológica y funcional4,5,6,7,8,incluso durante la edad adulta cuando los NMJ pueden sufrir modificaciones estructurales dinámicas. Por ejemplo, algunos investigadores han demostrado que las terminaciones nerviosas motoras cambian continuamente su forma a la escala micrómetro9. También se ha divulgado que la morfología del NMJ responde a los requisitos funcionales, al uso alterado, al envejecimiento, al ejercicio, o a las variaciones en actividad locomotriz4,10,11,12,13,14,15. Así, el entrenamiento y la falta de uso representan estímulos esenciales para modificar algunas características del NMJ, como su tamaño, longitud, dispersión de vesículas y receptores sinápticos, así como la ramificación terminal nerviosa14,16,17,18,19,20.

Además, se ha demostrado que cualquier cambio estructural o degeneración de esta unión vital podría resultar en la muerte celular de la neurona motora y la atrofia muscular21. También se piensa que la comunicación alterada entre los nervios y los músculos podría ser responsable de los cambios fisiológicos relativos a la edad NMJ y posiblemente de su destrucción en estados patológicos. El desmantelamiento de la unión neuromuscular juega un papel crucial en la aparición de la Esclerosis Lateral Amiotrófica (ELA), una enfermedad neurodegenerativa que constituye uno de los mejores ejemplos de alteración de la interacción músculo-nervio3. A pesar de los numerosos estudios realizados sobre la disfunción de la neurona motora, todavía se debate si el deterioro observado en la ELA se produce debido al daño directo en la neurona motora y luego se extiende a las proyecciones cortico-espinales22; o si debe considerarse como una axonopatía distal donde la degeneración comienza en las terminaciones nerviosas y progresa hacia la neurona motora somas23,24. Dada la complejidad de la patología de la ELA, es lógico considerar que se produce una mezcla de procesos independientes. Como nmj es el jugador central de la interacción fisiopatológica entre el músculo y el nervio, su desestabilización representa un punto crucial en el origen de la enfermedad que es relevante para ser analizado.

El sistema neuromuscular de los mamíferos está organizado funcionalmente en unidades motoras discretas, que consisten en una neurona motora y las fibras musculares que son inervadas exclusivamente por su terminal nervioso. Cada unidad motora tiene fibras con propiedades estructurales y funcionales similares o idénticas25. El reclutamiento selectivo de la neurona motora permite optimizar la respuesta muscular a las demandas funcionales. Ahora está claro que los músculos esqueléticos de los mamíferos se componen de cuatro tipos diferentes de fibras. Algunos músculos son nombrados según las características de su tipo de fibra más abundante. Por ejemplo, el sóleo (un músculo posterior de la extremidad posterior involucrado en el mantenimiento de la postura corporal) lleva una mayoría de unidades de contracción lenta (tipo 1) y se reconoce como un músculo lento. En cambio, el extensor digitorum longus (EDL) se compone esencialmente de unidades con propiedades similares de contracción rápida (fibras tipo 2) y se conoce como un músculo rápido especializado para los movimientos fásicos necesarios para la locomoción. En otras palabras, aunque los músculos adultos son de naturaleza plástica debido a las influencias hormonales y neuronales, su composición de fibras determina la capacidad de realizar diferentes actividades, como se ve en el sóseo que experimenta una actividad continua de baja intensidad y EDL que exhibe una contracción única más rápida. Otras características que son variables entre los diferentes tipos de fibras musculares están relacionadas con su estructura (contenido mitocondrial, extensión del retículo sarcopásmico, grosor de la línea Z), contenido de miosina ATPasa, y composición de la cadena pesada de miosina26,27,28,29.

Para los NMJ de roedores, hay diferencias significativas entre los músculos28,29. Los análisis morfométricos realizados en sóleo y EDL de ratas revelaron una correlación positiva entre el área sináptica y el diámetro de la fibra (es decir, el área sináptica en las fibras lentas del sóleo es mayor que en las fibras rápidas de EDL) pero la relación entre el área de NMJ y el tamaño de la fibra es similar en ambos músculos30,31. Además, en relación a los terminales nerviosos, las áreas absolutas de endplate en las fibras tipo 1 fueron menores que en las fibras tipo 2, mientras que la normalización por diámetro de la fibra hizo que las áreas de los terminales nerviosos en las fibras tipo 1 fueran las más grandes32.

Sin embargo, muy pocos estudios se centran en el análisis morfométrico para mostrar la evidencia de cambios en algunos de los componentes del NMJ33,34. Así, debido a la relevancia del NMJ en la función del organismo, cuya morfología y fisiología se ven alteradas en diversas patologías, es importante optimizar los protocolos de disección de diferentes tipos de músculos con la calidad suficiente para permitir la visualización de toda la estructura nmj. También es necesario evaluar la ocurrencia de cambios pre o postsinápticos en diferentes situaciones o condiciones experimentales como el envejecimiento o el ejercicio35,36,37,38. Además, puede ser útil evidenciar alteraciones más sutiles en los componentes de NMJ, como la fosforilación alterada del neurofilamento en las terminaciones nerviosas terminales, como se informa en la ELA39.

Protocol

Todos los procedimientos animales se realizaron de acuerdo con los lineamientos de la Ley Nacional N° 18611 para el Cuidado de animales utilizados con fines experimentales. El protocolo fue aprobado por el Comité de Ética Institucional (CEUA IIBCE, Protocolo Número 004/09/2015). 1. Disección muscular (Día 1) NOTA: Antes de comenzar, haga 40 mL de paraformadehído al 0,5% (PFA), pH 7,4 en solución salina de fosfato (DPBS) de Dulbecco. Opcionalmente, haga 20 mL d…

Representative Results

Este protocolo ofrece un método sencillo para aislar e inmunotener las fibras musculares de dos tipos diferentes de músculos (músculos de contracción rápida y lenta, ver Figura 1). Utilizando los marcadores y/o sondas correctos, los componentes de NMJ pueden ser detectados y evaluados desde un punto de vista cuantitativo para valorar algunos de los cambios morfológicos que pueden ocurrir como consecuencia de la progresión de la enfermedad o de un tratamiento farmacológico específico…

Discussion

En este artículo, presentamos un protocolo detallado para la disección de dos músculos esqueléticos de la rata (uno lento-contracción y el otro rápido-contracción contracción), aislamiento del músculo de la fibra y detección de la inmunofluorescencia de marcadores pre y postsinápticos para evaluar cuantitativo cambios de NMJ así como procesos del montaje/del desmontaje. Este tipo de protocolo puede ser útil en los modelos de roedores41,42 para evalua…

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Muchas gracias al CSIC y al PEDECIBA por el apoyo financiero prestado a este trabajo; a Natalia Rosano por sus correcciones manuscritas; a Marcelo Casacuberta que hace el video y a Nicolás Bolatto por prestar su voz para ello.

Materials

Stereomicroscope with cool light illumination Nikon SMZ-10A
Rocking platform Biometra (WT 16) 042-500
Cover glasses (24 x 32 mm) Deltalab D102432
Premium (Plus) microscope slides PORLAB PC-201-16
Tweezers F.S.T 11253-20
Uniband LA-4C Scissors 125mm E.M.S 77910-26
Disponsable surgical blades #10 Sakira Medical 1567
Disponsable sterile syringe (1 ml) Sakira Medical 1569
Super PAP pen E.M.S 71310
100 μl or 200 μl pipette Finnpipette 9400130
Confocal microscope Zeiss LSM 800 – AiryScan
NTac:SD-TgN(SOD1G93A)L26H rats Taconic 2148-M
1X PBS (Dulbecco) Gibco 21600-010
Paraformaldehyde Sigma 158127
Triton X-100 Sigma T8787
Glycine Amresco 167
BSA Bio Basic INC. 9048-46-8
Glycerol Mallinckrodt 5092
Tris Amresco 497
Purified anti-Neurofilament H (NF-H), Phosphorylated Antibody BioLegend 801601 Previously Covance # SMI 31P
Purified anti-Neurofilament H (NF-H), Nonphosphorylated Antibody BioLegend 801701 Previously Covance # SMI-32P
Alexa Fluor 488 goat anti-Mouse IgG (H+L) Thermo Scientific A11029
α-Bungarotoxin, biotin-XX conjugate Invitrogen B1196
Streptavidin, Alexa Fluor 555 conjugate Invitrogen S32355
Diaminophenylindole (DAPI) Sigma D8417

References

  1. Araque, A., Parpura, V., Sanzgiri, R. P., Haydon, P. G. Tripartite synapses: Glia, the unacknowledged partner. Trends Neuroscience. 22, 208-215 (1999).
  2. Robitaille, R. Modulation of synaptic efficacy and synaptic depression by glial cells at the frog neuromuscular junction. Neuron. 21, 847-855 (1998).
  3. Cappello, V., Francolini, M. Neuromuscular Junction Dismantling in Amyotrophic Lateral Sclerosis. International Journal of Molecular Sciences. 18 (10), 2092-2108 (2017).
  4. Deschenes, M. R., Tenny, K. A., Wilson, M. H. Increased and decreased activity elicits specific morphological adaptations of the neuromuscular junctions. Neuroscience. 137, 1277-1283 (2006).
  5. Desaulniers, P., Lavoie, P. A., Gardiner, P. F. Habitual exercise enhances neuromuscular transmission efficacy of rat soleus muscle in situ. Journal Applied Physiology. 90, 1041-1048 (2001).
  6. Deschenes, M. R., Roby, M. A., Glass, E. K. Aging influences adaptations of the neuromuscular junction to endurance training. Neuroscience. 190, 56-66 (2011).
  7. Valdez, G., et al. Attenuation of age-related changes in mouse neuromuscular synapses by caloric restriction and exercise. Proceedings National Academy of Science U.S.A. 107, 14863-14868 (2010).
  8. Arnold, A. -. S., et al. Morphological and functional remodeling of the neuromuscular junction by skeletal muscle PGC-1α. Nature Communications. 5, 3569-3595 (2014).
  9. Hill, R. R., Robbins, N., Fang, Z. P. Plasticity of presynaptic and postsynaptic elements of neuromuscular junctions repeatedly observed in living adult mice. Journal of Neurocytology. 20 (3), 165-182 (1991).
  10. Brown, M. C., Hopkins, W. G., Keynes, R. J., White, J. A comparison of early morphological changes at denervated and paralyzed endplates in fast and slow muscles of the mouse. Brain Research. 248, 382-386 (1982).
  11. Rosenheimer, J. L. Effects of chronic stress and exercise on age related changes in end-plates architecture. Journal of Neurophysiology. 53, 1582-1589 (1985).
  12. Andonian, M. H., Fahim, M. A. Effects of endurance exercise on the morphology of mouse neuromuscular junctions during ageing. Journal of Neurocytology. 16, 589-599 (1987).
  13. Tomas, J., Fenoll, R., Santafé, M., Batlle, J., Mayayo, E. Motor nerve terminal morphologic plasticity induced by small changes in the locomotor activity of the adult rat. Neuroscience Letters. 106, 137-140 (1989).
  14. Deschenes, M. R., Maresh, C. M., Crivello, J. F., Armstrong, L. E., Kramer, W. J., Covault, J. The effects of exercise training of different intensities on neuromuscular junction morphology. Journal of Neurocytology. 22, 603-615 (1993).
  15. Nishimune, H., Stanford, J. A., Mori, Y. Role of exercise in maintaining the integrity of the neuromuscular junction. Muscle Nerve. 49 (3), 315-324 (2014).
  16. Andonian, M. H., Fahim, M. A. Endurance exercise alters the morphology of fast- and slow-twitch rat neuromuscular junction. International Journal of Sports Medicine. 9, 218-223 (1988).
  17. Fahim, M. A. Endurance exercise modulates neuromuscular junction of C57BL6N in ageing mice. Journal of Applied Physiology. 83, 59-66 (1997).
  18. Waerhaug, O., Dahl, H. A., Kardel, K. Different effects of physical training on morphology of motor nerve terminals in rat extensor digitorum longus and soleus muscles. Anatomy and Embryology. 186, 125-128 (1992).
  19. Desaulniers, M. R., Lavoie, P. A., Gardiner, P. F. Endurance training increases acetylcholine receptor quantity at neuromuscular junctions of adult rat skeletal muscle. Neuroreport. 9, 3549-3552 (1998).
  20. Deschenes, M. R., et al. Effects of resistance training on neuromuscular junction morphology. Muscle Nerve. 23, 1576-1581 (2000).
  21. Lepore, E., Casola, I., Dobrowolny, G., Musarò, A. Neuromuscular Junction as an Entity of Nerve-Muscle Communication. Cells. 8 (8), 906-921 (2019).
  22. Braak, H., et al. Amyotrophic lateral sclerosis-A model of corticofugal axonal spread. Nature Review Neurology. 9, 708-714 (2013).
  23. Fischer, L. R., et al. Amyotrophic lateral sclerosis is a distal axonopathy: Evidence in mice and man. Experimental Neurology. 185, 232-240 (2004).
  24. Moloney, E. B., de Winter, F., Verhaagen, J. ALS as a distal axonopathy: molecular mechanisms affecting neuromuscular junction stability in the presymptomatic stages of the disease. Frontiers in Neuroscience. 14 (8), 252-270 (2014).
  25. Scott, W., Stevens, J., Binder-Macleod, S. A. Human skeletal muscle fiber type classifications. Physical Therapy. 81, 1810-1816 (2001).
  26. Schiaffino, S., Hanzlíková, V., Pierobo, S. Relations between structure and function in rat skeletal muscle fibers. Journal of Cellular Biology. 47 (1), 107-119 (1970).
  27. Schiaffino, S., Reggiani, C. Fiber types in mammalian skeletal muscles. Review. Physiological Reviews. 91 (4), 1447-1531 (2011).
  28. Mech, A. M., Brown, A. L., Schiavo, G., Sleigh, J. N. Morphological variability is greater at developing than mature mouse neuromuscular junctions. Journal of Anatomy. 237 (4), 603-617 (2020).
  29. Jones, R. A., et al. NMJ-morph reveals principal components of synaptic morphology influencing structure-function relationships at the neuromuscular junction. Open Biology. 6 (12), 160240 (2016).
  30. Waerhaug, O., Lømo, T. Factors causing different properties at neuromuscular junctions in fast and slow rat skeletal muscles. Anatomy and Embryology. 190, 113-125 (1994).
  31. Wood, S. J., Slater, C. R. The contribution of postsynaptic folds to the safety factor for neuromuscular transmission in rat fast- and slow-twitch muscles. Journal of Physiology. 500, 165-176 (1997).
  32. Prakash, Y. S., Miller, S. M., Huang, M., Sieck, G. C. Morphology of diaphragm neuromuscular junctions on different fibre types. Journal of Neurocytology. 25, 88-100 (1996).
  33. Murray, L. M., Gillingwater, T. H., Parson, S. H. Using mouse cranial muscles to investigate neuromuscular pathology in vivo. Neuromuscular Disorders. 20 (11), 740-743 (2010).
  34. Mejia Maza, A., et al. NMJ-Analyser: high-throughput morphological screening of neuromuscular junctions identifies subtle changes in mouse neuromuscular disease models. bioRxiv. , (2020).
  35. Burke, S. R. A., Reed, E. J., Romer, S. H., Voss, A. A. Levator auris longus preparation for examination of mammalian neuromuscular transmission under voltage clamp conditions. Journal of Visualized Experiments. (135), e57482 (2018).
  36. Franco, J. A., Kloefkorn, H. E., Hochman, S., Wilkinson, K. A. An in vitro adult mouse muscle-nerve preparation for studying the firing properties of muscle afferents. Journal of Visualized Experiments. (91), e51948 (2014).
  37. Brill, M. S., Marinkovic, P., Misgeld, T. Sequential photo-bleaching to delineate single Schwann cells at the neuromuscular junction. Journal of Visualized Experiments. (71), e4460 (2013).
  38. Murray, L., Gillingwater, T. H., Kothary, R. Dissection of the transversus abdominis muscle for whole-mount neuromuscular junction analysis. Journal of Visualized Experiments. (83), e51162 (2014).
  39. Tsang, Y. M., Chiong, F., Kuznetsov, D., Kasarskis, E., Geula, C. Motor neurons are rich in non-phosphorylated neurofilaments: cross-species comparison and alterations in ALS. Brain Research. 861 (1), 45-58 (2000).
  40. Balice-Gordon, R. J., Thomposon, W. J. The organization and development of compartmentalized innervation in rat extensor digitorum longus muscle. Journal of Physiology. 398, 211-231 (1988).
  41. Cipriani, S., et al. Neuromuscular junction changes in a mouse model of Charcot-Marie-Tooth disease type 4C. International Journal of Molecular Science. 19 (12), 4072 (2018).
  42. Boido, M., Vercelli, A. Neuromuscular junctions as key contributors and therapeutic targets in spinal muscular atrophy. Frontiers in Neuroanatomy. 10 (6), (2016).
  43. Barik, A., Li, L., Sathyamurthy, A., Xiong, W. -. C., Mei, L. Schwann cells in neuromuscular junction formation and maintenance. Journal of Neuroscience. 36 (38), 9770-9781 (2016).

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Cite This Article
Bolatto, C., Olivera-Bravo, S., Cerri, S. Dissection of Single Skeletal Muscle Fibers for Immunofluorescent and Morphometric Analyses of Whole-Mount Neuromuscular Junctions. J. Vis. Exp. (174), e62620, doi:10.3791/62620 (2021).

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