Summary

استخدام الطلاء الأساسي ومنظار صغير مثبت مسبقا بعدسة موضوعية لأبحاث الكالسيوم العابرة في الفئران

Published: June 05, 2021
doi:

Summary

يؤدي انكماش الأسمنت السني أثناء المعالجة إلى إزاحة الصفيحة الأساسية. يقلل هذا البروتوكول من المشكلة عن طريق إنشاء أساس أولي لأسمنت الأسنان يترك مساحة لتدعيم الصفيحة الأساسية. بعد أسابيع ، يمكن تثبيت الصفيحة الأساسية في موضعها على هذه السقالة باستخدام القليل من الأسمنت الجديد ، وبالتالي تقليل الانكماش.

Abstract

يستخدم علماء الأعصاب المجاهر المصغرة (المناظير) لمراقبة النشاط العصبي في الحيوانات التي تتصرف بحرية. يوفر فريق Miniscope بجامعة كاليفورنيا ، لوس أنجلوس (UCLA) موارد مفتوحة للباحثين لبناء مناظير صغيرة بأنفسهم. يعد V3 UCLA Miniscope أحد أشهر المناظير مفتوحة المصدر المستخدمة حاليا. يسمح بتصوير العابرات الفلورية المنبعثة من الخلايا العصبية المعدلة وراثيا من خلال عدسة موضوعية مزروعة على القشرة السطحية (نظام أحادي العدسة) ، أو في مناطق الدماغ العميقة من خلال مزيج من عدسة ترحيل مزروعة في الدماغ العميق وعدسة موضوعية مثبتة مسبقا في المنظار الصغير لمراقبة الصورة المنقولة (نظام ثنائي العدسات). حتى في ظل الظروف المثلى (عندما تعبر الخلايا العصبية عن مؤشرات مضان ويتم زرع عدسة الترحيل بشكل صحيح) ، يمكن أن يؤدي تغيير حجم الأسمنت السني بين الصفيحة الأساسية وتعلقها بالجمجمة عند معالجة الأسمنت إلى اختلال المحاذاة مع تغيير المسافة بين الهدف وعدسات التتابع ، مما يؤدي إلى ضعف جودة الصورة. الصفيحة الأساسية هي صفيحة تساعد على تركيب المنظار الصغير على الجمجمة وتثبت مسافة العمل بين الهدف وعدسات الترحيل. وبالتالي ، فإن التغيرات في حجم الأسمنت السني حول الصفيحة الأساسية تغير المسافة بين العدسات. يهدف البروتوكول الحالي إلى تقليل مشكلة الاختلال الناتجة عن التغيرات في الحجم في الأسمنت السني. يقلل البروتوكول من اختلال المحاذاة عن طريق بناء أساس أولي لأسمنت الأسنان أثناء زرع عدسة التتابع. وقت النقاهة بعد الزرع كاف لأساس الأسمنت السني لعلاج الصفيحة تماما ، لذلك يمكن تدعيم الصفيحة على هذه السقالة باستخدام أقل قدر ممكن من الأسمنت الجديد. في هذه المقالة ، نصف استراتيجيات الطلاء الأساسي في الفئران لتمكين تصوير النشاط العصبي باستخدام عدسة موضوعية مثبتة في المنظار المصغر.

Introduction

تعتبر مراسلات النشاط الفلوري مثالية لتصوير النشاط العصبي لأنها حساسة ولها نطاقات ديناميكية كبيرة1،2،3. لذلك ، يستخدم عدد متزايد من التجارب الفحص المجهري الفلوري لمراقبة النشاط العصبي مباشرة1،2،3،4،5،6،7،8،9،10،11،12،13،14،15 ، 16. تم تصميم أول مجهر مضان مصغر أحادي الفوتون (miniscope) في عام 2011 بواسطة Mark Schnitzer et al.5. يمكن هذا المنظار الصغير الباحثين من مراقبة ديناميكيات التألق للخلايا المخيخية في الحيوانات التي تتصرف بحرية5 (أي دون أي تقييد جسدي أو تقييد للرأس أو تخدير أو تخدير للحيوانات). حاليا ، يمكن تطبيق هذه التقنية لمراقبة مناطق الدماغ السطحية مثل القشرة6،8،15،16. المناطق تحت القشرية مثل الحصين الظهري8،11،13،14 والمخطط6،17 ؛ ومناطق الدماغ العميقة مثل الحصين البطني14 واللوزة10،18 ، وما تحت المهاد8،12.

في السنوات الأخيرة ، تم تطوير العديد من المناظير مفتوحة المصدر4,5,6,7,11,13,17,19. يمكن تجميع المنظار الصغير اقتصاديا من قبل الباحثين إذا اتبعوا الإرشادات خطوة بخطوة المقدمة من فريق Miniscope بجامعة كاليفورنيا ، لوس أنجلوس (UCLA)4,7,11,13. لأن المراقبة البصرية للنشاط العصبي مقيدة بقيود انتقال الضوء7 من وإلى المجموعة العصبية ذات الاهتمام ، تم تصميم منظار صغير يتطلب عدسة معامل الانكسار المتدرج الموضوعي (GRIN) (أو العدسة الموضوعية) ليتم تثبيتها مسبقا في الجزء السفلي من المنظار المصغر لتكبير مجال الرؤية الذي يتم ترحيله من عدسة GRIN التتابع (أو عدسة الترحيل)6,7,8,10,16,17. يتم زرع عدسة التتابع هذه في منطقة الدماغ المستهدفة بحيث يتم نقل نشاط التألق لمنطقة الدماغ المستهدفة على سطح عدسة التتابع6,7,8,10,16,17. ينتقل ما يقرب من 1/4 من فترة الضوء الجيبية الكاملة عبر عدسة GRIN الموضوعية (~ 0.25 درجة) (الشكل 1A1)، مما أدى إلى صورة مضان مكبرة6,7. لا يتم تثبيت العدسة الشيئية دائما في الجزء السفلي من المنظار الصغير ولا يلزم زرع عدسة التتابع6,7,11,13,15. على وجه التحديد ، هناك تكوينان: أحدهما بعدسة موضوعية ثابتة في المنظار الصغير وعدسة ترحيل مزروعة في الدماغ8,10,12,14,16 (الشكل 1B1) وآخر مع عدسة موضوعية قابلة للإزالة فقط6,7,11,13,15 (الشكل 1B2). في التصميم القائم على الهدف الثابت ومجموعة عدسات الترحيل المزروعة ، يتم إحضار إشارات التألق من الدماغ إلى السطح العلوي لعدسة التتابع (الشكل 1A1)7,8,10,12,14,16. بعد ذلك ، يمكن للعدسة الشيئية تكبير المجال البصري ونقله من السطح العلوي لعدسة الترحيل (الشكل 1 أ 2). من ناحية أخرى ، فإن تصميم عدسة GRIN الموضوعي القابل للإزالة أكثر مرونة ، مما يعني أن الزرع المسبق لعدسة التتابع في الدماغ ليس إلزاميا (الشكل 1B2)6,7,11,13,15. عند استخدام منظار صغير يعتمد على تصميم عدسة موضوعية قابلة للإزالة ، لا يزال الباحثون بحاجة إلى زرع عدسة في منطقة الدماغ المستهدفة ولكن يمكنهم إما زرع عدسة موضوعية6,7,11,13,15 أو عدسة ترحيل في الدماغ6,7. يحدد اختيار الهدف أو عدسة التتابع للزرع تكوين المنظار المصغر الذي يجب على الباحث استخدامه. على سبيل المثال ، يعتمد V3 UCLA Miniscope على تصميم عدسة GRIN موضوعي قابل للإزالة. يمكن للباحثين اختيار إما زرع عدسة موضوعية مباشرة في منطقة الدماغ محل الاهتمام وتركيب المنظار الصغير “الفارغ” على العدسة الشيئية6,7,11,13,15 (نظام عدسة واحدة؛ الشكل 1B2) أو لزرع عدسة ترحيل في الدماغ وتركيب منظار صغير مثبت مسبقا بعدسة موضوعية6,7 (نظام ثنائي العدسة؛ الشكل 1B1). ثم يعمل المنظار الصغير ككاميرا مضان لالتقاط صور البث المباشر للتألق العصبي الناتج عن مؤشر الكالسيوم المشفر وراثيا1,2,3. بعد توصيل miniscope بجهاز كمبيوتر ، يمكن نقل صور التألق هذه إلى الكمبيوتر وحفظها كمقاطع فيديو. يمكن للباحثين دراسة النشاط العصبي من خلال تحليل التغيرات النسبية في التألق مع بعض حزم التحليل20,21 أو اكتب رموزهم للتحليل المستقبلي.

يوفر V3 UCLA Miniscope المرونة للمستخدمين لتحديد ما إذا كانوا يريدون تصوير النشاط العصبي باستخدام نظام أحادي أو ثنائي العدسة7. يعتمد اختيار نظام التسجيل على عمق وحجم منطقة الدماغ المستهدفة. باختصار ، يمكن لنظام العدسة الواحدة فقط تصوير منطقة سطحية (أقل من عمق 2.5 مم تقريبا) وكبيرة نسبيا (أكبر من 1.8 × 1.8 مم2 تقريبا) لأن الشركات المصنعة تنتج فقط حجما معينا من العدسة الموضوعية. في المقابل ، يمكن تطبيق نظام ثنائي العدسة على أي منطقة دماغية مستهدفة. ومع ذلك ، فإن الأسمنت السني للصق الصفيحة يميل إلى التسبب في اختلال المحاذاة مع تغيير المسافة بين الهدف وعدسات الترحيل ، مما يؤدي إلى جودة صورة رديئة. إذا تم استخدام نظام العدستين ، فيجب استهداف مسافتين للعمل بدقة لتحقيق جودة التصوير المثلى (الشكل 1 أ). هاتان المسافتان الحرجتان للعمل هما بين الخلايا العصبية والسطح السفلي لعدسة الترحيل ، وبين السطح العلوي لعدسة الترحيل والسطح السفلي للعدسة الشيئية (الشكل 1A1). يؤدي أي اختلال في محاذاة العدسة أو وضعها في غير موضعها خارج مسافة العمل إلى فشل التصوير (الشكل 1C2). في المقابل ، يتطلب نظام العدسة الواحدة مسافة عمل دقيقة واحدة فقط. ومع ذلك ، فإن حجم العدسة الموضوعية يحد من تطبيقها لمراقبة مناطق الدماغ العميقة (العدسة الموضوعية التي تناسب المنظار الصغير هي حوالي 1.8 ~ 2.0 مم6،11،13،15). لذلك ، فإن زرع عدسة موضوعية محدود لمراقبة السطح ومناطق الدماغ الكبيرة نسبيا ، مثل القشرة6,15 والقرنية الظهرية ammonis 1 (CA1) في الفئران11,13 . بالإضافة إلى ذلك ، يجب استنشاق مساحة كبيرة من القشرة لاستهداف الظهرية CA111,13. نظرا لمحدودية تكوين العدسة الواحدة الذي يمنع تصوير مناطق الدماغ العميقة ، فإن أنظمة المنظار الصغير التجارية لا تقدم سوى تصميم عدسة موضوعية / عدسة ترحيل (عدستان). من ناحية أخرى ، يمكن تعديل المنظار المصغر V3 UCLA إلى نظام أحادي العدسة أو عدستين لأن عدسته الموضوعية قابلة للإزالة6،11،13،15. بمعنى آخر ، يمكن لمستخدمي V3 UCLA miniscope الاستفادة من العدسة القابلة للإزالة عن طريق زرعها في الدماغ (إنشاء نظام عدسة واحدة) ، عند إجراء تجارب تتضمن ملاحظات دماغية سطحية (أقل من 2.5 مم في العمق) ، أو عن طريق تثبيتها مسبقا في المنظار الصغير وزرع عدسة ترحيل في الدماغ (إنشاء نظام ثنائي العدسات) ، عند إجراء التجارب التي تنطوي على ملاحظات الدماغ العميقة. يمكن أيضا تطبيق نظام العدستين لمراقبة الدماغ بشكل سطحي ، ولكن يجب على الباحث معرفة مسافات العمل الدقيقة بين العدسة الشيئية وعدسة الترحيل. الميزة الرئيسية لنظام العدسة الواحدة هي أن هناك فرصة أقل لفقدان مسافات العمل مقارنة بنظام العدستين ، نظرا لوجود مسافتين للعمل يجب استهدافهما بدقة لتحقيق جودة التصوير المثلى في نظام العدستين (الشكل 1 أ). لذلك ، نوصي باستخدام نظام عدسة واحدة لملاحظات الدماغ السطحية. ومع ذلك ، إذا كانت التجربة تتطلب التصوير في منطقة الدماغ العميقة ، فيجب على الباحث أن يتعلم تجنب اختلال العدسات.

يتضمن البروتوكول الأساسي لتكوين العدسة الثنائية للمناظير للتجارب زرع العدسة والطلاء الأساسي8،10،16،17. الطلاء الأساسي هو لصق صفيحة أساسية على رأس بحيث يمكن تركيب المنظار الصغير في النهاية فوق الحيوان وتصوير إشارات التألق للخلايا العصبية بالفيديو (الشكل 1 ب). يتضمن هذا الإجراء استخدام الأسمنت السني لصق الصفيحة على الجمجمة (الشكل 1C) ، لكن انكماش الأسمنت السني يمكن أن يسبب تغييرات غير مقبولة في المسافة بين عدسة الترحيل المزروعة والعدسة الموضوعية 8,17. إذا كانت المسافة المتحولة بين العدستين كبيرة جدا ، فلا يمكن التركيز على الخلايا.

تم بالفعل نشر بروتوكولات مفصلة لتجارب تصوير الكالسيوم في الدماغ العميق باستخدام المناظير8,10,16,17. استخدم مؤلفو هذه البروتوكولات نظام Inscopix8,10,16 أو غيرها من التصاميم المخصصة17 ووصفت الإجراءات التجريبية للانتقاء الفيروسي والجراحة وربط الصفيحة الأساسية. ومع ذلك ، لا يمكن تطبيق بروتوكولاتهم بدقة على أنظمة أخرى مفتوحة المصدر ، مثل نظام V3 UCLA Miniscope ، NINscope6، وفينسكوب19. يمكن أن يحدث اختلال في محاذاة العدستين أثناء التسجيل في تكوين ثنائي العدسة باستخدام UCLA Miniscope بسبب نوع الأسمنت السني المستخدم لتثبيت الصفيحة الأساسية في الجمجمة8,17 (الشكل 1 ج). هناك حاجة إلى البروتوكول الحالي لأن المسافة بين عدسة الترحيل المزروعة والعدسة الموضوعية عرضة للتحول بسبب الانكماش غير المرغوب فيه لأسمنت الأسنان أثناء إجراء الطلاء الأساسي. أثناء الطلاء الأساسي ، يجب العثور على مسافة العمل المثلى بين عدسة الترحيل المزروعة والعدسة الموضوعية عن طريق ضبط المسافة بين المنظار الصغير وأعلى عدسة الترحيل ، ويجب بعد ذلك لصق الصفيحة الأساسية في هذا الموقع المثالي. بعد ضبط المسافة الصحيحة بين العدسة الشيئية وعدسة الترحيل المزروعة ، يمكن الحصول على قياسات طولية بدقة خلوية (الشكل 1 ب; in vivo تسجيل). نظرا لأن النطاق الأمثل لمسافات العمل لعدسة التتابع صغير (50 – 350 ميكرومتر)4,8، يمكن أن يؤدي الانكماش المفرط للأسمنت أثناء المعالجة إلى صعوبة الحفاظ على العدسة الموضوعية وعدسة الترحيل المزروعة ضمن النطاق المناسب. الهدف العام من هذا التقرير هو توفير بروتوكول للحد من مشاكل الانكماش8,17 التي تحدث أثناء إجراء الطلاء الأساسي ولزيادة معدل نجاح تسجيلات miniscope لإشارات التألق في تكوين ثنائي العدسات. يتم تعريف تسجيل miniscope الناجح على أنه تسجيل بث مباشر للتغيرات النسبية الملحوظة في مضان الخلايا العصبية الفردية في يتصرف بحرية. على الرغم من أن العلامات التجارية المختلفة لأسمنت الأسنان لها معدلات انكماش مختلفة ، يمكن للباحثين اختيار علامة تجارية تم اختبارها مسبقا6,7,8,10,11,12,13,14,15,16,22. ومع ذلك ، ليس من السهل الحصول على كل علامة تجارية في بعض البلدان / المناطق بسبب لوائح استيراد المواد الطبية. لذلك ، قمنا بتطوير طرق لاختبار معدلات انكماش الأسمنت السني المتاح ، والأهم من ذلك توفير بروتوكول بديل يقلل من مشكلة الانكماش. الميزة على بروتوكول الطلاء الأساسي الحالي هي زيادة معدل نجاح تصوير الكالسيوم بالأدوات والأسمنت التي يمكن الحصول عليها بسهولة في المختبرات. يتم استخدام منظار UCLA المصغر كمثال ، ولكن البروتوكول ينطبق أيضا على المناظير الأخرى. في هذا التقرير ، نصف إجراء طلاء أساسي محسن ونوصي أيضا ببعض الاستراتيجيات لتركيب نظام UCLA miniscope ثنائي العدسة (الشكل 2 أ). يتم تقديم كل من أمثلة الزرع الناجح (ن = 3 فئران) وأمثلة على الزرع الفاشل (ن = 2 فئران) للتكوين ثنائي العدسة مع منظار UCLA المصغر جنبا إلى جنب مع المناقشات لأسباب النجاح والفشل.

Protocol

تمت الموافقة على جميع الإجراءات التي أجريت في هذه الدراسة من قبل لجنة رعاية واستخدام الحيوان بجامعة تايوان الوطنية (رقم الموافقة: NTU-109-EL-00029 و NTU-108-EL-00158). 1. تقييم حجم تغيير الأسمنت السني ملاحظة: تحدث تغييرات في حجم الأسمنت السني أثناء عملية ا…

Representative Results

تقييم تغيير حجم الأسمنت السنينظرا لأن حجم الأسمنت السني يتغير أثناء عملية المعالجة ، فقد يؤثر بشكل كبير على جودة التصوير ، نظرا لأن مسافة عمل عدسة GRIN تبلغ حوالي 50 إلى 350 ميكرومتر 4,8. لذلك ، تم اختبار اثنين من الأسمنت السني المتاح تجاريا في هذه الحا…

Discussion

يصف هذا التقرير بروتوكولا تجريبيا مفصلا للباحثين الذين يستخدمون نظام UCLA Miniscope ثنائي العدسات. الأدوات المصممة في بروتوكولنا ميسورة التكلفة نسبيا لأي مختبر يرغب في تجربة تصوير الكالسيوم في الجسم الحي. يمكن أيضا استخدام بعض البروتوكولات ، مثل الحقن الفيروسي ، وزرع العدسة ، والطلاء الأ?…

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

تم دعم هذا العمل من قبل وزارة العلوم والتكنولوجيا ، تايوان (108-2320-B-002 -074 ، 109-2320-B-002-023-MY2).

Materials

0.7-mm drill bit  #19008-07 Fine Science Tools; USA for surgery
0.1–10 μl pipette tips 104-Q; QSP Fisher Scientific; Singapore for testing dental cement
20 G IV cathater #SR-OX2032CA Terumo Corporation; Tokyo, Japan for surgery
27 G needle AGANI, AN*2713R Terumo Corporation; Tokyo, Japan for surgery
AAV9-syn-jGCaMP7s-WPRE #104487-AAV9; 1.5*10^13 Addgene viral prep; MA, USA for viral injection
Atropine sulfate Astart; Hsinchu, Taiwan for surgery/dummy baseplating/baseplating
Baseplate V3 http://miniscope.org for dummy baseplating/baseplating
BLU TACK #30840350 Bostik; Chelsea, Massachusetts, USA Reusable adhesive clay; for surgery/dummy baseplating/baseplating
Bone Rongeur Friedman 13 cm Diener; Tuttlingen, Germany for baseplating
Buprenorphine INDIVIOR; UK for surgery
Carprofen Rimadyl Zoetis; Exton, PA analgesia
Ceftazidime Taiwan Biotech; Taiwan prevent infection
Data Acquisition PCB for UCLA Miniscope purchased on https://www.labmaker.org/collections/neuroscience/products/data-aquistion-system-daq for baseplating
Dental cement set Tempron GC Corp; Tokyo, Japan for testing dental cement
Dental cement set Tokuso Curefast Tokuyama Dental Corp.; Tokyo, Japan for testing dental cement/surgery/dummy baseplating/baseplating
Dual Lab Standard with Mouse and Rat Adaptors #51673 Stoelting Co; Illinois, USA for surgery/dummy baseplating/baseplating
Duratear ointment Alcon; Geneva, Switzerland for surgery/dummy baseplating/baseplating
Ibuprofen YungShin; Taiwan analgesia
Isoflurane Panion & BF Biotech INC.; Taoyuan, Taiwan for surgery/dummy baseplating/baseplating
Inscopix nVista System Inscopix; Palo Alto, CA for comparison with V3 UCLA Miniscope
Ketamine Pfizer; NY, NY for euthanasia
Normal saline for surgery
Micro bulldog clamps #12.102.04 Dimedo; Tuttlingen, Germany for lens implantation
Microliter Microsyringes, 2.0 µL, 25 gauge #88400 Hamilton; Bonaduz, Switzerland for viral injection
Molding silicone rubber ZA22 Thixo Zhermack; Badia Polesine, Italy for dummy baseplating
Objective Gradient index (GRIN) lens #64519 Edmund Optics; NJ, USA for dummy baseplating/baseplating
Parafilm #PM996 Bemis; Neenah, USA for dummy baseplating
Portable Suction #DF-750 Doctor's Friend Medical Instrument Co., Inc., Taichung, Taiwan for surgery
Relay GRIN lens #1050-002177 Inscopix; Palo Alto, CA, USA for dummy baseplating/baseplating
Stainless steel anchor screws 1.00 mm diameter, total length 3.00 mm for surgery
Stereo microscope #SL720 Sage Vison; New Taipei City, Taiwan for surgery/dummy baseplating/baseplating
Stereotaxic apparatus #51673 Stoelting; IL, USA for surgery/dummy baseplating/baseplating
UV Cure Adhesive #3321 Loctite; Düsseldorf, Germany for testing dental cement
V3 UCLA Miniscope purchased on https://www.labmaker.org/products/miniscope-complete-set-of-components for surgery/dummy baseplating/baseplating
Xylazine X1126 Sigma-Aldrich; St. Louis, MO for euthanasia
Xylocaine pump spray 10% AstraZeneca; Södertälje, Sweden for surgery

References

  1. Tian, L., Hires, S. A., Looger, L. L. Imaging neuronal activity with genetically encoded calcium indicators. Cold Spring Harbor Protocols. 2012 (6), 647-656 (2012).
  2. Grienberger, C., Konnerth, A. Imaging calcium in neurons. Neuron. 73 (5), 862-885 (2012).
  3. Dana, H., et al. High-performance calcium sensors for imaging activity in neuronal populations and microcompartments. Nature Methods. 16 (7), 649-657 (2019).
  4. Campos, P., Walker, J. J., Mollard, P. Diving into the brain: deep-brain imaging techniques in conscious animals. Journal of Endocrinology. 246 (2), 33-50 (2020).
  5. Ghosh, K. K., et al. Miniaturized integration of a fluorescence microscope. Nature Methods. 8 (10), 871-878 (2011).
  6. de Groot, A., et al. NINscope, a versatile miniscope for multi-region circuit investigations. Elife. 9, 49987 (2020).
  7. Aharoni, D., Hoogland, T. M. Circuit investigations with open-source miniaturized microscopes: past, present and future. Frontiers in Cellular Neuroscience. 13, 141 (2019).
  8. Resendez, S. L., et al. Visualization of cortical, subcortical and deep brain neural circuit dynamics during naturalistic mammalian behavior with head-mounted microscopes and chronically implanted lenses. Nature Protocols. 11 (3), 566-597 (2016).
  9. Aharoni, D., Khakh, B. S., Silva, A. J., Golshani, P. All the light that we can see: a new era in miniaturized microscopy. Nature Methods. 16 (1), 11-13 (2019).
  10. Lee, H. S., Han, J. H. Successful in vivo calcium imaging with a head-mount miniaturized microscope in the amygdala of freely behaving mouse. Journal of Visualized Experiments. (162), e61659 (2020).
  11. Cai, D. J., et al. A shared neural ensemble links distinct contextual memories encoded close in time. Nature. 534 (7605), 115-118 (2016).
  12. Chen, K. S., et al. A hypothalamic switch for REM and Non-REM sleep. Neuron. 97 (5), 1168-1176 (2018).
  13. Shuman, T., et al. Breakdown of spatial coding and interneuron synchronization in epileptic mice. Nature Neuroscience. 23 (2), 229-238 (2020).
  14. Jimenez, J. C., et al. Anxiety cells in a hippocampal-hypothalamic circuit. Neuron. 97 (3), 670-683 (2018).
  15. Hart, E. E., Blair, G. J., O’Dell, T. J., Blair, H. T., Izquierdo, A. Chemogenetic modulation and single-photon calcium imaging in anterior cingulate cortex reveal a mechanism for effort-based decisions. Journal of Neuroscience. , 2548 (2020).
  16. Gulati, S., Cao, V. Y., Otte, S. Multi-layer cortical Ca2+ imaging in freely moving mice with prism probes and miniaturized fluorescence microscopy. Journal of Visualized Experiments. (124), e55579 (2017).
  17. Zhang, L., et al. Miniscope GRIN lens system for calcium imaging of neuronal activity from deep brain structures in behaving animals. Current Protocols in Neuroscience. 86 (1), 56 (2019).
  18. Corder, G., et al. An amygdalar neural ensemble that encodes the unpleasantness of pain. Science. 363 (6424), 276-281 (2019).
  19. Liberti, W. A., Perkins, L. N., Leman, D. P., Gardner, T. J. An open source, wireless capable miniature microscope system. Journal of Neural Engineering. 14 (4), 045001 (2017).
  20. Lu, J., et al. MIN1PIPE: A miniscope 1-photon-based calcium imaging signal extraction pipeline. Cell Reports. 23 (12), 3673-3684 (2018).
  21. Giovannucci, A., et al. CaImAn an open source tool for scalable calcium imaging data analysis. Elife. 8, 38173 (2019).
  22. Lee, A. K., Manns, I. D., Sakmann, B., Brecht, M. Whole-cell recordings in freely moving rats. Neuron. 51 (4), 399-407 (2006).
  23. Burger, C., et al. Recombinant AAV viral vectors pseudotyped with viral capsids from serotypes 1, 2, and 5 display differential efficiency and cell tropism after delivery to different regions of the central nervous system. Molecular Therapy. 10 (2), 302-317 (2004).
  24. Royo, N. C., et al. Specific AAV serotypes stably transduce primary hippocampal and cortical cultures with high efficiency and low toxicity. Brain Research. 1190, 15-22 (2008).
  25. Gage, G. J., Kipke, D. R., Shain, W. Whole animal perfusion fixation for rodents. Journal of Visualized Experiments. (65), e3564 (2012).
  26. Ziv, Y., et al. Long-term dynamics of CA1 hippocampal place codes. Nature Neuroscience. 16 (3), 264-266 (2013).
  27. Gargiulo, S., et al. Mice anesthesia, analgesia, and care, Part I: anesthetic considerations in preclinical research. ILAR journal / National Research Council, Institute of Laboratory Animal Resources. 53 (1), 55-69 (2012).

Play Video

Cite This Article
Hsiao, Y., Wang, A. Y., Lee, T., Chang, C. Using Baseplating and a Miniscope Preanchored with an Objective Lens for Calcium Transient Research in Mice. J. Vis. Exp. (172), e62611, doi:10.3791/62611 (2021).

View Video