Acquisition de données d’imagerie par résonance magnétique fonctionnelle à l’état de repos chez le rat
Summary
Ce protocole décrit une méthode permettant d’obtenir des données d’imagerie par résonance magnétique fonctionnelle (IRMf- rs) stables à l’état de repos d’un rat en utilisant de l’isoflurane à faible dose en association avec de la dexmèdetomidine à faible dose.
Abstract
L’imagerie par résonance magnétique fonctionnelle à l’état de repos (IRMf-rs) est devenue une méthode de plus en plus populaire pour étudier le fonctionnement du cerveau dans un état de repos et de non-tâche. Ce protocole décrit une méthode de survie préclinique pour obtenir des données rs-IRMf. La combinaison d’isoflurane à faible dose avec une perfusion continue de la dexmététomidine, agoniste des récepteurs adrénergiques α2, offre une option robuste pour une acquisition de données stable et de haute qualité tout en préservant la fonction du réseau cérébral. De plus, cette procédure permet une respiration spontanée et une physiologie presque normale chez le rat. Des séquences d’imagerie supplémentaires peuvent être combinées avec l’acquisition à l’état de repos, créant des protocoles expérimentaux avec une stabilité anesthésique allant jusqu’à 5 h en utilisant cette méthode. Ce protocole décrit la configuration de l’équipement, la surveillance de la physiologie du rat pendant quatre phases distinctes de l’anesthésie, l’acquisition de scans à l’état de repos, l’évaluation de la qualité des données, la récupération de l’animal et une brève discussion sur l’analyse des données post-traitement. Ce protocole peut être utilisé dans une grande variété de modèles précliniques de rongeurs pour aider à révéler les changements du réseau cérébral qui en résultent et qui se produisent au repos.
Introduction
L’imagerie par résonance magnétique fonctionnelle à l’état de repos (IRMf rs) est une mesure du signal BOLD (blood-oxygen-level-dependent) lorsque le cerveau est au repos et n’est engagé dans aucune tâche particulière. Ces signaux peuvent être utilisés pour mesurer les corrélations entre les régions du cerveau afin de déterminer la connectivité fonctionnelle au sein des réseaux neuronaux. L’IRMf rs est largement utilisée dans les études cliniques en raison de son caractère non invasif et du faible effort requis des patients (par rapport à l’IRMf basée sur les tâches), ce qui la rend optimale pour diverses populations de patients1.
Les progrès technologiques ont permis d’adapter l’IRMf-rs pour une utilisation dans des modèles de rongeurs afin de découvrir les mécanismes sous-jacents aux états pathologiques (voir la référence2 pour la revue). Les modèles animaux précliniques, y compris les modèles de maladie ou de knockout, permettent un large éventail de manipulations expérimentales non applicables chez l’homme, et les études peuvent également utiliser des échantillons post-mortem pour améliorer davantage les expériences2. Néanmoins, en raison de la difficulté à limiter le mouvement et à atténuer le stress, l’acquisition d’IRM chez les rongeurs est traditionnellement réalisée sous anesthésie. Les agents anesthésiques, en fonction de leur pharmacocinétique, de leur pharmacodynamique et de leurs cibles moléculaires, influencent le flux sanguin cérébral, le métabolisme cérébral et affectent potentiellement les voies de couplage neurovasculaire.
Il y a eu de nombreux efforts pour développer des protocoles anesthésiques qui préservent le couplage neurovasculaire et la fonction du réseau cérébral3,4,5,6,7,8. Nous avons précédemment rapporté un régime anesthésique qui appliquait une faible dose d’isoflurane ainsi qu’une faible dose de l’agoniste des récepteurs adrénergiques α2 dexmèdetomidine9. Les rats sous cette méthode d’anesthésie ont présenté des réponses BOLD robustes à la stimulation des moustaches dans des régions compatibles avec les voies de projection établies (noyaux thalamiques ventrolatéral et ventromédian, cortex somatosensoriel primaire et secondaire); les réseaux cérébraux à l’état de repos à grande échelle, y compris le réseau de mode par défaut10,11 et le réseau de saillance12 ont également été systématiquement détectés. De plus, ce protocole anesthésique permet une imagerie répétée sur le même animal, ce qui est important pour surveiller longitudinalement la progression de la maladie et l’effet des manipulations expérimentales.
Dans la présente étude, nous détaillons la configuration expérimentale, la préparation des animaux et les procédures de surveillance physiologique impliquées. En particulier, nous décrivons les phases anesthésiques spécifiques et l’acquisition de scans au cours de chaque phase. La qualité des données est évaluée après chaque analyse de l’état de repos. Un bref résumé de l’analyse post-balayage est également inclus dans la discussion. Les laboratoires intéressés à découvrir le potentiel de l’utilisation de l’IRMf chez le rat trouveront ce protocole utile.
Protocol
Representative Results
Discussion
La stabilité de l’animal, à la fois physiquement et physiologiquement, est essentielle pour obtenir des données de haute qualité sur l’état de repos. Ce protocole atteint la stabilité en passant par quatre phases distinctes de l’anesthésie. Il est impératif que l’animal ait atteint les seuils physiologiques fixés avant de passer à la phase suivante de l’anesthésie; étant donné que cette méthode repose sur des mécanismes physiologiques d’autorégulation, les animaux individuels peuvent nécessit…
Disclosures
The authors have nothing to disclose.
Acknowledgements
Ce travail a été soutenu par un financement de l’Institut national de la santé (NIH) de l’Institut national sur l’abus des drogues (NIDA) [DJW, EDKS et EMB ont été soutenus par la subvention R21DA044501 accordée à Alan I. Green et DJW a été soutenu par la subvention T32DA037202 à Alan J. Budney] et le National Institute on Alcohol Abuse and Alcoholism (NIAAA) [Subvention F31AA028413 à Emily D. K. Sullivan]. Un soutien supplémentaire a été fourni par le fonds doté d’Alan I. Green en tant que professeur de psychiatrie Raymond Sobel à Dartmouth.
Hanbing Lu est soutenu par le National Institute on Drug Abuse Intramural Research Program, NIH.
Les auteurs tiennent à remercier et à remercier le regretté Alan I. Green. Son dévouement inébranlable dans le domaine des troubles concomitants a contribué à établir une collaboration entre les auteurs. Nous le remercions pour son mentorat et ses conseils, qui nous manqueront beaucoup.
Materials
| 9.4T MRI | Varian/Bruker | Varian upgraded with Bruker console running Paravision 6.0.1 software | |
| Air-Oxygen Mixer | Sechrist | Model 3500CP-G | |
| Analysis of Functional NeuroImages (AFNI) | NIMH/NIH | Version AFNI_18.3.03 | Freely available at: https://afni.nimh.nih.gov/ |
| Animal Cradle | RAPID Biomedical | LHRXGS-00563 | rat holder with bite bar, nose cone and ear bars |
| Animal Physiology Monitoring & Gating System | SAII | Model 1025 | MR-compatible system including oxygen saturation, temperature, respiration and fiber optic pulse oximetry add-on |
| Antisedan (atipamezole hydrochloride) | Patterson Veterinary | 07-867-7097 | Zoetis, Manufacturer Item #10000449 |
| Ceramic MRI-Safe Scissors | MRIequip.com | MT-6003 | |
| Clippers | Patterson Veterinary | 07-882-1032 | Wahl touch-up trimmer combo kit, Manufacturer Item #09990-1201 |
| Dexmedesed (dexmedetomidine hydrochloride) | Patterson Veterinary | 07-893-1801 | Dechra Veterinary Products, Manufacturer Item#17033-005-10 |
| Digital Rectal Thermometer Covers | Medline | MDS9608 | |
| FMRIB Software Library | FMRIB | MELODIC Version 3.15 | Freely available at: https://fsl.fmrib.ox.ac.uk/fsl/fslwiki |
| Heating Pad | Cara Inc. | Model 50 | |
| Hemostat forceps, straight | Kent Scientific | INS750451-2 | |
| Isoflurane | Patterson Veterinary | 07-893-1389 | Patterson Private Label, Manufacturer Item #14043-0704-06 |
| Isoflurane Vaporizer | VetEquip Inc. | 911103 | |
| Lab Tape, 3/4" | VWR International | 89097-990 | |
| Needles, 23 gauge | BD | 305145 | plastic hub removed |
| Parafilm Laboratory Film | Patterson Veterinary | 07-893-0260 | Medline Industries Inc., Manufacturer Item #HSFHS234526A |
| Planar Surface Coil | Bruker | T12609 | 2cm |
| Polyethylene Tubing | Braintree Scientific | PE50 50FT | 0.023" (inner diameter), 0.038" (outer diameter) |
| Puralube Ophthalmic Ointment | Patterson Veterinary | 07-888-2572 | Dechra Veterinary Products, Manufacturer Item #211-38 |
| Sprague Dawley Rats | Charles River | 400 SAS SD | |
| Sterile 0.9% Saline Solution | Patterson Veterinary | 07-892-4348 | Aspen Vet, Manufacturer Item #14208186 |
| Sterile Alcohol Prep Pads | Medline | MDS090735 | |
| Surgical Tape, 1" (3M Durapore) | Medline | MMM15381Z | 3M Healthcare, "wide medical tape" |
| Surgical White Paper Tape, 1/2" (3M Micropore) | Medline | MMM15300 | 3M Healthcare |
| Syringes, 1 mL w/ 25 gauge needle | BD | 309626 | |
| Syringes, 3 mL | BD | 309657 | |
| Vented induction and scavenging system | VetEquip Inc. | 942102 | 2 liter induction chamber with active scavenging |
| 411724 | omega flowmeter | ||
| 931600 | scavenging cube, "vacuum" | ||
| 921616 | nose cone, non-rebreathing |
References
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