Summary

Utilizzo del sequenziamento di nuova generazione per identificare le mutazioni associate alla riparazione di una rottura a doppio filamento indotta da CAS9 vicino al promotore CD4

Published: March 31, 2022
doi:

Summary

Qui viene presentata l’endonucleasi sgRNA/CAS9 e il protocollo di sequenziamento di nuova generazione che può essere utilizzato per identificare le mutazioni associate alla riparazione della rottura del doppio filamento vicino al promotore CD4.

Abstract

Le rotture a doppio filamento (DSB) nel DNA sono il tipo più citotossico di danno al DNA. Poiché una miriade di insulti può causare queste lesioni (ad esempio, stress di replicazione, radiazioni ionizzanti, danni UV non riparati), i DSB si verificano nella maggior parte delle cellule ogni giorno. Oltre alla morte cellulare, i DSB non riparati riducono l’integrità del genoma e le mutazioni risultanti possono guidare la tumorigenesi. Questi rischi e la prevalenza di DSB motivano le indagini sui meccanismi con cui le cellule riparano queste lesioni. Il sequenziamento di nuova generazione può essere abbinato all’induzione di DSB mediante radiazioni ionizzanti per fornire un potente strumento per definire con precisione le mutazioni associate ai difetti di riparazione del DSB. Tuttavia, questo approccio richiede un sequenziamento dell’intero genoma computazionalmente impegnativo e proibitivo per rilevare la riparazione dei DSB che si verificano casualmente associati alle radiazioni ionizzanti. Rare endonucleasi da taglio, come I-Sce1, forniscono la capacità di generare un singolo DSB, ma i loro siti di riconoscimento devono essere inseriti nel genoma di interesse. Di conseguenza, il sito di riparazione è intrinsecamente artificiale. Recenti progressi consentono all’RNA guida (sgRNA) di dirigere un’endonucleasi Cas9 a qualsiasi locus del genoma di interesse. Questo potrebbe essere applicato allo studio della riparazione del DSB rendendo il sequenziamento di prossima generazione più conveniente consentendo di concentrarsi sul DNA che fiancheggia il DSB indotto da Cas9. L’obiettivo del manoscritto è dimostrare la fattibilità di questo approccio presentando un protocollo in grado di definire mutazioni che derivano dalla riparazione di un DSB a monte del gene CD4. Il protocollo può essere adattato per determinare i cambiamenti nel potenziale mutageno del DSB associati a fattori esogeni, come inibitori di riparazione, espressione proteica virale, mutazioni ed esposizioni ambientali con requisiti di calcolo relativamente limitati. Una volta che il genoma di un organismo è stato sequenziato, questo metodo può essere teoricamente impiegato in qualsiasi locus genomico e in qualsiasi modello di coltura cellulare di quell’organismo che può essere trasfettato. Adattamenti simili dell’approccio potrebbero consentire confronti di fedeltà di riparazione tra diversi loci nello stesso background genetico.

Introduction

Mantenere la stabilità genomica è fondamentale per tutti gli organismi viventi. Una replicazione accurata del DNA e una robusta risposta al danno del DNA (DDR) sono necessarie per propagare fedelmente il materiale genetico 1,2. I danni al DNA si verificano regolarmente nella maggior parte delle cellule 2,3. Quando questi danni vengono rilevati, la progressione del ciclo cellulare viene interrotta e vengono attivati i meccanismi di riparazione del DNA. Le rotture a doppio filamento nel DNA o nei DSB sono il tipo più tossico e mutageno di danno al DNA 3,4.

Mentre diverse vie di segnalazione DDR possono riparare queste lesioni, le vie di riparazione DSB più studiate sono la ricombinazione omologa (HR) e l’unione finale non omologa (NHEJ). HR è un percorso in gran parte privo di errori che ripara un DSB utilizzando un cromatide gemello come modello omologo. Questo tende ad accadere nella fase S e nella fase G2 di un ciclo cellulare 5,6,7. NHEJ è più soggetto a errori, ma può accadere durante il ciclo cellulare 8,9. Sono stati sviluppati vari saggi reporter per misurare l’efficienza di specifici meccanismi di riparazione 10,11,12. Questi saggi tendono a fare affidamento sulla citometria a flusso per una misurazione ad alto rendimento dell’attività del percorso di riparazione del DSB utilizzando GFP o mCherry come lettura11,13. Sebbene altamente efficienti, si basano sulla riparazione canonica che si verifica in un DSB introdotto artificialmente.

Ci sono una varietà di altri metodi utilizzati per studiare la riparazione DSB. Molti di questi si basano sulla microscopia a immunofluorescenza (IF) 1,14. La microscopia IF rileva focolai nucleari discreti rappresentativi di complessi di riparazione dopo che i DSB sono indotti dall’esposizione a sostanze chimiche genotossiche o radiazioni ionizzanti15,16. Tracciare la formazione e la risoluzione di questi fuochi fornisce un’indicazione di inizio e completamento della riparazione, rispettivamente14,17. Tuttavia, questi metodi di induzione del DSB (cioè sostanze chimiche o radiazioni ionizzanti) non causano DSB in posizioni definite nel genoma. È anche funzionalmente impossibile usarli per indurre costantemente solo un piccolo numero (ad esempio, 2-4) di DSB. Di conseguenza, i metodi più comunemente usati per indurre i DSB causano una moltitudine di lesioni distribuite casualmente in tutto il genoma18. Un piccolo numero di DSB può essere introdotto inserendo il sito di riconoscimento per un’endonucleasi rara ed esprimendo l’endonucleasi pertinente, come I-Sce119. Sfortunatamente, l’integrazione richiesta di un sito target impedisce l’esame del DSB in loci genomici endogeni.

Questo manoscritto descrive un metodo per rilevare le mutazioni associate alla riparazione di un DSB generato in un luogo definito dall’utente. Forniamo un esempio rappresentativo dell’approccio applicato per valutare la capacità di una proteina virale di aumentare il numero di mutazioni associate a un DSB. In particolare, questo manoscritto descrive l’uso di un singolo RNA guida (sgRNA) per dirigere un’endonucleasi CAS9 per indurre un DSB al frame di lettura aperto CD4 umano nei cheratinociti del prepuzio umano che esprimono il controllo vettoriale (HFK LXSN) e HFK che esprime la proteina E6 del virus del papilloma umano di tipo 8 (HFK 8E6). Il sequenziamento mirato di nuova generazione (NGS) della regione circostante la rottura consente di definire rigorosamente le mutazioni associate alla riparazione della lesione. Questi dati dimostrano che la proteina virale provoca un aumento di circa 20 volte delle mutazioni durante la riparazione del DSB. Fornisce inoltre una caratterizzazione imparziale delle conseguenze mutagene dei DSB in un singolo locus senza la necessità di sequenziamento dell’intero genoma. In linea di principio, il protocollo potrebbe essere facilmente adattato per confrontare il rischio relativo di mutazioni tra loci del genoma o linee cellulari.

Protocol

1. Placcatura cellulare Coltiva cellule HFK LXSN e HFK 8E6 in piastre da 10 cm in terreni di coltura di cheratinociti (10 ml / piastra) con integratore di crescita dei cheratinociti umani (HKGS) e 1% di penicillina / streptomicina. Far crescere le cellule a circa l’80% di confluenza a 37 °C in un incubatore a camicia con il 5% di CO2. Sostituire i terreni di coltura con 3 ml di tripsina-EDTA (0,05%, acido tetraacetico etilendiammina). Incubare a 37 °C per 3 min. Neutraliz…

Representative Results

Per questo protocollo vengono presentati tre risultati rappresentativi. La Figura 1 è un immunoblot che conferma l’espressione di CAS9 nel controllo HFK (LXSN) e HFK che esprime beta-HPV 8E6 (8E6). 48 ore dopo la trasfezione, i lisati a cellule intere sono stati raccolti e successivamente sondati con un anticorpo anti-CAS9 (o GAPDH come controllo del carico). Il risultato mostra che HFK LXSN e HFK 8E6 esprimono una quantità simile di CAS9, indicando che l’e…

Discussion

Oltre alla profondità delle informazioni fornite, ci sono diversi vantaggi in questo metodo. In primo luogo, la riparazione DSB, in teoria, può essere valutata in qualsiasi loci genomico senza modificare il genoma della cellula di interesse. In secondo luogo, l’accesso all’analisi NGS della riparazione è aumentato dal costo ridotto e dallo sforzo computazionale offerto dalla creazione e dall’analisi di un singolo DSB mirato a un’area definita. Infine, con i genomi di altri organismi che diventano regolarmente disponib…

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

La ricerca riportata in questo manoscritto è stata supportata dal National Institute of General Medical Sciences del National Institutes of Health (P20GM130448) (NAW e RP); National Cancer Institute del National Institutes of Health (NCI R15 CA242057 01A1); Johnson Cancer Research Center presso la Kansas State University; e il Dipartimento della Difesa degli Stati Uniti (CMDRP PRCRP CA160224 (NAW)). Apprezziamo KSU-CVM Confocal Core e Joel Sanneman per la nostra microscopia a immunofluorescenza. Il contenuto è di esclusiva responsabilità degli autori e non rappresenta necessariamente le opinioni ufficiali di queste agenzie di finanziamento.

Materials

6 Well Tissue Culture Plate Celltreat 229106 Cell culture plate
BCA Kit VWR 89167-794 BCA assay kit
Centrifuge 5910 R Eppendorf 2231000772 Tabletop Centrifuge
CLC Genomic Workbench Qiagen 832001 deep sequence data analysis software/indel caller/variant caller
Digital Microplate Genie pulse Scientific industries SI-400A Plate shaker
DYKDDDDK Tag Monoclonal Antibody (FG4R) ThermoFisher Scientific MA191878 Anti-FLAG antibody
Epilife CF Kit ThermoFisher Scientific MEPICF500 Cell cultrue media and supplements
Fetal Bovine Serum (FBS) VWR 89510-194 Cell culture supplement
Goat anti-Rabbit IgG ThermoFisher Scientific A-11012 Secondary antibody
HighPrep PCR Clean-up system MagBio AC-60005 Bead-based PCR cleanup kit
KAPA HiFi HotStart ReadyMix PCR Kit KAPA Biosystems KK2600 PCR mastermix/PCR assay
MagAttract HMW DNA kit Qiagen 67563 High Molecular Weight DNA extraction kit
Magnetic Stand-96 Thermo Fisher Scientific AM10027 96-Well Magnetic Rack
MiniAmp Thermal Cycler Applied Biosystems A37834 Thermal Cycler
Miseq Illumina SY-410-1003 Sequencer
Miseq v2 300 cycle reagent kit Illumina MS-102-2002 300-cycle cartridge/sequencing reagents
Nextera XT DNA Library Prep kit Illumina FC-131-1024 Library preparation kit
Nextera XT Kit v2 Set A Illumina 20027215 Indexes
Nunc 96-well polypropylene DeepWell Stroage plates Thermo Fisher Scientific 260251 deep well 96-well plates
Penicillin-Streptomycin Solution (100X) Calsson Labs PSL02-6X100ML Antibiotics for cell culture
Phosphate Buffered Saline (PBS) Bio Basic PD8117 PBS
px330-CD4 Addgen 136938 SgRNA/CAS9 plasmids targeting 5’- GGCGTATCTGTGTGAGGACT
QIAxcel Advanced System Qiagen 9001941 capillary electrophersis machine
QIAxcel DNA screening kit Qiagen 929004 DNA buffer/ capillary electrophersis tubes
Qubit 1x ds HS Assay Kit ThermoFisher Scientific Q23851 Fluorometer reagents/1x dsDNA solution
Qubit 4 Fluorometer ThermoFisher Scientific Q33238 Fluorometer
Qubit Assay Tubes Thermo Fisher Scientific Q32856 Fluorometer assay tubes
RIPA Lysis Buffer VWR VWRVN653-100ML Lysis buffer for protein extraction
Trypsin-EDTA (0.05%), phenol red ThermoFisher Scientific 25300054 Trypsin
Vortex-Genie 2 Scientific industries SI-0236 Vortex
Xfect Transfection Reagent Takara Bio 631318 Transfection reagent
genomic data analysis software QIAGEN CLC Workbench v21.0. Data analysis software

References

  1. Vítor, A. C., Huertas, P., Legube, G., de Almeida, S. F. Studying DNA double-strand break repair: an ever-growing toolbox. Frontiers in Molecular Biosciences. 7, (2020).
  2. Giglia-Mari, G., Zotter, A., Vermeulen, W. DNA damage response. Cold Spring Harbor Perspectives in Biology. 3 (1), 000745 (2011).
  3. Khanna, K. K., Jackson, S. P. DNA double-strand breaks: Signaling, repair and the cancer connection. Nature Genetics. 27 (3), 247-254 (2001).
  4. vanden Berg, J. G., et al. A limited number of double-strand DNA breaks is sufficient to delay cell cycle progression. Nucleic Acids Research. 46 (19), 10132-10144 (2018).
  5. Chang, H. H. Y., Pannunzio, N. R., Adachi, N., Lieber, M. R. Non-homologous DNA end joining and alternative pathways to double-strand break repair. Nature Reviews Molecular Cell Biology. 18 (8), 495-506 (2017).
  6. Daley, J. M., Sung, P. 5. 3. B. P. 1. BRCA1, and the choice between recombination and end joining at DNA double-strand breaks. Molecular and Cellular Biology. 34 (8), 1380-1388 (2014).
  7. Godin, S. K., Sullivan, M. R., Bernstein, K. A. Novel insights into RAD51 activity and regulation during homologous recombination and DNA replication. Biochemistry and Cell Biology = Biochimie et Biologie Cellulaire. 94 (5), 407-418 (2016).
  8. Jette, N., Lees-Miller, S. P. The DNA-dependent protein kinase: a multifunctional protein kinase with roles in DNA double strand break repair and mitosis. Progress in Biophysics and Molecular Biology. 117, 194-205 (2015).
  9. Weterings, E., van Gent, D. C. The mechanism of non-homologous end-joining: A synopsis of synapsis. DNA Repair. 3 (11), 1425-1435 (2004).
  10. Bhargava, R., Lopezcolorado, F. W., Tsai, L. J., Stark, J. M. The canonical non-homologous end joining factor XLF promotes chromosomal deletion rearrangements in human cells. Journal of Biological Chemistry. 295 (1), 125-137 (2020).
  11. Gunn, A., Bennardo, N., Cheng, A., Stark, J. M. Correct end use during end joining of multiple chromosomal double strand breaks is influenced by repair protein RAD50, DNA-dependent protein kinase DNA-PKcs, and transcription context. Journal of Biological Chemistry. 286 (49), 42470-42482 (2011).
  12. Simsek, D., Jasin, M. Alternative end-joining is suppressed by the canonical NHEJ component Xrcc4-ligase IV during chromosomal translocation formation. Nature Structural & Molecular Biology. 17 (4), 410-416 (2010).
  13. Certo, M. T., et al. Tracking genome engineering outcome at individual DNA breakpoints. Nature Methods. 8 (8), 671-676 (2011).
  14. Murthy, V., et al. Characterizing DNA repair processes at transient and long-lasting double-strand DNA breaks by immunofluorescence microscopy. JoVE Journal of Visualized Experiments. (136), e57653 (2018).
  15. Wang, J. L., et al. Dissection of DNA double-strand-break repair using novel single-molecule forceps. Nature Structural & Molecular Biology. , (2018).
  16. Azzam, E. I., Jay-Gerin, J. -. P., Pain, D. Ionizing radiation-induced metabolic oxidative stress and prolonged cell injury. Cancer Letters. 327, 48-60 (2012).
  17. Kuo, L. J., Yang, L. -. X. γ-H2AX – A novel biomarker for DNA double-strand breaks. In Vivo. 5, (2008).
  18. Sanders, J. T., et al. Radiation-induced DNA damage and repair effects on 3D genome organization. Nature Communications. 11 (1), 6178 (2020).
  19. Bellaiche, Y., Mogila, V., Perrimon, N. I-SceI endonuclease, a new tool for studying DNA double-strand break repair mechanisms in Drosophila. Genetics. 152 (3), 1037-1044 (1999).
  20. Wallace, N. A., Robinson, K., Howie, H. L., Galloway, D. A. β-HPV 5 and 8 E6 disrupt homology dependent double strand break repair by attenuating BRCA1 and BRCA2 expression and foci formation. PLOS Pathogens. 11 (3), 1004687 (2015).
  21. Hu, C., Bugbee, T., Gamez, M., Wallace, N. A. Beta human papillomavirus 8E6 attenuates non-homologous end joining by hindering DNA-PKcs activity. Cancers. 12 (9), 2356 (2020).
  22. Hu, C., Bugbee, T., Dacus, D., Palinski, R., Wallace, N. A. Beta human papillomavirus 8 E6 allows colocalization of non-homologous end joining and homologous recombination repair factors. PLOS Pathogens. 18 (3), 1010275 (2022).
  23. Butler, T. A. J., Paul, J. W., Chan, E. -. C., Smith, R., Tolosa, J. M. Misleading westerns: Common quantification mistakes in western blot densitometry and proposed corrective measures. BioMed Research International. 2019, 5214821 (2019).
  24. Rogakou, E. P., Pilch, D. R., Orr, A. H., Ivanova, V. S., Bonner, W. M. DNA double-stranded breaks induce histone H2AX Phosphorylation on serine 139. Journal of Biological Chemistry. 273 (10), 5858-5868 (1998).
  25. Taning, C. N. T., Van Eynde, B., Yu, N., Ma, S., Smagghe, G. CRISPR/Cas9 in insects: Applications, best practices and biosafety concerns. Journal of Insect Physiology. 98, 245-257 (2017).
  26. Ghezraoui, H., et al. Chromosomal translocations in human cells are generated by canonical nonhomologous end-joining. Molecular Cell. 55 (6), 829-842 (2014).

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Hu, C., Doerksen, T., Bugbee, T., Wallace, N. A., Palinski, R. Using Next Generation Sequencing to Identify Mutations Associated with Repair of a CAS9-induced Double Strand Break Near the CD4 Promoter. J. Vis. Exp. (181), e62583, doi:10.3791/62583 (2022).

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