L’emorragia subaracnoidea continua a portare un elevato carico di mortalità e morbilità nell’uomo. Per facilitare ulteriori ricerche sulla condizione e sulla sua fisiopatologia, viene presentato un modello pre-chiasmatico a singola iniezione.
Nonostante i progressi nel trattamento negli ultimi decenni, l’emorragia subaracnoidea (SAH) continua a portare un elevato carico di morbilità e mortalità, affliggendo in gran parte una popolazione abbastanza giovane. Diversi modelli animali di SAH sono stati sviluppati per studiare i meccanismi fisiopatologici alla base della SAH e per testare interventi farmacologici. Il modello pre-chiasmatico, a singola iniezione nel ratto presentato in questo articolo è un modello sperimentale di SAH con un volume di sangue predeterminato. In breve, l’animale viene anestetizzato, intubato e tenuto sotto ventilazione meccanica. La temperatura è regolata con una piastra riscaldante. Un catetere viene inserito nell’arteria della coda, consentendo la misurazione continua della pressione sanguigna e il prelievo di sangue. La membrana atlanto-occipitale viene incisa e un catetere per la registrazione della pressione viene posizionato nella cisterna magna per consentire la misurazione della pressione intracerebrale. Questo catetere può essere utilizzato anche per interventi terapeutici intratecali. Il ratto viene posto in una cornice stereotassica, un foro di bava viene praticato anteriormente al bregma e un catetere viene inserito attraverso il foro di bava e posizionato appena anteriormente al chiasma ottico. Il sangue autologo (0,3 ml) viene prelevato dal catetere di coda e iniettato manualmente. Ciò si traduce in un aumento della pressione intracerebrale e una diminuzione del flusso sanguigno cerebrale. L’animale viene tenuto sedato per 30 minuti e somministrato soluzione salina sottocutanea e analgesici. L’animale viene estubato e riportato nella sua gabbia. Il modello pre-chiasmatico ha un alto tasso di riproducibilità e una variazione limitata tra gli animali a causa del volume ematico predeterminato. Imita la SAH negli esseri umani rendendola un modello rilevante per la ricerca sulla SAH.
L’emorragia subaracnoidea non traumatica (SAH) è una forma di ictus, che rappresenta circa il 5% di tutti i casi. La causa più comune di SAH non traumatica è l’improvvisa rottura di un aneurisma (aSAH), che rappresenta l’85% degli SAH. Altre cause includono la rottura di una malformazione arterio-venosa, coagulopatie e rottura delle vene nell’emorragia perimesencefalica1. Il tasso di incidenza è di 9 per 100.000 anni-persona con mortalità intorno a uno su tre e un altro terzo che richiede il supporto della vita quotidiana dopo SAH 2,3.
Dopo la stabilizzazione iniziale e la conferma della diagnosi, il trattamento dipende dalla gravità dell’emorragia. I pazienti più gravemente colpiti avranno un drenaggio extra-ventricolare inserito nei ventricoli per ridurre la pressione intracerebrale (ICP) e saranno ricoverati nell’unità di terapia neurointensiva, dove saranno monitorati attentamente. I pazienti saranno sottoposti a un’angiografia per identificare il (probabile) aneurisma e successivamente avranno l’aneurisma arrotolato o tagliato per prevenire il risanguinamento4. Nonostante numerosi studi di terapie farmacologiche, solo la nimodipina, un antagonista dei canali del calcio, ha dimostrato di migliorare i risultati5. Sono attualmente in corso diversi studi clinici. Si prega di consultare la recensione di Daou e colleghi per un elenco completo6.
La rottura di un aneurisma è stata descritta come l’insorgenza improvvisa del peggior mal di testa mai sperimentato o un mal di testa tuono. La rottura provoca un forte aumento dell’ICP seguito da una riduzione del flusso sanguigno cerebrale (CBF). Questa riduzione provoca ischemia globale del cervello, che può provocare una perdita di coscienza. Questo percorso più meccanicistico, insieme alla rottura avviata degli elementi stravasati del sangue, dà origine al rilascio di citochine e all’attivazione del sistema immunitario innato con conseguente neuroinfiammazione sterile. Inoltre, si osserva spesso la rottura della barriera emato-encefalica, con conseguente edema cerebrale e disturbo nell’omeostasi ionica. Tutti questi cambiamenti e altro ancora, coniati come lesioni cerebrali precoci (EBI), si verificano entro i primi due giorni e provocano perdita neuronale e apoptosi7.
Circa 1/3 dei pazienti affetti da aSAH svilupperà ischemia cerebrale ritardata (DCI) tra il giorno 4-148. Il DCI è definito come il debutto di una compromissione neurologica focale o una caduta di almeno due punti sulla scala del coma di Glasgow della durata minima di 1 ora, quando sono escluse altre cause, tra cui convulsioni e risanguinamento. Il DCI è associato ad un aumentato rischio di morte e ad una diminuzione dell’esito funzionale dopo aSAH9. Il vasospasmo cerebrale (CVS), il restringimento delle arterie cerebrali, è noto per essere associato a DCI per decenni e in precedenza si pensava che fosse l’unica ragione per DCI. Da allora è stato dimostrato che la CVS può verificarsi senza lo sviluppo di DCI e da allora sono stati identificati più fattori, tra cui trombosi e costrizione microvascolare, depressione corticale e una risposta infiammatoria di EBI 10,11,12.
A causa della grande influenza di EBI e DCI sul decorso della malattia e sull’esito dei pazienti colpiti, i modelli animali devono imitarli al massimo grado possibile, pur essendo riproducibili. I ricercatori hanno impiegato una vasta gamma di modelli diversi in una varietà di animali, dai topi ai primati non umani, per cercare di simulare l’aSAH. I ratti wildtype Sprague-Dawley e Wistar sono attualmente gli animali da laboratorio più comunemente utilizzati, e i modelli più comuni sono il modello di perforazione endovascolare, il modello cisterna-magna a doppia iniezione e infine il modello di iniezione singola pre-chiasmatica, che sarà descritto in questo articolo13.
Il modello pre-chiasmatico a singola iniezione è stato originariamente sviluppato da Prunell e colleghi per contrastare alcune delle carenze degli altri modelli sperimentali14. La chirurgia, una volta padroneggiata, è altamente riproducibile e riduce al minimo le variazioni tra gli animali. Il modello imita SAH nell’uomo su più punti, incluso l’improvviso aumento di ICP dopo l’iniezione di sangue, con conseguente ischemia globale transitoria a causa di una caduta del CBF15,16. Colpisce la circolazione anteriore, che è dove si verifica la maggior parte dell’aSAH negli esseri umani17. La mortalità varia dal 10% al 33% a seconda dello studio e della quantità di sangue iniettato14,18. La morte cellulare ritardata e la neuroinfiammazione possono essere rilevate nei giorni 2 e 7, fornendo così variabili per studiare le conseguenze di EBI e DCI 19,20.
Lo studio presenta una descrizione aggiornata del modello di iniezione singola pre-chiasmatica nel ratto insieme a una descrizione di come utilizzare la sonda ICP come porta per la somministrazione intratecale di prodotti farmaceutici.
Il modello pre-chiasmatico a singola iniezione di SAH imita diversi elementi importanti della SAH umana, tra cui il picco di ICP, la riduzione del CBF, l’ischemia globale transitoria, la sovraregolazione dei marcatori neuroinfiammatori e CVS 14,15,16,18,19,20. La sonda ICP è stata utilizzata anche come porta per la somminist…
The authors have nothing to disclose.
Il lavoro è stato sostenuto dalla Lundbeck Foundation e dal Lundbeck Grant of Excellence (n. R59-A5404). I finanziatori non hanno avuto alcun ruolo in nessuna parte del manoscritto.
16 G peripheral vein catheter | BD Venflon | 393229 | Needle shortened, distal 1 cm curved. Wings removed |
Anesthesia bell/ chamber | Unknown | ||
Blood gas analyzer | Radiometer | ABL80 | |
Blood pressure (BP) monitor | Adinstruments | ML117 | Connects to Powerlab |
Curved forceps, 12 cm x 3 | F.S.T | 11001-12 | For anesthesia |
Cylindrical pillow, 28 cm x 4 cm | Homemade | Made from surgical towels | |
Data acquisition hardware | Adinstruments | ML870 Powerlab | |
Data acquistion software | Adinstruments | LabChart 6.0 | |
Drill | KMD | 1189 | |
Drill controller | Silfradent | 300 IN | |
Flexible light | Schott | KL200 | |
Heating pad | Minco | 1135 | |
Hypodermic needle, 20 G | KD Medical | 301300 | Connects to stereotaxic frame |
ICP monitor | Adinstruments | ML117 | Connects to Powerlab |
Isoflurane vaporizer | Ohmeda | TEC3 | |
Laptop | Lenovo | T410 | |
Laser doppler monitor | Adinstruments | ML191 | |
Laser doppler probe | Oxford Optronics | MSF100XP | Connects to laser doppler monitor |
Needle holder, 13 cm | F.S.T | 12001-13 | For anesthesia |
Precision syringe, 0.025 mL | Hamilton | 547407 | |
Stereotaxic frame | Kopf Instruments | M900 | |
Surgical microscope | Carl Zeiss | F170 | |
Suture needle | Allgaier | 1245 | For anesthesia |
Temperaure controller | CWE,INC. | TC-1000 | |
Transducer x 2 | Adinstruments | MLT0699 | Connects to BP and ICP monitor |
Ventilator | Ugo Basile | 7025 | |
Veterinary clipper | Aesculap | GT421 | |
3-pronged Blair retractor, 13.5 cm | Agnthos | 17022–13 | |
Blunt Alm retractor | F.S.T | 17008-07 | |
Curved forceps, 12 cm x 2 | F.S.T | 11001-12 | |
Needle holder, 13 cm | F.S.T | 12001-13 | |
Straight Dumont forceps, 11 cm | F.S.T | 11252-00 | |
Straight Halsted-Mosquito hemostat x 2 | F.S.T | 13008-12 | |
Straight Iris scissor, 9 cm | F.S.T | 14090-09 | |
Straight Vannas scissor, 10.5 cm | F.S.T | 15018-10 | |
Absorpable swabs | Kettenbach | 31603 | |
Black silk thread, 4-0, 5 x 15 cm | Vömel | 14757 | |
Bone wax | Aesculap | 1029754 | |
Carbomer eye gel 2 mg/g | Paranova | ||
Cotton swab | Heinz Herenz | WA-1 | |
Cotton tipped applicator x 4 | Selefa | 120788 | |
Hypodermic needle, 23 G x2 | KD Medical | 900284 | Connects to stopcock. Remove distal end |
Hypodermic needle, 23 G x3 | KD Medical | 900284 | Remove distal end. 2 connects to stopcock, 1 to syringe |
ICP probe: | Homemade | Made of the following: | |
Polythene tubing, 20 mm | Smiths medical | 800/100/200 | Inner diameter (ID): 0.58 mm, Outer diameter (OD): 0.96 mm. |
Silicone tubing, 10 mm | Fisher | 15202710 | ID: 0.76 mm, OD: 2.4 mm. |
Silicone tubing, 2 mm | Fisher | 11716513 | ID: 1.0 mm, OD: 3.0 mm. |
Micro hematocrit tubes | Brand | 7493 11 | |
OP-towel, 45 cm x75 cm | Mölnlycke | 800430 | |
PinPort adapter, 22 G | Instech | PNP3F22 | |
PinPort injector | Instech | PNP3M | |
Polythene tubing, 2 x 20 cm | Smiths medical | 800/100/200 | Connects to syringe. ID: 0.58 mm, OD: 0.96 mm. |
Rubberband | Unknown | ||
Scalpel, 10 blade | Kiato | 23110 | |
Spinalneedle, 25 G x 3.5'' | Braun | 5405905-01 | |
Stopcock system, Discofix x 2 | Braun | 16494C | Connects to transducer |
Suture, 4-0, monofil, non-resorbable x 3 | Ethicon | EH7145H | |
Syringe, 1 mL | BD Plastipak | 1710023 | |
Syringe, luer-lock, 10 mL x 4 | BD Plastipak | 305959 | Connects to transducer |
Tissue adhesive glue | 3M | 1469SB | |
0.5% Chlorhexidine spirit | Faaborg Pharma | 210918 | |
Carprofen 50 mg/mL | ScanVet | 43715 | Diluted 1:10 |
Isoflurane | Baxter | ||
Isotonic saline | Amgros | 16404 | |
Lidocaine-Adrenaline 10 mg/5 µg/mL | Amgros | 16318 |