JoVE Journal > Neuroscience
Summary
Abstract
Introduction
Protocol
Results
Discussion
Disclosures
Acknowledgements
Materials
References
Nederlands

Automatically Generated
Please note that all translations are automatically generated. Click here for the English version.
Neuroscience

Injecties van AAV-vectoren voor optogenetica in verdoofde en wakkere zich gedragende niet-menselijke primatenhersenen

Published: August 04, 2021
doi:
10.3791/62546
, , , ,
1Dept. of Otolaryngology – Head and Neck Surgery,University of Washington, 2Washington National Primate Research Center,University of Washington, 3Allen Institute for Brain Science, 4Dept. of Physiology & Biophysics,University of Washington

Summary

Zoals momenteel geïmplementeerd, vereist optogenetica bij niet-menselijke primaten injectie van virale vectoren in de hersenen. Een optimale injectiemethode moet betrouwbaar zijn en, voor veel toepassingen, in staat zijn om individuele locaties van willekeurige diepte te targeten die gemakkelijk en ondubbelzinnig worden geïdentificeerd in de postmortale histologie. Een injectiemethode met deze eigenschappen wordt gepresenteerd.

Abstract

Optogenetische technieken hebben een revolutie teweeggebracht in neurowetenschappelijk onderzoek en staan klaar om hetzelfde te doen voor neurologische gentherapie. Het klinische gebruik van optogenetica vereist echter dat veiligheid en werkzaamheid worden aangetoond in diermodellen, idealiter bij niet-menselijke primaten (NHP’s), vanwege hun neurologische gelijkenis met mensen. Het aantal kandidaat-vectoren dat potentieel nuttig is voor de neurowetenschappen en geneeskunde is enorm, en er bestaat nog geen high-throughput middel om deze vectoren te testen. Er is dus behoefte aan technieken om meerdere ruimtelijk en volumetrisch nauwkeurige injecties van virale vectoren in NHP-hersenen te maken die ondubbelzinnig kunnen worden geïdentificeerd door middel van postmortale histologie. Hierin beschreven is zo’n methode. Injectiecanules zijn opgebouwd uit gekoppelde polytetrafluorethyleen en roestvrijstalen buizen. Deze canules zijn autoclaveerbaar, wegwerpbaar en hebben lage minimale laadvolumes, waardoor ze ideaal zijn voor de injectie van dure, sterk geconcentreerde virale vectoroplossingen. Een inerte, rood geverfde minerale olie vult de dode ruimte en vormt een zichtbare meniscus met de vectoroplossing, waardoor onmiddellijke en nauwkeurige meting van injectiesnelheden en volumes mogelijk is. De olie wordt in de achterkant van de canule geladen, waardoor het risico op co-injectie met de vector wordt verminderd. Canules kunnen in 10 minuten worden geladen en injecties kunnen in 20 minuten worden gemaakt. Deze procedure is zeer geschikt voor injecties bij wakkere of verdoofde dieren. Wanneer deze procedure wordt gebruikt om virale vectoren van hoge kwaliteit te leveren, kan deze procedure robuuste expressie van optogenetische eiwitten produceren, waardoor optische controle van neurale activiteit en gedrag in NHP’s mogelijk is.

Introduction

Optogenetica bij niet-menselijke primaten (NHP’s) omvat meestal de injectie van virale vector rechtstreeks in de hersenen. Een klasse van vectoren die zeer geschikt is voor deze toepassing is gebaseerd op adeno-geassocieerd virus (AAV). Deze vectoren bestaan uit een eiwitcapsid rond een enkelstrengs DNA-genoom dat op zijn beurt bestaat uit een promotor, een opsine-gen en optioneel andere eiwitcoderende en genregulerende elementen. Vooruitgang in moleculair klonen heeft de manipulatie en combinatie van deze componenten voor de ontwikkeling van nieuwe vectoren vergemakkelijkt. Bijgevolg is de verzameling AAV-vectoren die potentieel nuttig is voor NHP-optogenetica groot en groeit deze snel.

Op dit moment vereist het nut van een AAV-vector voor NHP-optogenetica testen in vivo. Dit feit is een aanzienlijke belemmering voor vooruitgang. Dieren moeten spaarzaam worden gebruikt en het testen van meerdere vectoren in één dier vereist dat injectieplaatsen oordeelkundig worden gepositioneerd ten opzichte van neurale architectuur en goed gescheiden ten opzichte van virale verspreiding. Nauwkeurige histologische beoordeling vereist dat injecties ruimtelijk en volumetrisch nauwkeurig zijn. Een injectietechniek die eerder werd gebruikt voor focale toediening van farmacologische middelen 1,2,3,4 werd aangepast en vereenvoudigd om dergelijke injecties te maken. Deze injectietechniek is goedkoop, maakt gebruik van wegwerpbare, steriliseerbare componenten, kan worden gebruikt bij verdoofde of wakker gedragende apen en kan worden gebruikt om verschillende hersengebieden van elke diepte te targeten. Het volgende protocol beschrijft stapsgewijze procedures voor het fabriceren van de wegwerpcomponenten en het maken van injecties in de NHP-hersenen. De voor- en nadelen van de techniek komen aan bod.

Protocol

Alle experimenten werden uitgevoerd in overeenstemming met de Guide for the Care and Use of Laboratory Animals en overschreden de minimale vereisten die werden aanbevolen door het Institute of Laboratory Animal Resources en de Association for Assessment and Accreditation of Laboratory Animal Care International. Alle procedures werden geëvalueerd en goedgekeurd door de Animal Care and Use Committee van de Universiteit van Washington (UW IACUC-protocol # 4167-01). Vijf gezonde makaken (2 Macaca mulatta, 3 Macaca nemestrina; man. 4-11 jaar oud) namen deel aan deze studie. Steriele instrumenten en techniek werden gebruikt bij alle chirurgische ingrepen. 1. Het maken van een canule (Figuur 1A) Voorbereiding van elk onderdeelStomp de punt van een hypodermische naald (30 G, 13 mm lengte) af met een schijfslijper. Snijd een roestvrijstalen buis (30 G, binnendiameter = 0,16 mm, buitendiameter = 0,31 mm) tot een lengte die is afgestemd op de diepte van het doelhersengebied (25 mm is zeer geschikt om het dorsale oppervlak van de hersenschors te injecteren). Met een schijfslijper, schuin het ene uiteinde van de gesneden buis en maak het andere glad. Ontbraam de binnenkant van de buis met een broach. Snijd de buis van polytetrafluorethyleen (PFTE) (binnendiameter = 0,23 mm ± 0,02 mm, wand = 0,23 mm ± 0,02 mm, 1 mm komt overeen met 42 nL ± 7 nL vloeistof) tot een lengte die geschikt is voor de hoeveelheid te laden vectoroplossing (1 μL vectoroplossing neemt 24 mm buis in beslag). Flare beide uiteinden van de PTFE-buis door het inbrengen van de stompe hypodermische naald. Steek de stompe hypodermische naald ongeveer 5 mm in het ene uiteinde van de PTFE-buis. Steek het ongeflankte uiteinde van de roestvrijstalen buis ongeveer 5 mm in het andere uiteinde (figuur 1A). Voer pre-injectietests uit. Injecteer gefilterd water door de hypodermische naaldnaaf van de canule. Controleer of er water uit de afgeschuinde roestvrijstalen buis van de punt komt en dat er geen water uit beide juncties lekt. 2. Injectieprocedure voor verdoofde dieren Voorbereiding van de operatieSteriliseer chirurgische instrumenten en benodigdheden met behulp van de procedures in de materiaaltabel. Neem indien nodig een hoofd-MRI voor het richten op diepe hersenstructuren (figuur 2A). Verdoof de dieren onmiddellijk voor de operatie met ketamine (10-15 mg/kg) en dien intramusculair antibiotica (cefazoline) en analgetica (buprenorfine en meloxicam met aanhoudende afgifte) toe. Lever vervolgens propofol toe via intraveneuze (IV) katheter in de sapheneuze of cefalische aderen. Intubeer het dier en breng het over in isofluraangas. Bevestig de juiste anesthesie door stabiele hartslag, bloeddruk, ademhalingsfrequentie, ontspannen skeletspieren en de afwezigheid van palpebrale of ontwenningsreflexen. Scheer het hoofd van het dier. Breng kunstmatige traanzalf aan op de hoornvliezen om uitdroging te voorkomen. Voorbereiding van het injectiegebiedPlaats het hoofd van het dier in het stereotaxische frame. Breng chirurgische scrub-oplossing aan op de geschoren huid met gaasponzen, oefen zachte druk uit om vuil vrij te maken en spoel met isopropylalcohol. Herhaal dit proces drie keer. Bedek het dier met een steriele fenestrated drape. Snijd de huid in en reflecteer de spier. Plaats de manipulator op de stereotaxische arm, plaats deze om op het doelgebied van de hersenen te richten en markeer de craniotomiepositie op de schedel met een gesteriliseerde pen. Verwijder de stereotaxische manipulator en voer de craniotomie uit. Snijd de dura indien gewenst in (bijvoorbeeld om sulcale oriëntatiepunten te visualiseren). Breng de manipulator terug naar de stereotaxische arm. Vectoroplossing laden (figuur 1C)Breng de vectoroplossing voorzichtig over op een gesteriliseerde PCR-buis met een P20-pipettor en vermijd bubbels. Bevestig een canule, met de afgeschuinde punt naar beneden gericht, aan een verticaal georiënteerde stereotaxische houder. Sluit een Luerlock spuit van 1 ml aan op de injectienaaldnaaf van de canule. Dompel de afgeschuinde punt van de canule onder in de vectoroplossing.OPMERKING: De spuit moet al zijn bevestigd; het op dit punt bevestigen zou bellen in de vectoroplossing introduceren. Plaats de oplossing in de canule door zachte onderdruk uit te oefenen met de spuit van 1 ml. Volg de meniscus visueel tussen de oplossing en de lucht. Zodra de vectoroplossing is geladen, gaat u door met de zachte negatieve druk totdat de oplossing de naaldnaaf bereikt. Verwijder de spuit van 1 ml en injecteer de gekleurde minerale olie in de injectienaaldnaaf.OPMERKING: De olie moet langzaam langs de binnenwand van de naaldnaaf worden geïnjecteerd om een doorzichtige meniscus te vormen met de vectoroplossing en om luchtbellen te voorkomen. Bevestig de hypodermische naaldnaaf aan een van de twee open poorten van een 3-weg Luer-lock stopcock.OPMERKING: Als u de hypodermische naald aan de gesloten poort bevestigt, wordt ongewenste luchtdruk achter de olie geïntroduceerd. Sluit de poort die is aangesloten op de hypodermische naaldnaaf, vul een spuit van 1 ml met lucht en bevestig deze aan een van de andere twee poorten. Sluit ten slotte de resterende poort van de stopkraan om de spuit op de canule aan te sluiten. Duw langzaam lucht in de canule. Zodra de gekleurde olie verschijnt aan de punt van de stompe naald in de PTFE-buis, controleert u op lucht tussen de oplossing en de gekleurde olie. Als er lucht aanwezig is, oefen dan negatieve druk uit op de spuit om de gekleurde olie terug te brengen naar de naaldnaaf. Verwijder de bel en oefen positieve druk uit totdat een druppel vectoroplossing zichtbaar is aan de afgeschuinde canulepunt. Verwijder de spuit van 1 ml om ongewenste luchtdruk achter de olie los te laten en sluit de stopkraan om te voorkomen dat de vector door de zwaartekracht de canule verlaat. Plak een plastic liniaal op de PTFE-buis om de beweging van de meniscus tijdens injectie te meten (figuur 1B, D, F). Canule-inbrenging in het doelhersengebied (figuur 1B)Bevestig de canule op de stereotaxische manipulator. Breng de pompslang (die eindigt in een Luer-lock connector) handmatig over van de niet-steriele assistent naar de chirurg. De chirurg moet de Luer-lock-connector door de wand van een steriele huls grijpen, een tweede steriele stopkraan op de connector bevestigen, de mouw er strak omheen plakken en vervolgens de kraag van de mouw laten vallen, waardoor deze door de zwaartekracht langs de buis kan worden uitgeschoven. Sluit de stopkraan die aan de canulebuis is bevestigd aan op de stopkraan die aan de luchtpomp is bevestigd. Zet de luchtpomp op lage druk, zet deze aan en verhoog de druk totdat de olie door de canule gaat en een druppel vectoroplossing zichtbaar is aan de tip van de canule. Pas de positie van de plastic liniaal op de PTFE-buis aan om de beweging van de meniscus tijdens de injectie te meten. Drijf de canule naar beneden met de stereotaxische manipulator en noteer de diepte waarop de punt aan het oppervlak reikt (dura of pia mater). Rijd de canule naar de diepste plaats om langs het spoor te worden geïnjecteerd. Het oppervlak zal kuiltjes worden. Als u de oppervlakteschors injecteert, bevestig dan visueel dat de canule het oppervlak is binnengedrongen, met een chirurgische microscoop of vergrootbare loepen, indien beschikbaar. Om mistargeting als gevolg van weefselcompressie te minimaliseren, drijft u de canule langzaam (1 mm / min), snel (0, 5 mm / s) in met een wachttijd van 1-5 minuten aan de onderkant, of schiet u de diepste injectieplaats met 500 μm over en trekt u zich vervolgens terug. InjectieInjecteer 0,5 μL van de vectoroplossing met de elektrische luchtpomp gedurende 10-30 s. Bevestig de injectiestroom door de meniscus tussen de gekleurde olie en de vectoroplossing in de PTFE-buis te volgen. Wacht 1 minuut en trek de canule terug naar de volgende injectieplaats langs de baan. Laat na de laatste injectie de canule 10 minuten op zijn plaats om vectorefflux te voorkomen. Trek de canule in en gooi deze weg in een biohazard sharps-container. Injecteer optioneel een kleine hoeveelheid (≤1 μL) fluorescerende microbeads in de buurt van de vectorinjectieplaats om de identificatie van de injectieplaats post mortem te vergemakkelijken. Herhaal deze procedure zoals gewenst voor de andere vectoroplossingen op andere locaties (figuur 2B). Operatie sluitenHecht de dura, de spier en de huid. Verwijder de aap uit het stereotaxische frame en verwijder alle monitorkabels. Verwijder de aap uit de isofluraanane-anesthesie en extubeer na de terugkeer van de slikreflex. Zorg voor postoperatieve behandeling (3-5 dagen meloxicam en 7-10 dagen cefalexine). Controleer het dier minstens één keer per 10 minuten totdat het in staat is om een stabiele rechtopstaande zitpositie te behouden. 3. Chirurgie en AAV-vectorinjectie voor wakker gedragende dieren (figuur 1D) OPMERKING: Een variant van de techniek kan worden gebruikt om injecties te maken in de hersenen van wakkere, zich gedragende apen, zoals hieronder beschreven. Gelijktijdige injectie met opnameOm de elektrische activiteit op de injectieplaats te registreren, bedekt u de buitenkant van de canule met epoxy (onderkant ~ 15 mm) en polyimidebuizen (resterende lengte). Onthul het metaal aan de punt door de epoxy eraf te schrapen (Injectrode, figuur 1F)2. U kunt ook de canule en een afzonderlijke extracellulaire elektrode naast elkaar in een geleidebuis met dubbele loop plaatsen (geleidebuis met dubbele loop, figuur 1E). Canule-inbrenging in het doelhersengebied.Plaats de aap in de experimentele cabine, beperk de beweging van het hoofd en reinig de op de schedel gemonteerde opnamekamer met behulp van standaardtechnieken. Bevestig een geleidingsbuis aan de microdrive. Steek de injectiecanule in de geleidebuis. Beweeg de canule totdat de punt uit de geleidebuis steekt. Sluit de stopkraan aan op de elektrische luchtpomp. Om de juiste systeemfunctie te bevestigen, duwt u een druppel vectoroplossing van de punt met behulp van de luchtpomp en bevestigt u de beweging van de meniscus van de olievectoroplossing. Trek de canule ~ 5 mm terug in de geleidebuis om deze te beschermen tegen schade tijdens het inbrengen van de buis in de hersenen. Steek de geleidebuis in de hersenen. Rijd de canule naar de plaats om te worden geïnjecteerd met behulp van de microdrive. Identificeer de doellocatie door elektrische opname (figuur 2C) of stimulatie. Figuur 1: Opstelling van chirurgie en apparatuur. (A) Injectiecanule. Elk deel van de canule is geïndiceerd. Inzet rechtsonder: vergrote afbeelding van canulepunt, schaalbalk: 500 μm. (B) Chirurgische opstelling voor verdoofde apen. De aap wordt in een stereotaxisch frame onder een chirurgisch gordijn geplaatst. Ventilator (V), intraveneuze lijn (IV), bloeddrukmeter (BP) en zuurstofverzadigingsmonitor (O2) zijn verbonden met de aap. De injectiecanule wordt in het doelgebied ingebracht met behulp van een stereotaxische micromanipulator. De vectoroplossing wordt geïnjecteerd door een elektrische luchtpomp (inzet linksonder, bruin) gekoppeld aan een luchtcompressor (inzet linksonder, blauw). Een plastic liniaal (bovenste inzet) wordt op de PTFE-buis geplakt om de beweging van de meniscus tussen gekleurde olie (bovenste inzet, rood) en vectoroplossing (bovenste inzet, helder) tijdens injectie te meten. (C) Instellen om vectoroplossing in de canule te laden. (D) Een aap tijdens een injectie van vectoroplossing in een experimentele cabine. Het hoofd van het dier wordt op zijn plaats gehouden door drie stabilisatiepalen en de oogpositie wordt geregistreerd door een scleraal zoekspoelsysteem. De injectiecanule wordt vastgehouden en naar de doeldiepte gedreven met behulp van een micro-elektrodehouder/driver. De injectie wordt geregeld door de meniscus tussen de gekleurde olie en de vectoroplossing te bewaken via een USB-camera (inzetafbeelding). (E) Injectie met dubbele loopgeleidingsbuis. Een dubbelloops geleidebuishouder/driver bevat een injectiecanule en een micro-elektrode (zie inzet). (F) Injectrode. Het metaal aan de punt van de canule, blootgesteld door het schrapen van de epoxylaag, biedt elektrische toegang tot neuronen (inzet, schaalbalk: 500 μm). (G) Laserstimulatie instellen. Een dubbelloops geleidebuishouder/driver bevat zowel een optische vezel als een micro-elektrode (zie inzet). Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken. Figuur 2: Diagram van AAV-injectieplaatsen. (A) Sagittale sectie van de MR-afbeelding van de hersenen met injectieplaatsen in de primaire motorische cortex en primaire visuele cortex van een Macaca-nemestrina. (B) Uitzicht vanaf het dorsale oppervlak op de overeenkomstige Atlasplaat met canuleplaatsing ten opzichte van de centrale sulcus (primaire motorische cortex) en primaire visuele cortex. (C) Eenheidsregistratie door injectrode in de superieure colliculus. Een eenheid die vóór de injectie was geïsoleerd (rechtsboven) verdween na de injectie (rechtsonder). (D) Injectiespoor (witte pijlen). Schaalbalk: 500 μm. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken. 4. Verwerking van hersenweefsel voor histologie Wacht 6-8 weken na de injectie om de transgenexpressie te maximaliseren.OPMERKING: De optimale duur is afhankelijk van de exacte virale vector die in het experiment wordt gebruikt. Verwerk de hersenen met behulp van conventionele histologische technieken om transductie-efficiëntie en selectiviteit te beoordelen 5,6,7.

Representative Results

Om transgene expressie door in vivo stereotaxische injectie in de NHP-hersenen aan te tonen met behulp van de hier beschreven chirurgische injectiemethode, werden twee vectoren geselecteerd die versterkers bevatten die de expressie van het supergele fluorescerende eiwit-2 (SYFP2) in verschillende neuronale typen 8,9 drijven. Virale vectoren werden verpakt in de PHP.eB capsid10, gezuiverd door iodixanol centrifugatie, en vervolgens geconcentreerd tot hoge titer (>1E13 virale genomen / ml) zoals gemeten door qPCR. Een volume van 0,5 μL werd geïnjecteerd op elk van de tien diepten langs tien sporen door de cortex voor een totaal injectievolume van 5 μL / track. Figuur 3A-C toont SYFP2-expressie via anti-GFP-immunostaining 113 dagen na injectie van de PVALB subklasse-specifieke AAV-vector, CN2045, in de primaire visuele cortex van een volwassen mannelijke Macaca nemestrina. Het SYFP2-transgen wordt robuust gedetecteerd in tal van niet-piramidale neuronen verspreid over de corticale diepte, en de meeste SYFP2-expressieneuronen waren ook immunoreactief voor PVALB7. Figuur 3D toont native SYFP2-expressie in de primaire motorische cortex 64 dagen na injectie van de L5 neuron subklasse-specifieke AAV-vector, CN2251. De SYFP2-gelabelde neuronen hebben allemaal een duidelijke piramidale morfologie met somata beperkt tot laag 5 en karakteristieke dikke apicale dendrieten. Deze gegevens tonen ondubbelzinnig nauwkeurige controle van transgene expressie in geselecteerde populaties van neocorticale neuronen in de NHP-hersenen door stereotaxische injectie van celtype gerichte AAV-vectoren. Figuur 3: Voorbeeld van celtypespecifieke SYFP2-expressie gemedieerd door AAV-vectoren geïnjecteerd in NHP-hersenen. (A) Epifluorescentiefotomicrografie van een vaste sectie van de macaak primaire visuele cortex 113 dagen na injectie van een PVALB-subklassespecifieke AAV-vector. Schaalbalk: 1 mm.  (B,C) Afbeelding met hogere vergroting van het ingepakte gebied dat in A wordt weergegeven. (B) Anti-GFP-signaal. (C) Anti-PVALB signaal. Schaalbalken: 250 μm. (D) Epifluorescentiefotomicrografie van inheemse SYFP2-fluorescentie in een vaste sectie van de primaire motorische cortex van makaaken 64 dagen na injectie van een laag 5 extratelencefale subklasse-specifieke AAV-vector. Schaalbalk: 500 μm. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken. Om het nut van deze injectietechniek voor neurofysiologische en gedragsmatige optogenetische manipulaties aan te tonen, werden drie experimenten uitgevoerd, elk op een andere aap (Macaca mulatta). In het eerste experiment (figuur 4A-D) werden AAV-vectoren die het channelrhodopsine-2-transgen (AAV1-hSyn1-ChR2-mCherry) droegen, geïnjecteerd in de linker superieure colliculus (SC). De vector werd elke 250 μm geïnjecteerd op 19 dieptes voor een totaal van 12 μL. In het tweede experiment (figuur 4E-G) werd 3 μL AAV1-hSyn-ArchT-EYFP-oplossing geïnjecteerd in de nucleus reticularis tegmenti pontis (NRTP). In het derde experiment (figuur 4H-K) werd 24 μL AAV9-L7-ChR2-mCherry-oplossing geïnjecteerd in de cerebellaire cortex6. Zes tot acht weken na elke injectie werden een optische vezel en een wolfraamelektrode in de hersenen ingebracht via een geleidebuis met dubbele loop (figuur 1G). Figuur 4B toont de reactie van een SC-neuron op blauw licht (450 nm). Continu licht (1,2 s) bij 40 mW produceerde een reeks opeenvolgende actiepotentialen (figuur 4B, boven). Lichtpulsen met een duur van 1 ms konden geen actiepotentialen oproepen bij 40 mW (figuur 4B, midden), maar riepen wel op betrouwbare wijze actiepotentialen op bij 160 mW, het enige andere geteste vermogensniveau, met een latentie van 2,7 ± 0,6 ms (figuur 4B, onder). Een pulstrein (160 mW, frequentie: 300 Hz, duty cycle: 15%, duur: 300 ms) riep saccades op met een gemiddelde latentie van 97 ± 32 ms, een gemiddelde amplitude van 10,4° en een gemiddelde hoek van 47° (naar boven en naar rechts; Figuur 4C). In overeenstemming met studies die de saccadewinst wijzigden met behulp van subthreshold elektrische stimulatie van de SC 11,12, verminderde optische stimulatie van de SC na 15°, 18° en 20° linker- en neerwaartse (225°) saccades geleidelijk de saccadewinst (figuur 4D). Deze afname van de winst vereiste ~ 250 proeven (groene cirkels) om terug te keren naar de pre-adaptatiewinst (zwarte cirkels), wat de basis in plasticiteit op lange termijn bevestigt. In het tweede experiment (figuur 4E) werd de mosachtige vezelprojectie van de NRTP naar de oculomotorische vermis (OMV) van de cerebellaire cortex (lobben VIc en VII) optisch onderdrukt. Figuur 4F toont fluorescerend gelabelde mosachtige vezels en rozetten in de OMV (inzet). Geel laserlicht (589 nm) werd via optische vezels aan de OMV geleverd en een nabijgelegen wolfraamelektrode werd gebruikt om purkinje-celactiviteit te registreren. Figuur 4G toont eenvoudige piekactiviteit voor (grijs) en na (oranje) optogenetische inactivatie van NRTP-projecties (figuur 4G, boven). Vóór de inactivatie vertoonde de Purkinje-cel een dubbel burst-patroon voor 12° rechtse saccades (figuur 4G, midden, grijs). Tijdens de inactivering nam de vuursnelheid af en veranderde in een burst-pauzepatroon (figuur 4G, midden, oranje). Het vergelijken van deze twee responspatronen suggereert dat de mosachtige vezelinvoer naar Purkinje-cellen de vertragingsfase van de saccade beïnvloedt door de tweede uitbarsting aan te drijven (figuur 4G, midden, groen). De variabiliteit van rechtse saccades werd verminderd tijdens optogenetische inactivatie, in overeenstemming met het idee dat een deel van de trial-to-trial variabiliteit in saccade-metrieken te wijten is aan variabiliteit in de signalen die worden gedragen door mosachtige vezels (figuur 4G, bodem, oranje). In het derde experiment (figuur 4H) werden Purkinje-cellen van de OMV optogenetisch gestimuleerd (figuur 4I). Een trein van korte lichtpulsen (1,5 ms pulsen, 65 mW, 50 Hz) verhoogde de eenvoudige piekactiviteit van een geïsoleerde Purkinje-cel (figuur 4J, boven). Individuele lichtpulsen van 1,5 ms riepen vaak >1 eenvoudige piek op (figuur 4J, onderaan). Optogenetische eenvoudige spike-activering, getimed om op te treden tijdens een saccade (10-ms lichtpuls, 60 mW), verhoogde saccade amplitude (figuur 4K), wat de desinhibitory rol van Purkinje-cellen op de oculomotorische burstgenerator bevestigt. Figuur 4: Samenvatting van drie optogenetische experimenten uitgevoerd bij wakkere apen. (A-D) Experiment 1, pan-neuronale excitatie: virale injectie, laserstimulatie en eenheidsregistratie werden uitgevoerd in de superieure colliculus (A). (B) Representatieve eenheidsactiviteit die wordt opgeroepen door laserstimulatie. (C), horizontale (boven) en verticale (middelste) componenten van oogbewegingen en rasterplot van eenheidsactiviteit (onder) opgeroepen door laserstimulatie. (D) Een representatieve sessie van saccade-aanpassing geïnduceerd door laserstimulatie. Stimulatie (100 laserpulsen van 0,5 ms) werd 80 ms na elke saccade (inzet) toegediend. Saccade gain (saccade amplitude / doelamplitude) nam geleidelijk af gedurende onderzoeken. (E-G) Experiment 2, pathway-specifieke remming: een virale vector werd geïnjecteerd in de nucleus reticularis tegmenti pontis, en laserstimulatie en unitregistratie werden uitgevoerd in de oculomotorische vermis (E). (F) Histologisch gedeelte van de oculomotorische vermis met gelabelde mosachtige vezels (schaalbalk: 1 mm) en hun rozetten (inzet, schaalbalk: 100 μm). (G) Purkinje-celactiviteit (boven: raster, midden: gemiddelde vuursnelheid) en trajecten van visueel geleide saccades (onder) met en zonder laserstimulatie. Grijs: laser off trials, oranje: laser op trials, groen: verschil tussen grijs en oranje. (H-K) Experiment 3, celtypespecifieke activering: virale injectie, laserstimulatie en eenheidsregistratie werden uitgevoerd in de oculomotorische vermis (H). (I) Histologisch gedeelte van de oculomotorische vermis met gelabelde Purkinje-cellen. Schaalbalk: 100 μm. (J) Eenvoudige piekactiviteit van een Purkinje-cel opgeroepen door laserstimulatie. Boven: rasterplot uit 14 proeven. Onder: spanningstracering van een enkele representatieve studie. (K) Trajecten van visueel geleide saccades met en zonder laserstimulatie. Een lichtpuls van 10 ms tijdens saccades verhoogde de saccadeamplitudes. Individuele saccadetrajecten (cyaan) en hun gemiddelde (blauw) op laser-on proeven. Individuele saccadetrajecten (lichtgrijs) en hun gemiddelde (donkergrijs) op laser-off proeven. De lichtgolflengte was 450 nm in experimenten 1 en 3 en was 589 nm in experiment 2. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.

Discussion

Vooruitgang in NHP-optogenetica heeft een behoefte gecreëerd aan nauwkeurige, betrouwbare intracraniale injectiemethoden. Voordelen van de methode die in dit rapport wordt beschreven, zijn dat deze goedkoop is, steriliseerbare en wegwerpcomponenten gebruikt en de mogelijkheid heeft om verschillende hersengebieden van elke diepte te targeten. Het maakt ook controle van de injectiesnelheid en het volume mogelijk op basis van de snelheid waarmee de luchtklep kan worden geregeld. De luchtdruk kan tijdelijk worden verhoogd om een verstopping los te maken en vervolgens snel worden verlaagd om een volgende overinjectie te voorkomen die zou worden geproduceerd door aanhoudende druk. Wegwerpcomponenten verminderen het risico op kruisbesmetting tussen injectieplaatsen.

Cruciale stappen in dit injectieprotocol zijn het bouwen van hoogwaardige canules, het laden ervan zonder bubbels te introduceren en het selecteren van injectieplaatsen die niet te dicht bij elkaar liggen. Injecties ≥1 cm uit elkaar meestal niet-overlappende regio’s transduceren, maar deze heuristiek is afhankelijk van viraal serotype, titer, promotor, volume, doelwit en detectiemethode. Het selecteren van injectieplaatsen die niet direct verbonden zijn, vermijdt mogelijke confounds geproduceerd door opsinehandel langs axonen en de neiging van sommige AAV-serotypen voor retrograde transductie.

De methode kan worden gebruikt om NHP’s te injecteren terwijl ze verdoofd zijn en in een stereotaxisch frame (figuur 3) of alert en head-fixed (figuur 4). De eerste heeft het voordeel dat injecties kunnen worden gericht in stereotaxische coördinaten, en het maakt visuele bevestiging van canule-penetratie mogelijk door een acute durotomie (het insnijden van de dura in een wakkere aap, door een chronische craniotomie, verhoogt het risico op infectie). De laatste benadering heeft de voordelen van het verminderen van het aantal overlevingsoperaties en dus de stress voor het dier, is compatibel met elektrofysiologische opnames tijdens gedrag en gebruikt hetzelfde coördinatenframe en instrumentatie dat wordt gebruikt om optische vezels in te brengen voor experimenten na injectie. De injectietechniek bij wakkere apen kan verder worden verbeterd door injecties te maken via kunstmatige dura 13,14,15. Dit zou de extra voordelen opleveren van directe visualisatie van injectieplaatsen en de weefselfluorescentie die wijst op succesvolle transductie.

Verschillende andere AAV-injectietechnieken zijn gebruikt in NHP’s. Onlangs is een meerkanaals injectieapparaat ontwikkeld om AAV-vectoren uniform af te leveren aan grote NHP-corticale regio’s16. Vergelijkbare resultaten kunnen worden verkregen met behulp van convectie-verbeterde levering17,18. Deze methoden zijn gericht op het maximaliseren van de transductiespreiding, wat een belangrijk doel is, maar een die verschilt van de ruimtelijke precisie die onze methode beoogt te bereiken.

Een andere alternatieve methode is om AAV-vectoren te injecteren door borosilicaatbuizen die aan het ene uiteinde tot een scherpe punt zijn afgeschuind en aan het andereuiteinde aan een Hamilton-spuit zijn bevestigd. Deze methode heeft veel gemeen met de methode die in dit artikel wordt beschreven. De virale vector wordt in een lengte van de buis gehouden, de ruimte in de buis achter het virus is gevuld met geverfde olie en de stroom van de vector wordt bewaakt via de beweging van de olievector meniscus. Deze alternatieve techniek vereist minder apparatuur en voorbereiding, maar het vereist het trekken van olie in de borosilicaatbuis door de afgeschuinde punt door negatieve druk en het vervolgens laden van de vector via dezelfde route. Dit resulteert onvermijdelijk in sporen van olie die aan de hersenen worden afgegeven. Bovendien, in onze ervaring, moet de borosilicaatbuis een diameter van ~ 350 μm hebben om dura te penetreren, zelfs wanneer afgeschuind en veroorzaakt daarom grotere mechanische schade dan de dunnere metalen canule beschreven in dit artikel (figuur 2D). 30 G buizen werden gebruikt omdat de kritische knikbelasting hoog genoeg is om dura-penetratie te bemiddelen ondanks een lengte van 1-10 cm, omdat het de PTFE-buis strak past en omdat het zelden wordt belemmerd. 33 G slang verstopt en buigt gemakkelijker en is moeilijker te paren met de PTFE-buizen. 36 G slang is onvoldoende stijf om nhp dura mater te penetreren.

Een andere alternatieve injectietechniek is om de output van de luchtpomp te koppelen aan een achterkant van een vectorbelaste pipet van getrokken glas19. De vector wordt uit de pipetpunt geperst door directe, intermitterende luchtdruk van de pomp, waardoor er geen olie nodig is. Net als bij de hierboven beschreven methode met één buis, vermindert het ontbreken van materiaalverbindingen tussen de meniscus en de canulepunt het risico op lekken. De scherpe taps toelopende en delicate uiteinden van glazen pipetten voorkomen echter dat ze NHP dura binnendringen of zich richten op diepe structuren.

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Deze studie werd ondersteund door WaNPRC/ITHS P51OD010425 (JTT), National Institute of Health (NIH) subsidies EY023277 (R01 voor YK), EY030441 (R01 voor GH), MH114126 (RF1 aan JTT, Boaz Levi, Ed Lein), MH120095 (UG3 voor JTT en GH), EY028902 (R01 voor RS), en mogelijk gemaakt door NIH-subsidies OD010425 (P51 voor WaNPRC) en University of Washington Royalty Research Fund A148416. De auteurs willen Yasmine El-Shamayleh en Victoria Omstead bedanken voor histologie, Refugio Martinez voor het klonen van virale vectoren en John Mich voor hulp bij de verwerking van NHP-hersenweefsel.

Materials

Equipment: Stereotaxic set
Item
Allen keys BONDHUS 10936 STERRAD
Cannula holder KOPF 1770 STERRAD
Carrier (manipulator) KOPF 1404 STERRAD
Carrier platform KOPF 1430 NA
Carrier stand KOPF 1449 STERRAD
Eye, ear, mouth bars KOPF 1430 NA
Stereotaxic base KOPF 1210 NA
Equipment: Cannula
Item
1 mL Luer-lock syringes BD 309628 NA (sterilized package)
Cannulas* (homemade – see below) NA steam (autoclave)
Colored oil** (homemade – see below) NA NA
Elevator (for tube rack) Cole-Parmer UX-08057-10 STERRAD
Filter tip Genesee Scientific 23-404 NA (sterilized package)
Fluorescent microbeads Lumafluor R170 NA
P20 pipetman Gilson FA10003M NA
PCR tubes Olympus Plastics 22-161 STERRAD
Stopcock Cole-Parmer 3060004 STERRAD
Tube rack homemade NA STERRAD
Vector solution (homemade) NA NA
Equipment: Electric air pump set
Item
Electric air pump World Precision Instruments PV830 NA
Foot pedal World Precision Instruments 3260 NA
Tube cover EZ Drape A400-1000 NA (sterilized package)
Equipment: General surgery tools
Item
Beaker MEDLINE azlon STERRAD
Burrs STRYKER 277-10-235 STERRAD
Double pronged tissue pick Fine Science Tools 18067-11 STERRAD
Drapes MEDLINE DYNJP3004 NA (sterilized package)
Dressing forceps Miltex 6-118 STERRAD
Drill STRYKER Q9R-5400 NA
Drill bits STRYKER 277-82-87 STERRAD
Gauze MEDLINE NON26334 NA (sterilized package)
Hemostatic mosquito forceps Miltex 7-2, 7-4 STERRAD
Light handles SKYTRON Stellar XL STERRAD
Needle hodler Miltex 8-2 STERRAD
Periosteal elevator Miltex 18-1968 STERRAD
Rongeurs Miltex 17-4800 STERRAD
Saline BAXTER 2F7122 STERRAD
Scalpel Bard-Parker 372610 STERRAD
Scissors Miltex 5-12, 5-114 STERRAD
Senn retractors Miltex 28065 STERRAD
Sterile gloves MEDLINE Triumph Micro NA (sterilized package)
Suction medela 200-4869 NA
Suction tip MEDLINE DYNDFR12S NA (sterilized package)
Suction tube COVIDEN 8888301614 NA (sterilized package)
Surgical gowns MEDLINE DYNJP2002S NA (sterilized package)
Surgical pens & ruler MEDLINE DYNJSM03 NA (sterilized package)
Suture COVIDEN SL-635 NA (sterilized package)
Tissue forceps Miltex 6-114 STERRAD
Towel clamps Miltex 7-504 STERRAD
Wood swabs MEDLINE MDS202095 NA (sterilized package)
Equipment: *cannulas
Item
Hypodermic needle EXELINT INTERNATIONAL 26437 NA (sterilized package)
Stainless steel tube K-TUBE K30R NA
PTFE tube ZEUS 216200 NA
Equipment: **colored oil
Item
Liquid Candle Dye Concentrate PremiumCraft Red/Pink NA
Mineral oil Vi-Jon S0883 NA
STERRAD: low-temperature hydrogen peroxide gas plasma
DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Kojima, Y., Robinson, F. R., Soetedjo, R. Cerebellar fastigial nucleus influence on ipsilateral abducens activity during saccades. Journal of Neurophysiology. 111 (8), 1553-1563 (2014).
  2. Kojima, Y., Soetedjo, R. Elimination of the error signal in the superior colliculus impairs saccade motor learning. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 115 (38), 8987-8995 (2018).
  3. Kojima, Y., Soetedjo, R., Fuchs, A. F. Effects of GABA agonist and antagonist injections into the oculomotor vermis on horizontal saccades. Brain Research. 1366, 93-100 (2010).
  4. Kojima, Y., Soetedjo, R., Fuchs, A. F. Effect of inactivation and disinhibition of the oculomotor vermis on saccade adaptation. Brain Research. 1401, 30-39 (2011).
  5. De, A., El-Shamayleh, Y., Horwitz, G. D. Fast and reversible neural inactivation in macaque cortex by optogenetic stimulation of GABAergic neurons. eLife. 9, 52658 (2020).
  6. El-Shamayleh, Y., Kojima, Y., Soetedjo, R., Horwitz, G. D. Selective optogenetic control of Purkinje cells in monkey cerebellum. Neuron. 95 (1), 51-62 (2017).
  7. Mich, J. K., et al. Functional enhancer elements drive subclass-selective expression from mouse to primate neocortex. Cell Reports. 34 (13), 108754 (2021).
  8. Graybuck, L. T., et al. Enhancer viruses for combinatorial cell subclass-specific labeling. Neuron. (21), 00159 (2020).
  9. Michel, J., Benninger, D., Dietz, V., van Hedel, H. J. Obstacle stepping in patients with Parkinson’s disease. Complexity does influence performance. Journal of Neurology. 256 (3), 457-463 (2009).
  10. Chan, K. Y., et al. Engineered AAVs for efficient noninvasive gene delivery to the central and peripheral nervous systems. Nature Neuroscience. 20 (8), 1172-1179 (2017).
  11. Kaku, Y., Yoshida, K., Iwamoto, Y. Learning signals from the superior colliculus for adaptation of saccadic eye movements in the monkey. Journal of Neuroscience. 29 (16), 5266-5275 (2009).
  12. Soetedjo, R., Fuchs, A. F., Kojima, Y. Subthreshold activation of the superior colliculus drives saccade motor learning. Journal of Neuroscience. 29 (48), 15213-15222 (2009).
  13. Kleinbart, J. E., et al. A modular implant system for multimodal recording and manipulation of the primate brain. Annual International Conference of the IEEE Engineering in Medicine and Biology Society. IEEE Engineering in Medicine and Biology Society. Annual International Conference. 2018, 3362-3365 (2018).
  14. Arieli, A., Grinvald, A., Slovin, H. Dural substitute for long-term imaging of cortical activity in behaving monkeys and its clinical implications. Journal of Neuroscience Methods. 114 (2), 119-133 (2002).
  15. Ruiz, O., et al. Optogenetics through windows on the brain in the nonhuman primate. Journal of Neurophysiology. 110 (6), 1455-1467 (2013).
  16. Fredericks, J. M., et al. Methods for mechanical delivery of viral vectors into rhesus monkey brain. Journal of Neuroscience Methods. 339, 108730 (2020).
  17. Bankiewicz, K. S., et al. Convection-enhanced delivery of AAV vector in parkinsonian monkeys; in vivo detection of gene expression and restoration of dopaminergic function using pro-drug approach. Experimental Neurology. 164 (1), 2-14 (2000).
  18. Yazdan-Shahmorad, A., et al. Widespread optogenetic expression in macaque cortex obtained with MR-guided, convection enhanced delivery (CED) of AAV vector to the thalamus. Journal of Neuroscience Methods. 293, 347-358 (2018).
  19. Nathanson, J. L., Yanagawa, Y., Obata, K., Callaway, E. M. Preferential labeling of inhibitory and excitatory cortical neurons by endogenous tropism of adeno-associated virus and lentivirus vectors. Neuroscience. 161 (2), 441-450 (2009).

Tags

AAV VectorsOptogeneticsNon-human PrimatesInjection TechniqueStereotaxicCannulaPTFE TubingSyringeThree-way Stopcock

Play Video
PDF
DOI
DOWNLOAD MATERIALS LIST
Cite This Article
Kojima, Y., Ting, J. T., Soetedjo, R., Gibson, S. D., Horwitz, G. D. Injections of AAV Vectors for Optogenetics in Anesthetized and Awake Behaving Non-Human Primate Brain. J. Vis. Exp. (174), e62546, doi:10.3791/62546 (2021).
Download Citation
Reprints and Permissions

View Video

✖

To prove you're not a robot, please enter the text in the image below

CAPTCHA Image
Play CAPTCHA Audio
Refresh Image