Dit protocol beschrijft een niet-invasieve methode om S-fase cellen efficiënt te identificeren voor downstream microscopiestudies, zoals het meten van DNA-reparatie eiwitrekrutering door lasermicrobestraling.
DNA-schadeherstel handhaaft de genetische integriteit van cellen in een zeer reactieve omgeving. Cellen kunnen verschillende soorten DNA-schade accumuleren als gevolg van zowel endogene als exogene bronnen zoals metabole activiteiten of UV-straling. Zonder DNA-reparatie wordt de genetische code van de cel aangetast, waardoor de structuren en functies van eiwitten worden ondermijnd en mogelijk ziekte wordt veroorzaakt.
Het begrijpen van de spatiotemporale dynamiek van de verschillende DNA-reparatieroutes in verschillende celcyclusfasen is cruciaal op het gebied van DNA-schadeherstel. De huidige fluorescerende microscopietechnieken bieden geweldige hulpmiddelen om de rekruteringskitiek van verschillende reparatie-eiwitten na DNA-schade-inductie te meten. DNA-synthese tijdens de S-fase van de celcyclus is een eigenaardig punt in het lot van cellen met betrekking tot DNA-reparatie. Het biedt een uniek venster om het hele genoom te screenen op fouten. Tegelijkertijd vormen DNA-synthesefouten ook een bedreiging voor de DNA-integriteit die niet wordt aangetroffen in niet-delende cellen. Daarom verschillen DNA-reparatieprocessen aanzienlijk in de S-fase in vergelijking met andere fasen van de celcyclus, en die verschillen zijn slecht begrepen.
Het volgende protocol beschrijft de voorbereiding van cellijnen en de meting van de dynamiek van DNA-reparatie-eiwitten in S-fase op lokaal geïnduceerde DNA-schadeplaatsen, met behulp van een laserscannende confocale microscoop uitgerust met een 405 nm laserlijn. Tagged PCNA (met mPlum) wordt gebruikt als een celcyclusmarker in combinatie met een AcGFP-gelabeld reparatie-eiwit van belang (d.w.z. EXO1b) om de DNA-schaderekrutering in de S-fase te meten.
Verschillende DNA-reparatieroutes zijn geëvolueerd om de verschillende soorten DNA-laesies aan te pakken die in cellen kunnen ontstaan, die allemaal sterk gereguleerd zijn in zowel ruimte als tijd. Een van de meest kwetsbare periodes van de celcyclus is de S-fase, wanneer DNA-synthese plaatsvindt. Hoewel proliferatie fundamenteel is voor het leven, biedt het ook een grote uitdaging. Cellen moeten zorgen voor een getrouwe replicatie van hun genoom om te voorkomen dat mutaties worden doorgegeven aan toekomstige generaties. Bijgevolg biedt proliferatie een therapeutisch interventiepunt dat is gebruikt voor de ontwikkeling van therapeutische benaderingen op het gebied van oncologie.
Alle belangrijke technieken die worden gebruikt voor het bestuderen van eiwitrekrutering bij DNA-laesies hebben hun sterke punten en beperkingen. Micro-bestraling heeft een betere ruimtelijke en temporele resolutie1 dan de meeste alternatieve methoden zoals immunofluorescente beeldvorming van ioniserende straling-geïnduceerde foci (IRIF), chromatine-immunoprecipitatie (ChIP) of biochemische fractionering. Microbestraling doorspekt echter de robuustheid van de bovengenoemde technieken die een groot aantal cellen tegelijkertijd kunnen bemonsteren.
Om DNA-reparatie in S-fase te onderzoeken, moet men S-fasecellen kunnen onderscheiden in een asynchrone celkweekpopulatie. Er zijn veel bekende methoden om dit aan te pakken, waarbij de synchronisatie van cellen of visualisatie van de verschillende celcyclusfasen betrokken zijn. Beide benaderingen brengen echter aanzienlijke uitdagingen en mogelijke artefacten met zich mee. Chemische synchronisatiemethoden die veel worden gebruikt om cellen in de vroege S-fase te verrijken (bijv. Dubbele thymidineblok-, aphidicolin- en hydroxyurea-behandeling) bereiken synchronisatie door de inductie van replicatiestress en uiteindelijk DNA-schade zelf. Dit beperkt het gebruik van deze methoden om DNA-reparatieprocessen in S fase 2 tebestuderen. Synchronisatie door serumuithongering en -afgifte is slechts van toepassing op een beperkt aantal cellijnen, grotendeels met uitzondering van kankercellijnen die minder afhankelijk zijn van groeifactoren voor celcyclusprogressie in vergelijking met niet-getransformeerde cellijnen. Het Fluorescence Ubiquitin Cell Cycle Indicator (FUCCI) -systeem is een bijzonder nuttig hulpmiddel om de celcyclus te bestuderen, maar het heeft een fundamentele beperking bij het onderscheiden tussen S- en G2-celcyclusfasen3.
Hier wordt aangetoond dat het gebruik van fluorescerend gelabeld PCNA als een niet-invasieve marker voor S-fase de nadelen van chemische celcyclussynchronisatiemethoden beperkt, terwijl meer specificiteit en flexibiliteit mogelijk is dan het FUCCI-systeem. Als een enkele marker kan PCNA niet alleen S-fasecellen in een asynchrone populatie markeren, maar het kan ook de exacte progressie van cellen binnen de S-fase (d.w.z. vroege, midden- of late S-fase) laten zien4. Lage expressieniveaus van exogene, gelabelde PCNA zorgen voor minimale interferentie met zowel celcyclusprogressie als DNA-reparatieprocessen. Belangrijk is dat PCNA ook dient als een interne controle voor de juiste DNA-schade-inductie, omdat het betrokken is bij het herstel van verschillende DNA-laesies en wordt gerekruteerd naar lokaal geïnduceerde DNA-schadeplaatsen1,4.
De hier gepresenteerde experimenten laten zien hoe de rekruteringsdynamiek van EXO1b in S-fase kan worden gemeten en hoe dit wordt beïnvloed door de gevestigde PARP-remmer olaparib. EXO1b-nuclease-activiteit is relevant voor een breed scala aan DNA-reparatieroutes, waaronder mismatch-reparatie (MMR), nucleotide-excisieherstel (NER) en dubbelstrengsbreuk (DSB) -reparatie. In de S-fase speelt EXO1b een belangrijke rol bij homologe recombinatie (HR) door de vorming van 3′ ssDNA-overhangen tijdens DNA-resectie5. EXO1b is verder betrokken bij DNA-replicatie met rollen in checkpoint-activering om vastgelopen DNA-vorken opnieuw op te starten, evenals primerverwijdering en Okazaki-fragmentrijping aan de achterblijvende streng tijdens strengverplaatsing in replicatie5. EXO1b-rekrutering naar beschadigde DNA-plaatsen wordt gereguleerd door de directe interactie met poly (ADP-ribose) (PAR)6,7. Vanwege de vele celcyclusspecifieke implicaties van EXO1b, is het een uitstekende keuze voor S-fase specifieke rekruteringsstudies met behulp van PCNA.
Kritieke stappen en mogelijke probleemoplossing/wijzigingen in het protocol
Een goed weefselkweekvat voor microbestraling is van cruciaal belang voor succes. De meeste beeldvormingssystemen met hoge resolutie zijn geoptimaliseerd voor een dikte van 0,17 mm afdekglas. Het gebruik van beeldvormingskamers met een hogere of lagere dikte of kamers gemaakt van plastic polymeren (niet geoptimaliseerd voor 405 nm-beeldvorming), kan de beeldkwaliteit aanzienlijk verminderen. Wanneer u glazen oppervlakken gebruikt, moet u ervoor zorgen dat ze weefselkweek zijn behandeld om de celadhesie te verbeteren. Als ze niet met weefselkweek worden behandeld, moeten deze kamers bijvoorbeeld worden bedekt met poly-D-lysine voordat de cellen worden gezaaid. Bij het platen van cellen in het kamerdekglas is een ideale celdichtheid van het grootste belang om onregelmatigheden in de celcyclus en extra stress voor de cellen te voorkomen. Een goede thermische evenwichtsverdeling van de microscoopcomponenten voorafgaand aan het experimenteren om een stabiele temperatuur te behouden, is cruciaal voor zowel het behoud van de focus gedurende de time-lapse-beeldvorming als is ook noodzakelijk om een homogene DDR in de tijd en monsters te garanderen.
Het is van cruciaal belang dat cellen zich in een gezonde toestand bevinden voorafgaand aan microbestraling om artefactuele gegevens te verminderen. Als cellen een onregelmatige morfologie hebben na infectie / selectie, laat cellen dan door meerdere passages gaan totdat de morfologie weer normaal wordt. Zorg er altijd voor dat de gebruikte cellijnen vrij zijn van mycoplasmabesmetting. Onder de vele nadelige effecten van mycoplasma-infectie, veroorzaakt het ook DNA-schade aan de gastheercellen en kan het hun DDR-routesbeïnvloeden 14,15. De meest gevoelige manier om mycoplasma in de celkweek te detecteren is via PCR (versus detectie met DAPI of Hoechst).
Optimale overexpressie van het reparatie-eiwit van belang moet vergelijkbaar zijn met endogene niveaus, maar hoog genoeg voor detectie. De promotor die wordt gebruikt op de virale vectoren, de virale titer tijdens infectie en de lengte van de infectietijd kunnen allemaal worden aangepast voor ideale expressieniveaus. Voor consistente resultaten kunt u individuele celklonen isoleren om homogene expressieniveaus en normale celmorfologie te garanderen. Het wordt aanbevolen om vectorconstructen te gebruiken die gelabelde PCNA niet overexpressie op hogere dan endogene niveaus voor een goede celcyclus en DNA-reparatiemarkerfunctie. Zelfs lage niveaus van PCNA-overexpressie zijn voldoende om S-fasecellen te onderscheiden. Retrovirale pBABE-vectoren zijn met succes voor dit doel gebruikt (Addgene #1764, #1765, #1766, #1767). PCNA kan worden getagd met monomere rode(bijv. mPlum, mCherry, mRuby, enz.) of monomere groene fluorescerende eiwitten (bijv. mEGFP, AcGFP, mWasabi, mNeonGreen, mEmerald, enz.) die vervolgens kunnen worden gecombineerd met een afwisselend getagde POI. Het overexpresseren van een fluorescerend getagde POI heeft enkele beperkingen en overwegingen. Fluorescerende tags kunnen de normale eiwitfunctie en lokalisatie verstoren. Er moet dus rekening worden gehouden met de locatie van de tag (N- of C-terminal). Gebruik altijd monomere fluorescerende eiwitten, omdat oligomerisatie van niet-monomere varianten de functie van de POI kan beïnvloeden.
De laserinstellingen moeten voor elk beeldvormingssysteem worden bepaald, omdat veel componenten van het optische pad van invloed zijn op het werkelijke vermogen dat in de cellen wordt geleverd. Lasermicrobestraling kan verschillende soorten DNA-laesies veroorzaken, afhankelijk van de excitatiegolflengte, het uitgangsvermogen van de FRAP-laser en of er voorsensibiliserende middelen (zoals Bromodeoxyuridine of Hoechst) zijn gebruikt. 405 nm lasers kunnen oxidatieve DNA-schade veroorzaken, enkel- en dubbelstrengs breuken16,17. Door hogere laseruitvoerinstellingen te gebruiken, neemt het aantal DSB’s toe. In dit protocol werden pre-sensibilisatiemethoden niet gebruikt, maar deze technieken worden sterk behandeld in de literatuur en opnieuw afgetopt in de onderstaande discussie. Naar onze mening is de beste manier om te testen of de gewenste laesie wordt gegenereerd, door te testen op de rekrutering van bekende DNA-schaderoutespecifieke genen. Rekrutering van NTHL1 of OGG1, componenten van de BER-route, suggereert de inductie van geoxideerde DNA-basen10,11,17,18,19,terwijl FBXL10 of XRCC5 de aanwezigheid van DSBs8,20,21aangeven. Rekrutering van XRCC1 kan zowel de aanwezigheid van geoxideerde DNA-basen als enkelstrengsbreuken (SSB)aangeven 22,23. XPC (d.w.z. RAD4) is een goede indicator van NER die de omvangrijke DNA-adducten verwijdert die worden gegenereerd door ultraviolet licht (UV)17,24. Omdat het rekruteren van exogene eiwitten bepaalde onregelmatigheden kan introduceren, kan immunofluorescente kleuring van endogene DNA-reparatie-eiwitten of markers (zoals γH2A.X voor dubbelstrengsbreuken) de aanwezigheid van specifieke DNA-laesies bevestigen. Als alternatief kunnen ook antilichamen tegen specifieke soorten DNA-laesies worden gebruikt. Om het geleverde laservermogen aan te passen, kunnen zowel de verblijftijd als het laservermogen worden gewijzigd.
Met behulp van wiskundige modellering kan een gedetailleerde kinetische analyse worden uitgevoerd die waardevolle inzichten kan bieden in de rekruteringseigenschappen van de POI (bijv. Bijdrage van meerdere DNA-bindingsdomeinen, gevoeligheid voor verschillende signaleringsgebeurtenissen, enz.). Geautomatiseerde wervingsevaluatie en celtracking kunnen worden gecombineerd om robuuste workflows 1,25te creëren.
Voordelen en beperkingen van DNA-presensibilisatie
Presensibilisatie van DNA voorafgaand aan micro-bestraling is een veelgebruikt hulpmiddel voor DNA-reparatie eiwitrekrutering16,17. Sensibiliserend DNA voorafgaand aan microbestraling maakt het gevoeliger voor DSB’s. De twee meest voorkomende methoden voor DNA-voorsensibilisatie zijn voorbehandeling van cellen met Bromodeoxyuridine (BrdU) of Hoechst-kleurstof. Voor systemen die niet in staat zijn tot microbestraling met hoge laservermogens, kunnen deze methoden nodig zijn voor het induceren van DNA-laesies zoals DSB’s. Bovendien, bij afwezigheid van een doorgegeven lichtdetector of een fluorescerend signaal dat de celkern benadrukt (bijvoorbeeld bij het bestuderen van de rekrutering van niet-gecodeerde endogene DNA-reparatie-eiwitten), fungeert Hoechst als zowel een presensibiliserend hulpmiddel als een fluorescerende nucleaire kleuring. DNA-presensibilisatie kan echter aanzienlijke complicaties met zich meebrengt. BrdU (gebruikt bij een eindconcentratie van 10 μM) moet 24 uur (of tijdsequivalent aan een volledige celcyclus in de gebruikte cellijn) worden toegevoegd om correct in het DNA te worden opgenomen en kan celcyclusinterferentie veroorzaken26. Hoechst 33342 (gebruikt bij een eindconcentratie van 1 μg/ml) is cytotoxisch na lange incubatieperioden, maar heeft voldoende tijd nodig om de kern met de kleurstof te verzadigen. Daarom mag het alleen 15-20 minuten voorafgaand aan microbestraling worden aangebracht; anders zijn de wervingsgegevens niet consistent. De cellen die op deze manier worden gekleurd, kunnen niet langer dan een paar uur in cultuur worden gehouden27,28. Zorg ervoor dat u geen Hoechst 33358 gebruikt, die niet zo celdoorlatend is als de Hoechst 33342 kleurstof. Pre-sensibilisatie kan ook onnodige variatie tussen experimenten introduceren en maakt het experiment nog gevoeliger voor verschillen in celdichtheid (omdat dit de hoeveelheid opgenomen kleurstof / cel zal beïnvloeden).
Voordelen en beperkingen van confocale microscopie
De beeldvormingssnelheid van confocale microscopie kan beperkend zijn in vergelijking met widefield-microscopie. Een confocale microscoop uitgerust met een resonerende scanner kan echter de beeldvormingssnelheid enorm verbeteren (ten koste van de resolutie) en in de buurt komen van de snelheden van spinning-disk microscopie. Drie functies maken het A1R HD25 confocale systeem een uitstekende keuze voor het hier gepresenteerde protocol. Ten eerste maakt de 25 mm FOV van het systeem het mogelijk om tussen de 15-20 cellen in een enkel gescand veld (versus 5-10 cellen in reguliere opstellingen) in beeld te brengen, waardoor het aantal acquisities dat nodig is om voldoende cellen te krijgen voor statistische analyse wordt beperkt. Ten tweede maken de FRAP-module en twee scankoppen het mogelijk om de cellen tegelijkertijd in beeld te brengen en te micro-bestralen, niet alleen sequentieel. Ten slotte biedt de flexibiliteit van zowel de resonantie- als galvanoscanners de mogelijkheid om gemakkelijk te schakelen tussen beeldvorming met een hoge temporele resolutie met een uitzonderlijke snelheid die het doven van fluoroforen minimaliseert, en beeldvorming met een hoge ruimtelijke resolutie die langzamere scansnelheden gebruikt om beelden te produceren met een hogere signaal-ruisverhouding. Hoewel het gebruikte systeem de bovengenoemde flexibiliteit mogelijk maakte, om te lijken op meer algemeen beschikbare confocale microscoopconfiguraties, werd alleen de galvanoscanner gebruikt in de gepresenteerde experimenten (voor zowel microbestraling als daaropvolgende beeldvorming).
Voordelen en beperkingen van microbestraling
Hoewel microstraling een ongeëvenaarde ruimtelijke en temporele resolutie biedt, is het niet zonder beperkingen. DNA-schade door lasermicrostraling is sterk geclusterd naar specifieke delen van de kern in vergelijking met natuurlijk voorkomende schadelijke stoffen. De chromatinerespons als gevolg van microstraling kan dus verschillen van homogeen verdeelde schade. Bovendien is microbestraling tijdrovend en kan deze slechts op enkele tientallen cellen worden uitgevoerd, terwijl grote populatiegebaseerde biochemische methoden (chromatinefractionering, immunoprecipitatie, ChIP) een verhoogde robuustheid kunnen bieden door duizenden cellen tegelijk te bestuderen. Het verifiëren van waarnemingen door microbestraling met traditionele biochemische technieken is een effectieve strategie voor betrouwbare conclusies. Hoewel gelijktijdige microbestraling van veel cellen in een bepaalde FOV mogelijk is, heeft het beeldvormingssysteem meer tijd nodig om de taak uit te voeren. Daarom beperkt het meten van de dynamiek van eiwitten die zeer snel rekruteren voor DNA-laesies het aantal mogelijke ROIs voor microbestraling dat tegelijkertijd wordt gebruikt. Op het beeldvormingssysteem dat voor dit protocol wordt gebruikt, duurt de microbestraling van een enkele ROI van 1024 pixels lang 1032 ms met een verblijftijd van 1000 μs en 3088 ms met een verblijftijd van 3000 μs om te voltooien. Het gebruik van meerdere lijnen van ROI’s zal de tijd die nodig is om micro-bestraling te voltooien aanzienlijk verlengen (bijv. 7 x 1024 pixel lange ROI duurt 14402 ms met een verblijftijd van 1000 μs en 21598 ms met een verblijftijd van 3000 μs). Deze tijd gaat verloren door beeldverwerving en moet in overweging worden genomen. Gebruik bij het in beeld brengen van snelle rekruteringsgebeurtenissen de kortst mogelijke ROI en micro-bestraling slechts één cel tegelijk.
Voordelen en beperkingen ten opzichte van synchronisatiemethoden
Voor celcyclusspecifieke studies omvatten de bestaande methoden ofwel de synchronisatie van cellen in specifieke celcyclusfasen of het gebruik van fluorescerende reporters om de specifieke celcyclusfase van de cel te identificeren. Elk van deze methoden biedt echter zijn eigen uitdagingen en beperkingen.
Het FUCCI-systeem3 (gebaseerd op fluorescerend eiwit met gelabelde afgeknotte vormen van CDT1 en Geminin) is een bijzonder nuttig hulpmiddel voor celcyclusstudies, maar heeft beperkingen als het gaat om het onderscheiden tussen S- en G2-fasen van de celcyclus. Geminin niveaus zijn al hoog vanaf het midden van de S-fase en blijven hoog tot de M-fase, waardoor deze fasen moeilijk te scheiden zijn. Het gebruik van het FUCCI-systeem betekent ook dat twee optische kanalen van de microscoop niet kunnen worden gebruikt voor het afbeelden van de POI.
Niet-kankercellijnen kunnen worden gesynchroniseerd met G0 door de verwijdering van groeifactoren in het serum (serumuithongering) waardoor weinig of geen DNA-schade aan de cellen ontstaat. De meeste kankercellijnen zullen echter gedeeltelijk door de celcyclus blijven gaan, zelfs zonder voldoende hoeveelheden serum in hun media. Bovendien beginnen cellen gedeeltelijk de synchronisatie te verliezen tegen het einde van de G1, vroege S-fase. Naast serumgebrek zijn er tal van chemische methoden om celcyclussynchronisatie te bereiken. Hydroxyurea, aphidicolin en thymidine-blokken zijn methoden om DNA-replicatie te stoppen om cellen te synchroniseren in de vroege S-fase. Hoewel deze methoden goedkoop en eenvoudig zijn, introduceren ze replicatiestress die resulteert in DNA-schade. Van deze DNA-replicatieremmers is aangetoond dat ze de fosforylering van H2A induceren. X, een bekende marker van DSBs2,29. De methode van het gebruik van tagged-PCNA als marker voor S-fase cellen vermindert het potentieel voor artefacten veroorzaakt door chemische synchronisatie en kan worden toegepast op een breed scala aan cellijnen in vergelijking met serumuithongering.
Conclusie
DNA-schade is een drijvende kracht voor genetische ziekten waarbij mutagene laesies kunnen leiden tot de kwaadaardige transformatie van cellen. Het richten op de DNA-synthesemachinerie is een fundamentele therapeutische strategie bij de behandeling van hyperproliferatieve ziekten zoals kanker. Om deze ziekten gerichter te behandelen, hebben we een beter begrip nodig van de eiwitten die DNA-laesies repareren. Het hier beschreven protocol helpt op microbestraling gebaseerde studies in de S-fase door de uitdagingen van traditionele synchronisatiemethoden te minimaliseren om mogelijke artefacten te verminderen en de reproduceerbaarheid van de experimenten te vergroten.
The authors have nothing to disclose.
De auteurs bedanken M. Pagano voor zijn voortdurende steun, evenals D. Simoneschi, A. Marzio en G. Tang voor hun kritische beoordeling van het manuscript. B. Miwatani-Minter bedankt R. Miwatani en B. Minter voor hun voortdurende steun. G. Rona bedankt K. Ronane Jurasz en G. Rona voor hun voortdurende steun.
Ammonium chloride | Sigma-Aldrich | A9434-500G | For quenching formaldehyde |
Anti-EXO1 Rabbit Polyclonal Antibody | Proteintech | 16253-1-AP | primary antibody |
Anti-phospho-Histone H2A.X (Ser139) Antibody, clone JBW301 | Millipore | 05-636 | primary antibody |
Bovine Serum Albumin | Sigma-Aldrich | 3117332001 | BSA for blocking |
BrdU (5-Bromo-2'-deoxyuridine) | Merck | 19-160 | pre-sensitizing agent |
Citifluor™ Mountant Solution AFR3 | Electron Microscopy Sciences | 17973-10 | antifade containing PBS solution for imaging |
DAPI | Sigma-Aldrich | D9542-1MG | nucleic acid stain |
DMEM Medium | Thermo Fisher Scientific | 10569010 | Cell culture medium for HEK293T cells |
DMSO | Sigma-Aldrich | D2650-100ML | Vehichle control and dissolution solvent |
EGFP-FBXL10 | Addgene | #126542 | viral expression vector for EGFP-FBXL10 |
EXO1b-AcGFP (in pRetroQ) | custom cloning | na | EXO1b cDNA was cloned in the NheI, BamHI sites of pRetroQ-AcGFP1-N1 vector. |
Fetal Bovine Serum | Gibco | 16140071 | Media supplement |
FluoroBrite DMEM | Thermo Fisher Scientific | A1896701 | Phenol red free medium for microscopy |
Goat anti-Mouse IgG (H+L) Highly Cross-Adsorbed Secondary Antibody, Alexa Fluor Plus 488 | Thermo Fisher Scientific | A32723 | secondary antibody |
HEK293T cells | ATCC | ATCC CRL-3216 | Cell line for viral packaging |
HEPES | Sigma-Aldrich | H0887-100ML | Buffering agent to supplement live cell imaging medium |
Hoechst 33342 | Thermo Fisher Scientific | H3570 | pre-sensitizing agent |
Lipofectamine 3000 | Thermo Fisher Scientific | L3000015 | Transfection reagent |
McCoy’s 5A (Modified) Medium | Life Technologies | 16600-108 | Cell culture medium for U-2 OS cells |
mCherry-PCNA | Addgene | #55117 | non-viral PCNA construct suitable for cell cycle marker |
mPlum-PCNA | Addgene | #55994 | non-viral PCNA construct suitable for cell cycle marker |
mPlum-PCNA (in pBABE) | custom cloning | na | mPlum-PCNA cDNA was cloned from Addgene #55994 in the BamHI, SalI sites of pBABE (puro) |
Nikon A1R-HD25 Confocal Scanhead and Controller | Nikon | na | confocal imaging system |
Nikon LUN4 laser unit | Nikon | na | excitation system |
Nikon LUN-F 50 mW 405 nm FRAP laser unit | Nikon | na | FRAP laser unit |
Nikon NIS Elements Confocal Controller Software | Nikon | na | Confocal controlling software |
Nikon Ti2-E Inverted Microscope | Nikon | na | inverted epifluorescent microscope base |
Nikon Ti2-LAPP Modular Illumination System | Nikon | na | illumination system |
NTHL1-mCherry (in pRetroQ) | custom cloning | na | NTHL1 cDNA was cloned in the NheI, SalI sites of pRetroQ-mCherry-N1 vector. |
Nunc Lab-Tek II Chambered Coverglass (4 well) | Thermo Fisher Scientific | 155382PK | Live cell microscopy cell culture chamber |
Olaparib | Selleck Chemicals | S1060 | PARP inhibitor |
Opti-MEM reduced serum media | Thermo Fisher Scientific | 31985062 | Dilution medium for transient transfection |
Paraformaldehyde aqueous solution (32%) | Thermo Fisher Scientific | 50-980-494 | Fixative |
pBABE (hygro) | Addgene | #1765 | retroviral expression vector (for low expression levels) |
pBABE (neo) | Addgene | #1767 | retroviral expression vector (for low expression levels) |
pBABE (puro) | Addgene | #1764 | retroviral expression vector (for low expression levels) |
pBABE (zeo) | Addgene | #1766 | retroviral expression vector (for low expression levels) |
PCNA Antibody (PC10) | Santa Cruz | sc-56 | primary antibody |
Penicillin-Streptomycin-Glutamine (100x) | Gibco | 10378016 | Media supplement |
polybrene | Sigma-Aldrich | TR-1003 | Increase viral infection efficiency |
pRetroQ-AcGFP-C1 | Takara | 632506 | retroviral expression vector |
pRetroQ-AcGFP-N1 | Takara | 632505 | retroviral expression vector |
pRetroQ-mCherry-C1 | Takara | 632567 | retroviral expression vector |
pRetroQ-mCherry-N1 | Takara | 632568 | retroviral expression vector |
pUMVC | Addgene | #8449 | Viral packaging vector |
Sodium-pyruvate | Thermo Fisher Scientific | 11360070 | Supplement for live cell imaging medium |
Triton X-100 aqueous solution (10%) | Sigma-Aldrich | 11332481001 | Dilute in PBS for cell permeabilization buffer |
Trypsin-EDTA Solution 10X | Sigma-Aldrich | 59418C-100ML | Dilute in PBS to split cells |
U-2 OS Cells | ATCC | HTB-96 | Optimal cell line for microscopy experiments |
Universal Mycoplasma Detection Kit | ATCC | 30-1012K | PCR based Mycoplasma detection kit |
VSV-G | Addgene | #8454 | Viral protein envelope vector |