Dieses Protokoll zeigt, wie biologische kryokonservierte Proben mit kryostrukturierter Beleuchtungsmikroskopie abgebildet werden können. Wir demonstrieren die Methodik, indem wir das Zytoskelett von U2OS-Zellen abbilden.
Die dreidimensionale (3D) Structured Illumination Microscopy (SIM) ermöglicht die Abbildung fluoreszierend markierter Zellstrukturen mit höherer Auflösung als die herkömmliche Fluoreszenzmikroskopie. Diese superauflösende (SR) Technik ermöglicht die Visualisierung molekularer Prozesse in ganzen Zellen und hat das Potenzial, in Verbindung mit Elektronenmikroskopie und Röntgentomographie verwendet zu werden, um strukturelle und funktionelle Informationen zu korrelieren. Ein SIM-Mikroskop für kryogen konservierte Proben (CryoSIM) wurde kürzlich an der korrelativen Kryo-Imaging-Beamline B24 am britischen Synchrotron in Betrieb genommen.
Es wurde speziell für die 3D-Bildgebung biologischer Proben bei kryogenen Temperaturen entwickelt, die mit der nachfolgenden Bildgebung derselben Proben durch Röntgenmikroskopiemethoden wie der kryoweichen Röntgentomographie kompatibel ist. Dieser Videoartikel bietet detaillierte Methoden und Protokolle für eine erfolgreiche Bildgebung mit der KryoSIM. Neben Anweisungen zur Bedienung des KryoSIM-Mikroskops wurden Empfehlungen zur Auswahl von Proben, Fluorophoren und Parametereinstellungen aufgenommen. Das Protokoll wird in U2OS-Zellproben nachgewiesen, deren Mitochondrien und Tubulin fluoreszierend markiert wurden.
SR-Bildgebungstechniken sind in den letzten zehn Jahren für Biologen allgemein zugänglich geworden1. Sie ermöglichen eine hochauflösende Bildgebung von fluoreszierend markierten Proben jenseits der Beugungsgrenze. Es war jedoch eine Herausforderung, SR-Mikroskopiemethoden anzupassen, um mit Proben bei kryogenen Temperaturen zu arbeiten2. Dies wäre vorteilhaft für die korrelative Bildgebung in Kombination mit Elektronen- oder Röntgentomographie. Vor kurzem wurde SIM für den Einsatz mit kryogenen Proben angepasst und es wurde erfolgreich gezeigt, dass es korrelative Studien biologischer Zellen in Verbindung mit der weichen Röntgentomographie (SXT)3 an der korrelativen Kryo-Imaging-Beamline B24 an der Diamond Light Source Synchrotron (https://www.diamond.ac.uk/Instruments/Biological-Cryo-Imaging/B24.html) ermöglicht. SIM kann die Auflösung der herkömmlichen Weitfeldmikroskopie verdoppeln, indem die Probe mit gestreiften Lichtmustern (Moiré-Fransen) in drei Winkeln und in fünf Phasen beleuchtet wird. Die Interferenz zwischen diesen Lichtmustern und der Probenfluoreszenz kann genutzt werden, um rechnerisch zusätzliche Informationen über Subbeugungsstrukturenaufzudecken 4,5.
Es gibt mehrere Vorteile von SIM gegenüber anderen SR-Techniken für kryogene Anwendungen. Erstens kann es ohne speziell entwickelte blinkende Fluorophore arbeiten; Konventionelle Fluorophore können verwendet werden, wodurch Zugang zu einer breiteren Palette potenzieller fluoreszierender Markierungsmittelerhalten wird 6. Darüber hinaus werden nur 15 Bilder pro Z-Slice (in 3D; 9 Bilder für 2D) benötigt, während andere SR-Methoden etwa 1000 Bilder pro Slice aufnehmen, was die Wahrscheinlichkeit erhöht, dass die Probe erhitzt wird und somit das Risiko der Eiskristallbildung erhöht, die Artefakte verursachen kann. Schließlich kann diese Technik dickere biologische Proben von über 10 μm abbilden, so dass ganze Zellen in ihrem nahezu nativen Zustand abgebildet werden können6. Die KryoSIM wurde mit optischen Standardkomponenten und mit Open-Access-Software für die Bildgebung gebaut, so dass sie auf Wunsch einfach dokumentiert und dupliziert werdenkann 6. Die KryoSIM hat ein 100x/0,9 numerisches Aperturobjektiv (siehe Materialtabelle); Weitere Informationen zu seinen optischen Komponenten, Designparametern und Leistung wurden von Phillips et al.6 beschrieben Hier zeigt dieses Protokoll, wie das KryoSIM-Mikroskop verwendet wird, einschließlich des Ladens und Entladens von Proben auf der kryogenen Stufe, der Erfassung von Daten am Mikroskop und der Rekonstruktion der SIM-Bilder.
3D-SIM bei kryogenen Temperaturen hat viele Vorteile gegenüber anderen SR-Bildgebungsverfahren zur Abbildung von verglastem biologischem Material. Es erfordert im Vergleich zu anderen SR-Methoden deutlich weniger Bilder pro Z-Slice, was zu einer geringeren Bestrahlung und einer geringeren Wahrscheinlichkeit der Eiskristallbildung für verglaste Proben führt. Es ist auch in der Lage, ganze Zellen abbilden und kann mit Röntgentomographie korreliert werden, um Struktur mit Funktion abzugleichen. Interessanterweise bleichen die meisten kommerziell erhältlichen Fluorophore und Fluoreszenz-Tags unter kryogenen Bedingungen weniger als bei Raumtemperatur. Angesichts der hohen Quantenausbeute der meisten gängigen Fluorophore bei Raumtemperatur (in einigen Fällen mehr als 80%) ist die in Photonen nachgewiesene absolute Verstärkung jedoch nicht auf Änderungen der Quantenausbeute zurückzuführen, sondern auf eine Verringerung der komplexen Bleichprozesse. Weitere Informationen zur Ausbeute von Fluorophoren bei kryogenen Temperaturen finden Sie in 8.
Es ist wichtig, dass Proben, die an der KryoSIM ankommen, mit einem herkömmlichen Kryofluoreszenzmikroskop mit Hellfeldfähigkeit vorkartiert wurden, um eine Raster-“Karte” zu erstellen, die die Hervorhebung aller potenziellen AOIs für die weitere Bildgebung enthält (Abbildung 5). Die Zugriffszeit an der KryoSIM wird über einen Wettbewerbsprozess zugewiesen, der die Einreichung eines Vorschlags beinhaltet, der anschließend auf die Machbarkeit der Technik und die biomedizinischen Auswirkungen bewertet wird. Die Zeit an der Ausrüstung ist daher immer “knapp”, und vorkartierte Raster ermöglichen die effizienteste Nutzung einer Zuteilung. Es ist auch wichtig, dass die Probe verglast gehalten wird, insbesondere während des Probentransfers vom Probenhalter zur Bildgebungsplattform, um die Bildung von Eiskristallen und nachfolgende Probenschäden zu minimieren. Die Probe sollte von guter Qualität sein, um die besten SIM-Bilder zu erzeugen. Eine gut vorbereitete Probe zeichnet sich durch folgende Merkmale aus: (a) sie weist keine Eiskristallkontamination auf, (b) das verwendete Gitter ist ein Findergitter, (c) der Träger ist flach, (d) das Gitternetz und die Substratoberfläche sind nicht automatisch fluoreszierend und (e) es gibt keine Brüche in der Stützmembran. Diese Voraussetzungen können durch einen sorgfältigen Probenhandling und die Sicherstellung, dass die Proben immer verglast bleiben, erreicht werden.
Es ist wichtig, im Voraus zu überprüfen, ob die vorgeschlagenen Probenfluorophore im KryoSIM-Mikroskop genügend Signal geben. Werkzeuge wie SPEKCheck9 können bei der Auswahl der optimalen Fluorophor- und Filterkombinationen helfen. Wenn es Probleme mit der Rohdatenerfassung oder dem Rekonstruktionsprozess gibt, können Artefakte nach der Rekonstruktion in den Bildern erscheinen. Beispiele für verschiedene Artefakte wurden von Demmerle et al.dokumentiert 10 Die Parameter der Bildrekonstruktion können in der SoftWoRx-Protokolldatei überprüft werden, wenn die Rekonstruktion nicht optimal ist, indem die Rekonstruktionszusammenfassungsdatei geöffnet wird. Es sollte einen konsistenten Zeilenabstand über Winkel in einem bestimmten Kanal und eine relativ konsistente Amplitude geben. Variationen von mehr als 30% und Werte deutlich über 1 (wenn eine Perlengrößenkompensation angewendet wird) sollten genauer untersucht werden und weisen wahrscheinlich auf fehlgeschlagene Rekonstruktionen hin. Darüber hinaus kann die SIMcheck2-Software in Fidschi auch verwendet werden, um verschiedene Überprüfungen der Roh- und rekonstruierten Daten durchzuführen, um die Ursache von Fehlern in den Einstellungen der Bildgebungs- oder Rekonstruktionsparameter zu diagnostizieren. SIM-Check und seine Modulationskontrastkarte können auch bei der Beurteilung der Qualität rekonstruierter Daten helfen, indem interpretiert wird, welche Bereiche eines Bildes wahrscheinlich reale Strukturen im Vergleich zu Artefakten sind.
Ein niedriger Modulationskontrast (dargestellt durch dunkle Farbe, in Abbildung 5E)innerhalb des Kernbereichs bedeutet, dass dieser Bereich anfälliger für Rekonstruktionsartefakte ist, was bedeutet, dass die im Kern gezeigten Hash-Muster als Artefakt klassifiziert werden könnten (Abbildung 5D). Starke Fluoreszenzsignalbereiche spiegeln eher native Strukturen in den verarbeiteten Daten genau wider. In Bereichen mit schwachem Signal, in denen Fluorophore über größere Bereiche verteilt sind, wie z. B. die Gesamtoberfläche eines Vesikels, ist es wahrscheinlich, dass echtes Signal mit Verarbeitungsartefakten koexistiert, und bei der Interpretation dieser Daten sollte Vorsicht walten lassen. Nach der Überprüfung der rekonstruierten Daten im gesamten Bereich, um sicherzustellen, dass es keine seltsamen Artefakte gibt und dass der Hintergrund im Allgemeinen Gauß ist und nahe Null zentriert ist, werden die Daten im Allgemeinen auf Null abgeschnitten, oder der modale Wert – der Höhepunkt des Hintergrundsignals – sollte sehr nahe Null liegen. Dadurch wird sichergestellt, dass der Dynamikumfang des angezeigten Bildes nicht von negativen Hintergrundartefakten dominiert wird. Wenn ein schwächeres Signal erwartet wird, sollte besonders sorgfältig darauf geachtet werden, die Merkmale zu analysieren und sicherzustellen, dass es sich um echte Strukturen und nicht um Rekonstruktionsartefakte handelt.
Es gibt einige Einschränkungen des Bildgebungssystems. Da der Probenstand flach ist, sind Proben mit variabler Dicke oder Gittern, die nicht flach sind, keine idealen Motive für die Bildgebung. Wenn die korrelative Bildgebung mit weicher Röntgentomographie durchgeführt wird, sollten zellen in der Nähe von Gittergrenzen nicht abgebildet werden, da diese während der Erfassung von Neigungsreihen im Röntgenmikroskop nicht sichtbar sind. Schließlich hat die Menge des Blottings der Probe vor dem Einfrieren einen erheblichen Einfluss auf die Bildqualität; Zu wenig Blotting führt zu zu dicken Proben, die suboptimale SIM-Bilder mit hohem Hintergrundrauschen ergeben, während zu viel Blotting dazu führen kann, dass Zellen unförmig werden und daher anfälliger für Hitzeschäden durch den einfallenden Laserstrahl sind. Zusammenfassend lässt sich sagen, dass cryoSIM ein leistungsstarkes Fluoreszenzmikroskopie-Tool zur Abbildung biologischer Proben in 3D in einem nahezu nativen Stadium ist und in vielen Bereichen vielfältige Anwendungen findet.
The authors have nothing to disclose.
Dieses Projekt wurde von der Europäischen Kommission Horizon 2020 iNEXT-Discovery Projekt gefördert. I.M. Dobbie erkennt die Finanzierung durch den Wellcome Trust an (107457/Z/15/Z). Diese Arbeiten wurden mit Unterstützung der Diamond Light Source, Instrument B24 (Vorschlag BI25512) durchgeführt. Unser Dank gilt den Mitarbeitern von Micron und all unseren exzellenten Anwendern und Mitarbeitern, die uns geholfen haben, die KryoSIM und ihr korrelatives Potenzial zu etablieren.
Auto grids | FEI | ||
Autogrids | Thermo Fisher Scientific | 1036173 | |
BioTracker 488 Green Microtubule Cytoskeleton Dye | Sigma-Aldrich | SCT142 | |
Cockpit Software | Oxford University | https://github.com/MicronOxford/cockpit | |
cryo compatible polyurethane container | Jena bioscience | CC-FD-800 | |
Cryo TEM grid storage box | Thermo Fisher Scientific | Model#AutoGrid | |
cryo-SIM microscope | Custom made | N/A | Custom made, see following reference for the design: Michael A. Phillips, Maria Harkiolaki, David Miguel Susano Pinto, Richard M. Parton, Ana Palanca, Manuel Garcia-Moreno, Ilias Kounatidis, John W. Sedat, David I. Stuart, Alfredo Castello, Martin J. Booth, Ilan Davis, and Ian M. Dobbie, "CryoSIM: super-resolution 3D structured illumination cryogenic fluorescence microscopy for correlated ultrastructural imaging," Optica 7, 802-812 (2020). Has a Nikon TU Plan Apo 100x/0.9 NA. |
Cryostage system | Linkam Scientific Instruments | CMS196 | |
Fine tip surgical forceps | Ted Pella | 38125 | |
MitoTracker Deep Red FM | Thermo Fisher Scientific | M22426 | |
Python Microscope Software | Oxford University | https://www.python-microscope.org/ | |
Scientific dry paper wipes | Kimberly-Clark 7551 | 2 | |
SIM Reconstruction Software | softWoRx, GE Healthcare | Version 6.5.2 | |
StitchM Software | Diamond Light Source | https://github.com/DiamondLightSource/StitchM | |
TEM grids for samples | Quantifoil Micro Tools | G200F1 |