Criblage de fragments basé sur la RMN dans un échantillon minimum mais un mode d’automatisation maximal

1. Bibliothèque de fragments Bibliothèque de fragments interneNOTE: Dans le cadre de l’une des activités de recherche conjointes de l’iNEXT, une bibliothèque de fragments de première génération robuste et adaptée à la chimie en aval a été développée12 et par la suite une deuxième génération de la bibliothèque a été constituée en collaboration avec Enamine et est connue sous le nom de bibliothèque de fragments DSI (Diamond-SGC-iNEXT) (désormais appelée « bibliothèque interne »). Cette bibliothèque peut être mise à disposition au BMRZ à des fins de projection.Évaluer l’intégrité et la solubilité de la bibliothèque de fragments à l’aide d’un protocole 9 basé sur la RMNprécédemment signalé.NOTE: La bibliothèque interne se compose de 768 fragments avec une très grande diversité chimique (>200 singletons). La réalisation du criblage dans des mélanges de fragments peut accélérer considérablement la campagne de criblage; cependant, le nombre de fragments dans un mélange est limité en raison du chevauchement du signal dans le spectre 1H-RMN. La plus grande diversité chimique offerte par la bibliothèque interne permet la préparation de mélanges contenant 12 fragments différents sans chevauchement significatif de décalage chimique dans les spectres RMN observés à 1H. 103 fragments dans les 768 fragments possèdent un atome de fluor. Aux fins du criblage 19 F, diviser les 103 fragments qui possèdent un groupe fluor en 5 mélanges basés sur un chevauchement chimique minimal de 19F. Pour minimiser le chevauchement des signaux dans le criblage 19F, utiliser les informations de décalage chimique provenant de mesures de composés uniques pour concevoir des mélanges avec un nombre maximal de fragments et un chevauchement minimal du signal. Chaque mélange a 20-21 fragments avec des décalages chimiques distincts de 19F permettant une affectation sans ambiguïté des fragments. Bibliothèque de fragments définie/fournie par l’utilisateurEffectuer des campagnes de filtrage avec la bibliothèque de fragments définie ou fournie par l’utilisateur; Cependant, les étapes suivantes doivent précéder la campagne de dépistage. Si l’utilisateur ne l’a pas spécifié au préalable, effectuez un contrôle de qualité des fragments basé sur la RMN (au BMRZ, des outils logiciels avancés sont utilisés à cet effet; 9, chapitre 6.1.1). Vérifiez la solubilité des fragments dans le tampon de choix pour la cible biomoléculaire, l’intégrité de la structure et la concentration des fragments avant utilisation. Concevoir le mélange de manière à réduire à la fois le chevauchement des signaux dans les spectres RMN et le temps de mesure. Concevoir les mélanges conformément à l’étape 4.2. Filtrez des fragments uniques ou un sous-ensemble de mélanges au lieu de la bibliothèque entière. 2. Préparation des échantillons REMARQUE: Le criblage à haut débit par RMN utilise un robot de pipetage pour la préparation des échantillons. Les spectres RMN, mais aussi les stabilités sur plusieurs jours d’acquisition du signal des protéines, des ARN et de l’ADN sont extrêmement sensibles aux fluctuations de température et, par conséquent, les systèmes automatisés à température contrôlée faciliteront grandement la stabilité des échantillons pipetés. À cette fin, un dispositif complémentaire supplémentaire, qui fonctionne entre 4 et 40 °C, est couplé au robot de pipetage pour la manipulation liquide des échantillons RMN dans un environnement à température contrôlée. Préparation du mélange de ligandsPréparer des échantillons de dépistage pour les mesures RMN à l’aide d’un robot de préparation d’échantillons. La configuration flexible du robot permet un large éventail d’applications (par exemple, récupération des échantillons des tubes RMN dans des conteneurs de stockage ou tâches générales de manipulation de liquides). Des tubes RMN de différents diamètres (1,7, 2,0, 2,5, 3,0 et 5,0 mm) peuvent être utilisés. Le système d’échantillonnage robotisé ainsi que le logiciel de contrôle avancé lisent le code-barres attribué à chaque type de conteneur et exécutent le protocole de remplissage de liquide de manière optimale. Pour la préparation des mélanges de ligands de bibliothèque internes, utilisez des flacons à code-barres. Les flacons à code-barres garantissent le plus haut niveau de fiabilité et une traçabilité optimale des échantillons. Répartir 768 composés dans 8 plaques de format 96 puits. La concentration stockaire de chaque fragment individuel est de 50 mM dans d6-DMSO/D2O (9:1). Au total, préparez 64 mélanges contenant chacun 12 fragments. La concentration finale de chaque fragment dans un mélange est de 4,2 mM.REMARQUE: Le robot de pipetage peut accueillir une variété de types de conteneurs avec des géométries variées (flacons cryo- ou échantillonneurs, plaques de 96 puits de profondeur ronde ou carrée, flacons standard à code-barres, tubes microcentrifuges) et aide à l’exécution efficace du transfert de liquide vers une variété de tubes et de racks RMN. Figure 1 : (A) Préparation d’échantillons RMN à haut débit et robot de remplissage de tubes RMN installés à BMRZ. (B) Changeur d’échantillons à haut débit avec racks individuels à température contrôlée installés sur un spectromètre de 600 MHz dans l’installation de BMRZ. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure. Préparation de l’échantillon de criblage à blanc (spectre du ligand de référence) et avec cible (ligand en présence de la cible)Pour la préparation des échantillons de criblage RMN, en présence de la biomolécule cible (protéine/ARN/ADN) et du mélange de ligands, utiliser des tubes changeurs d’échantillons RMN HT de 3 mm choisis dans le portefeuille de tubes RMN standard Bruker. Transférer la cible biomoléculaire (p. ex., criblage 1H : ARN ou protéine 10 μM) dans un tampon de criblage défini dans le tube RMN de 3 mm (volume final de 200 μL) manuellement ou à l’aide du robot de pipetage. Transférer 10 μL (p. ex., criblage de 1H) du mélange de ligands à l’étape suivante à l’aide du système robotique dans les tubes RMN de 3 mm à code à barres contenant la biomolécule cible et mélanger à l’aide du protocole intégré du logiciel de contrôle.REMARQUE: Le numéro de code-barres du tube RMN est incorporé de manière pratique et automatique dans l’ensemble de données RMN acquis, garantissant ainsi un flux de travail orienté ID sans aucune confusion. L’accessoire de contrôle de température du robot de pipetage permet de maintenir les échantillons préparés dans les tubes RMN sous température constante. Conditions et paramètres définis en interneÉtablir des conditions tampons optimales pour effectuer le criblage de l’ARN et des protéines par rapport à la bibliothèque de fragments interne. Les échantillons conditionnés suivants sont utilisés pour l’ARN au BMRZ : 25 mM KPi, 50 mM KCl, pH 6,2. Mg2+ est facultatif. Les protéines sont extrêmement sensibles aux conditions de solution; Utilisez des tampons optimaux pour la cible de choix. Pour chacun de ces tampons, acquérir des spectres de référence supplémentaires des ligands pour servir de blanc pour l’analyse. Conditions spécifiées par l’utilisateurREMARQUE : Dans les cas où les conditions établies à l’interne ne conviennent pas aux cibles à filtrer auprès d’un utilisateur potentiel, les étapes suivantes doivent être mises en œuvre.Effectuer 1H-RMN du tampon seul pour assurer une interférence minimale des composants du tampon dans l’exécution et l’analyse des expériences de criblage observées par le ligand. Les composants interférents pourraient être remplacés de manière appropriée par des équivalents deutérés. Limites de la production d’échantillons (quantités cibles)/conditions et disponibilitéREMARQUE : L’isolement ou la production recombinante de certaines biomacromolécules peut, dans certains cas, s’avérer difficile et limiter la disponibilité de la cible pour mener à bien une campagne de sélection de médicaments. En cas de disponibilité limitée ou illimitée des cibles, les solutions de rechange suivantes pourraient être utilisées pour mener à bien un filtrage des fragments basé sur la RMN.S’il est limité, utilisez 19tests de dépistage basés sur la RMN-F. Les ligands fluorés typiques ont un seul signal 19F; Par conséquent, utilisez des cocktails avec 25-30 fragments sans aucun chevauchement de signal. Il y a moins de signaux à analyser, aucune interférence de signal provenant des composants tampons et moins de signaux sur lesquels s’appuyer pour l’identification des résultats. Si illimité, utilisez des écrans plus grands comme 1H-RMN. La plus grande bibliothèque de fragments peut être filtrée. En règle générale, les fragments sont composés de plus d’un proton, ce qui signifie plus de signaux sur lesquels s’appuyer pour l’analyse. 3. Conditions d’acquisition RMN Conditions internes généralement définiesSpectromètre équipé d’un changeur d’échantillons HT (Automation)Pour le criblage à haut débit, utilisez des plaques à 96 puits qui ne peuvent être mesurées qu’à l’aide d’un changeur d’échantillons HT. Le changeur d’échantillons HT offre également la possibilité de tempérer chaque rack individuellement. Pour un rapport signal/bruit optimal, utilisez un spectromètre avec une sonde cryogénique refroidie à l’hélium ou à l’azote. Un module de réglage et de correspondance automatisé (ATM) est nécessaire pour l’automatisation. Jeux de paramètres et séquences d’impulsionsREMARQUE: De nombreuses expériences RMN peuvent caractériser les événements de liaison. L’identification des résultats varie en fonction de la configuration expérimentale. Les expériences suivantes sont couramment utilisées dans les campagnes de dépistage BMRZ. Néanmoins, des modifications peuvent être apportées pour les campagnes de dépistage définies par l’utilisateur et selon les spécifications de l’utilisateur.Si vous utilisez le logiciel TopSpin, incluez le jeu de paramètres pour les expériences basées sur des ligands : SCREEN_STD, SCREEN_T1R, SCREEN_T2, SCREEN_WLOGSY. L’ensemble de paramètres comprend tous les paramètres nécessaires et les séquences d’impulsions: STD: stddiffesgp.3; T1ρ: t1rho_esgp2d; T2: cpmg_esgp2d; et waterLOGSY: ephogsygpno.2. Pour toutes les expériences énumérées, utilisez la sculpture d’excitation13 comme suppression de l’eau. Pour référence, utilisez la sculpture d’excitation 1D (zgesgp). Le nombre de balayages dépend de la sensibilité du système (intensité du champ magnétique et tête de sonde), de la concentration de l’échantillon et du choix de l’expérience. Une recommandation est: 1D avec NS = 64, T1ρ & T2 avec NS = 128, STD avec NS = 256 et waterLOGSY avec NS = 384 ou 512. Pour le criblage 19 F, utilisez les expériences 1D et T2 : 1D : F19CPD (pp=zgig) pour 19 F{1 H}-tête de sonde et F19(pp=zg) pour 19F/1tête de sonde H ; SCREEN_19F_T2 (pp = cpmgigsp). Utiliser une largeur spectrale de 220 ppm et une fréquence d’excitation à -140 ppm. La durée de l’expérience est comprise entre 1 et 5 heures (assurer la stabilité à long terme de la biomacromolécule) en fonction du matériel et de la concentration de l’échantillon. Pour T2, le temps CPMG devrait alterner entre 0 ms et 200 ms. TraitementEnregistrer les expériences STD, T1ρ et T2 en pseudo 2D. Pour traiter les deux spectres 1D simples, IconNMR utilise le programme au proc_std avec ou sans l’option relax. La première option fournit la référence 1D et la différence de deux spectres. La deuxième option donne deux spectres distincts avec un temps de relaxation court et long. Le waterLOGSY est un 1D unique qui doit être phasé avec un négatif pour le signal de solvant. Conditions spécifiques à l’utilisateurAdaptez l’un des paramètres mentionnés précédemment aux conditions définies par l’utilisateur. Par exemple, si une protéine fournie par l’utilisateur d’une installation n’est pas stable à la température généralement utilisée, des expériences d’optimisation peuvent être menées en variant la température, la concentration, les conditions tampons, etc. 4. Analyse des données Bibliothèque de fragments QC (d6-DMSO/tampon spécifique) et quantificationCMC-qREMARQUE : Le contrôle de la qualité des bibliothèques de fragments est essentiel avant le lancement des campagnes de sélection. En outre, la stabilité à long terme de la bibliothèque de fragments doit être assurée pour l’application de plusieurs campagnes de filtrage, c’est pourquoi une évaluation périodique de la qualité de la bibliothèque doit être effectuée. À cette fin, les logiciels intégrés CMC-q et CMC-a de TopSpin sont utilisés pour l’évaluation de la qualité et de la quantité. Le CMC-q et le CMC-a sont des modules logiciels de Topspin qui permettent une acquisition fluide, une analyse incluant la vérification de la structure à l’aide du spectre RMN 1H obtenu à partir de petites molécules organiques 9.Pour assurer l’intégrité, préparer des échantillons d’évaluation contenant une concentration de fragments de 1 mM dans du d6-DMSO. Préparez les échantillons de manière automatisée avec un robot de pipetage en remplissant le prélèvement d’échantillons liquides dans un tube RMN de 3 mm. Pour l’évaluation de la solubilité, utiliser un échantillon constitué de 1 mM composé dans un tampon de phosphate de sodium de 50 mM à pH 7,4, de chlorure de sodium de 150 mM, de sel de sodium à 90 % H 2O/ 10 % D 2 O et de 1 mM de sel de sodium acide 3-(triméthylsilyl)propionique-2,2,3,3-d4 (TMSP-Na). Recueillir des spectres RMN à 298 K ou 293 K à l’aide d’un spectromètre RMN de 600 MHz équipé d’une sonde cryogénique TCI de 5 mm à triple résonance et d’un changeur d’échantillons HT, qui peut traiter 579 échantillons à la fois. Pour configurer le logiciel CMC-q, suivez les instructions du manuel de l’utilisateur, qui implémente la création d’un utilisateur IconNMR, l’activation de FastLaneNMR et la modification du changeur d’échantillons HT. Calibrez l’impulsion à 90° et enregistrez-la dans la table de prosol TopSpin. Placez la plaque de puits d’échantillon 96 dans l’une des 5 positions de rack dans le changeur d’échantillons HT. Pour charger un fichier SDF (fichier de données de structure) qui doit contenir sa structure chimique proposée, un identifiant unique et la position dans le changeur d’échantillons HT de chaque échantillon d’un lot, allez dans Parcourir dans la fenêtre de configuration CMC-q et cliquez sur Ouvrir après avoir sélectionné un fichier qui se termine par .sdf. Dans les paramètres CMC.q Batch Automation, définissez le type de vérification qui définit l’expérience qui sera mesurée, l’utilisateur IconNMR et définissez le solvant. Définissez les fichiers SDF pour le chemin du fichier SDF, l’ID de molécule et la position de l’échantillon. Commencez l’acquisition en cliquant sur Démarrer. Cliquez à nouveau sur Démarrer l’acquisition . Le programme d’installation CMC-q peut également être sauvegardé en cliquant sur Enregistrer. Pour une description détaillée des étapes de configuration CMC-q, suivez les instructions du manuel d’utilisation de Bruker. CMC-aPour CMC-a, utilisez le module logiciel de Topspin qui permet l’analyse, y compris la vérification de la structure à l’aide du spectre RMN 1H obtenu à partir de petites molécules organiques9. Conception du mélangeREMARQUE: Une conception de mélange appropriée joue un rôle important pour le dépistage en utilisant la RMN comme plate-forme. Un nombre élevé de fragments par mélange permet un dépistage plus rapide, mais augmente le risque de faux positifs et négatifs. Un nombre plus faible diminue ce risque, mais augmente le temps nécessaire pour effectuer le dépistage. En général, un chevauchement de signal doit être évité lors de la création de mélanges. En utilisant la bibliothèque interne, cela peut être négligé pour le criblage de 1 H car la bibliothèque a été spécialement conçue pour être diversifiée et montrer peu dechevauchement de signaux tout en maintenant une grande diversité chimique. Cela signifie qu’aucune procédure de conception spéciale ne doit être suivie pour créer les 64 mélanges.Comme le criblage 19F repose sur les fragments de la bibliothèque interne qui contiennent du fluor et que la bibliothèque n’a pas été créée pour réduire le chevauchement du signal pour ces fragments spécifiques, concevez un mélange approprié. Mesurer les spectres de composés simples pour tous les fragments contenant 19F. Notez les informations de décalage chimique de chaque signal. Selon ces informations, choisissez 20-21 fragments par mélange. Cela donne à son tour 5 mélanges contenant chacun 20-21 fragments sans chevauchement de signal et permet une analyse semi-automatisée des données. Effectuer l’identification des coups dans une interaction biomacromolécule-ligand observéeNOTE: Il existe différentes définitions d’un résultat positif entre la procédure de dépistage 19F et 1H. Les identifications de succès suivantes ont été mises en place par nos soins et suivent des règles spécifiques. Le sujet de la détermination des résultats est très subjectif et peut différer d’un utilisateur à l’autre. Néanmoins, il est de la plus haute importance que les règles d’identification des résultats positifs ne changent pas une fois convenues pour maintenir la validation et la crédibilité.1Écran H Pour déterminer en toute confiance les coups, acquérir des spectres 1D 1H, waterLOGSY et des expériences de relaxation T2 à la fois en présence et en l’absence de cible pour identifier les liants. Les trois expériences ont le potentiel de montrer un événement liant. Si un CSP supérieur à 6 Hz est visible dans les spectres d’échantillon par rapport aux spectres blancs, cela est considéré comme une indication d’un résultat. Il en va de même si un signal positif fort dans l’eauLOGSY ainsi qu’une réduction de plus de 30% T2 dans les spectres de l’échantillon sont visibles. Les événements de liaison peuvent être présentés dans les trois expériences, lors de la comparaison de l’échantillon contenant des spectres avec leurs spectres blancs respectifs. Cependant, les événements contraignants peuvent ne pas être visibles dans les trois expériences. Pour cette raison, il a été convenu qu’au moins deux des événements décrits précédemment doivent se produire afin de classer un fragment comme un résultat contraignant. Utilisez l’outil FBS de TopSpin pour définir l’état des fragments en liaison, ambigu, inconnu, agrégats et non liants. Lorsque vous avez terminé avec un mélange, approuvez-le dans l’outil FBS. Dans l’onglet résumé du projet FBS, cliquez sur Créer un rapport de présélection. Cela ouvrira une fenêtre qui crée un fichier .xlsx. L’utilisateur peut alors choisir entre tous les ligands, ligand liant uniquement, non ligand contraignant uniquement et ligands ambigus à signaler dans la feuille de calcul. 19Écran FPour différencier les reliures sans classeur, les classeurs hebdomadaires et les reliures pleins, divisez le quotient d’intégration entre la mesure cible de 200 ms et la mesure d’un blanc de 200 ms par le quotient de la mesure cible de 0 ms et la mesure de blanc de 0 ms est utilisée :REMARQUE: Cela donne des valeurs allant de 0 à ~1 (le hit-score), ce qui permet d’attribuer des seuils pour chaque état de liaison. Utiliser la moyenne de la mesure de référence de 200 ms comme seuil de référence pour marquer les cas où le score de réussite dépasse 1. Cela peut se produire si les intégrales importées contiennent des valeurs négatives ou si la mesure de référence est supérieure à la mesure cible. Un score de ≤ 0,67 est considéré comme un coup faible, 0,67 comme non-coup. Un exemple est présenté à la figure 2. Figure 2 : Identification des résultats positifs pour le dépistage 19F. Section de 19F spectres RMN cpmg d’un composé exemplaire. Cette représentation picturale explique les propriétés d’un liant. 19Spectres F-CPMG d’un composé acquis à partir d’échantillons de mélange en présence et en l’absence d’ARN. Les valeurs représentent les valeurs intégrales normalisées du pic correspondant. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure. Analyse des donnéesPréparer les données pour l’analyseREMARQUE: Il est important que les données acquises ne présentent pas de défauts visibles. Cela signifie que les données où le calage était problématique ou où la suppression de l’eau était insuffisante ne devraient pas être prises en compte pour l’analyse. Il est plutôt recommandé d’enregistrer à nouveau les données et de s’assurer que tout va bien avec l’échantillon (par exemple, pas de bulles d’air), avec la température, le calage et la suppression de l’eau. L’exactitude des données peut toujours être évaluée lors de la comparaison des signaux DMSO. 1Dépistage HPour analyser les données de dépistage 1H, utilisez l’outil FBS (nécessite une licence supplémentaire) dans TopSpin 4.0.9. Suivez les instructions du manuel de l’outil FBS pour commencer l’analyse des données. Les étapes suivantes résument la procédure décrite dans le manuel. Stocker les données RMN BMRZ des campagnes de dépistage de manière à ce que chaque mélange de dépistage ait son propre répertoire dans lequel un sous-répertoire contient les différentes expériences mesurées sur l’échantillon. Pour utiliser l’outil FBS, stockez les spectres de référence qui ont toutes les données enregistrées à partir d’échantillons sans la cible biomoléculaire mais avec les mélanges ainsi que le composé unique mesuré dans différents répertoires /nmr. Ceci est important car l’outil FBS demandera le chemin du répertoire de chacun individuellement.REMARQUE : L’outil FBS reconnaît un répertoire comme projet de sélection si les jeux de données suivants ont été stockés dans le même répertoire que les mélanges d’un échantillon de dépistage (csv, documents XML FragmentScreen et fichier BAK). Lorsque vous utilisez TopSpin 4.0.9, créez un chemin direct vers le répertoire contenant les données acquises, appelé DIR. Choisissez le répertoire /nmr dans lequel tous les mélanges doivent avoir un répertoire distinct. Pour démarrer l’outil FBS d’un échantillon filtré, faites glisser le symbole du projet FBS au milieu de la fenêtre TopSpin. Dans le répertoire choisi, le symbole du projet FBS doit apparaître si les jeux de données précédemment en ont été copiés. La fenêtre Options de filtrage basées sur les fragments doit s’ouvrir automatiquement lors du premier chargement d’un nouveau projet FBS. Dans cette fenêtre, choisissez un fichier cocktail. Le fichier cocktail est un fichier csv contenant l’attribution du nom des mélanges, le nom de chaque fragment et leur division en mélanges. Définissez également un dossier de spectres de ligand de référence contenant tous les spectres mesurés des fragments individuels. Enfin, définissez un dossier d’expérience vierge de référence, qui est généralement le dossier contenant les jeux de données des mélanges sans la cible étudiée. Les options de criblage basées sur les fragments ont un onglet appelé Types de spectres qui permet de définir les spectres étudiés ainsi que la couleur pour afficher les spectres . Définissez le Spectype en fonction des données préalablement traitées. Dans l’onglet Disposition de l’affichage , définissez les spectres qui seront comparés les uns aux autres en fonction de leurs spécifications. Appuyez sur OK pour démarrer le projet FBS. Tout en regardant les données, une fenêtre séparée s’ouvrira, résumant tous les mélanges de cocktails et tous les ligands de chaque mélange dans un tableau. En double-cliquant sur une cellule, les jeux de données respectifs s’ouvriront, comparant par exemple les spectres blancs 1H 1D avec le jeu de données contenant la cible. Avant d’attribuer des liants, assurez-vous que les pics de référence (DMSO de toutes les mesures ainsi que des composés individuels) correspondent les uns aux autres et ont le même décalage chimique. Si des différences sont observées, corrigez-les en utilisant l’option de traitement série de TopSpin. L’option de traitement série se trouve sous l’onglet Processus sous Avancé. Il applique les modifications à tous les spectres sélectionnés à partir d’un jeu de données. De cette façon, les spécifices peuvent facilement être assignées aux numéros d’expérience et tous les spectres peuvent être déplacés en même temps pour s’aligner sur la référence. 19F DépistagePour la première analyse des mélanges 19F, créez un fichier d’intégration pour chaque mélange. Pour définir la région d’intégration, cliquez sur la fonction Intégrer dans l’onglet Analyser . Assurez-vous que pour chaque fragment du mélange, une région d’intégration claire pour les 19F-singal correspondants est définie. Utilisez le bouton Enregistrer/Exporter les régions d’intégration pour exporter le fichier d’intégration en vue d’une utilisation ultérieure. Enregistrez tous les fichiers d’intégration utilisés dans C:\Bruker\TopSpin4.0.9\exp\stan\nmr\lists\intrng, ou le chemin correspondant du répertoire d’installation de TopSpin. Pour les données 19F, ouvrez un jeu de données avec ou sans la cible étudiée. Pour charger le fichier d’intégration dans le spectre actuel, ouvrez à nouveau l’onglet Analyser , allez dans Intégrer et, à l’aide du bouton Lecture/Importation des régions d’intégration, chargez le fichier d’intégration correspondant. Cela chargera toutes les régions définies de ce fichier dans le spectre actuel. Enregistrez et revenez pour rechercher une liste de toutes les régions intégrées dans l’onglet Intégrales . Copiez-le dans une feuille de calcul ou tout autre outil utilisé pour l’analyse plus approfondie des données. Répétez cette procédure pour chaque mélange, avec et sans cible. Gestion des donnéesPour faciliter l’utilisation et la productivité, configurez un flux de travail uniforme pour l’analyse et le stockage ultérieurs des données acquises. Pour le dépistage 1H et 19F, utilisez une feuille de calcul spécialement conçue pour chacun.NOTE: Pour le criblage 1H, cela a été purement utilisé pour la gestion des données et pour résumer chaque cible, tandis que pour le criblage 19F, il a utilisé le quotient expliqué au chapitre 4.3 pour étiqueter automatiquement chaque fragment comme hit / no hit après que les données intégrales y aient été copiées. Cela réduit le risque d’erreur humaine lors de l’analyse, en supposant que le fichier a été configuré correctement, et facilite le partage des informations, car toutes les informations importantes sont rassemblées en un seul endroit dans un fichier qui peut être ouvert par pratiquement n’importe qui sans avoir besoin d’autres programmes pour examiner les données.