Summary

Erstellung von Vogel-Vorderhirn-Chimären zur Beurteilung der Gesichtsentwicklung

Published: February 18, 2021
doi:

Summary

Dieser Artikel beschreibt eine Gewebetransplantationstechnik, die entwickelt wurde, um die Signal- und Musterbildungseigenschaften des basalen Vorderhirns während der kraniofazialen Entwicklung zu testen.

Abstract

Der Vogelembryo wird seit mehr als einem Jahrhundert als Modellsystem verwendet und hat zu einem grundlegenden Verständnis der Entwicklung von Wirbeltieren geführt. Eine der Stärken dieses Modellsystems besteht darin, dass die Wirkung und Interaktion zwischen Geweben direkt in chimären Embryonen beurteilt werden kann. Wir haben bereits gezeigt, dass Signale aus dem Vorderhirn zur Morphogenese des Gesichts beitragen, indem sie die Form der Expressionsdomäne von Sonic hedgehog (SHH) in der frontonasalen ektodermalen Zone (FEZ) regulieren. In diesem Artikel wird die Methode zur Erzeugung der Vorderhirnchimären beschrieben und die Ergebnisse dieser Experimente veranschaulicht.

Introduction

Ein Großteil der aktuellen Forschung in der Entwicklungsbiologie konzentriert sich auf die Rolle der Gene bei der Formung von Embryonen. Es gibt gute Werkzeuge, um Entwicklungsmechanismen aus genetischer Sicht zu untersuchen. Embryonen werden jedoch als Reaktion auf Gewebeinteraktionen zusammengesetzt und durchlaufen eine Morphogenese. Das Vogelsystem ist ein klassisches Instrument, um die Vielfalt der Gewebeinteraktionen zu beurteilen, die die Entwicklung regulieren, und zwar aus folgenden Gründen: Die Embryologie ist gut verstanden, die Embryonen sind leicht zugänglich, die Werkzeuge zur Analyse der Vogelsysteme sind gut entwickelt und die Embryonen sind kostengünstig.

Das Transplantationssystem von Vögeln wird seit fast einem Jahrhundert häufig zur Rückverfolgung von Abstammungslinien und zur Beurteilung von Gewebeinteraktionen während der Entwicklung eingesetzt 1,2,3,4. Dieses System wurde verwendet, um ein Signalzentrum, die frontonasale ektodermale Zone (FEZ), zu untersuchen, die die Morphogenese des Oberkiefers reguliert5, und es wurde ein Video veröffentlicht, das diese Technik zuvor beschriebenhat 6. Neben Wachtel-Küken wurden auch andere Arten verwendet, um Chimären für die Analyse von Gewebeinteraktionen zu erzeugen. Zum Beispiel wurde die Maus-FEZ vonWildtyp-7– und mutierten Mäusen8 transplantiert, und andere haben ein Enten-, Wachtel- und Kükensystem verwendet, um die Rolle der Neuralleiste bei der Strukturierung des Gesichtsskelettszu untersuchen 9,10,11,12.

In dieser Arbeit wurde die Rolle des Vorderhirns bei der Regulation des Genexpressionsmusters in der FEZ durch die reziproke Transplantation des ventralen Vorderhirns zwischen Wachtel-, Enten- und Kükenembryonen untersucht, da ein Signal aus dem Vorderhirn benötigt wird, um die Expression von Sonic hedgehog in der FEZ zu induzieren. Vorderhirntransplantationen sind kein Einzelfall auf diesem Gebiet. Diese Transplantate wurden verwendet, um die Entwicklung der Motilität in Wachtel- und Entenembryonenzu beurteilen 13, obwohl in diesen Experimenten auch Gewebe transplantiert wurden, die zu nicht-neuronalen Derivaten beitrugen. In anderen Arbeiten wurden Hörkreise bei Vögeln durch Vorderhirntransplantation untersucht14, aber diese Transplantate enthielten mutmaßliche Neuralleistenzellen, die zur Gesichtsformbeitragen 9,10 und an der Regulierung der SHH-Expression im FEZbeteiligt sind 15. Daher wurde ein System entwickelt, bei dem nur das ventrale Vorderhirn von einer Vogelart auf eine andere transplantiert wird, bevor das Neuralrohr verschlossen wird, um die Rolle des Gehirns bei der Gesichtsformzu beurteilen 16 (Abbildung 1A,B). Bei dieser Methode kam es zu keiner Neuralleistenkontamination des Transplantats. In diesem Artikel wird die Methode veranschaulicht, die erwarteten Ergebnisse beschrieben und die Herausforderungen diskutiert.

Protocol

Die Weiße Pekin-Ente (Anas platyrhynchos), das Weiße Leghornhuhn (Gallus gallus) und die Japanische Wachtel (Cortunix coturnix japonica) werden bei 37 °C in einer befeuchteten Kammer inkubiert, bis sie bei HH7/817 aufeinander abgestimmt sind. 1. Aufbereitung des Spendergewebes HINWEIS: Die Vorbereitung von Reagenzien und Werkzeugen und das Öffnen von Eiern für experimentelle Manipulationen wurde beschrieben<sup c…

Representative Results

Beurteilung von Chimärismus und TransplantatkontaminationUm die Chimären beurteilen zu können, sollte das Ausmaß des Chimärismus und die Kontamination des Transplantats mit anderen Zelltypen untersucht werden. Die Erzeugung von Chimären durch die Transplantation von Wachtelgewebe in Kükenembryonen ermöglicht diese Art der Analyse. Mit Hilfe des QCPN-Antikörpers können Wachtelzellen sichtbar gemacht und vom Wirtsgewebe unterschieden werden (Abbildung 1 C…

Discussion

Die beschriebene Methode erlaubt es, die Gewebeinteraktionen zwischen dem basalen Vorderhirn und dem angrenzenden Ektoderm zu untersuchen. Dieser Ansatz unterscheidet sich von bisherigen Vorderhirntransplantationsmethoden dadurch, dass das Spendergewebe auf das ventrale Vorderhirn beschränkt war. Dadurch wird die Transplantation der Neuralleistenzellen eliminiert, von denen gezeigt wurde, dass sie an der Musterung der Gesichtsmorphologie beteiligt sind 9,10. Dah…

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Die in dieser Veröffentlichung berichteten Forschungsarbeiten wurden vom National Institute of Dental and Craniofacial Research der National Institutes of Health unter den Fördernummern R01DE019648, R01DE018234 und R01DE019638 unterstützt.

Materials

1x PBS TEK TEKZR114
35×10 mm Petri dish Falcon 1008
DMEM Thermofisher 11965084
Needle holder Fine Science Tools 26016-12
Neutral Red Sigma 553-24-2
No. 5 Dumont forceps Fine Science Tools 11252-20
Pasteur Pipets Thermofisher 13-678-6B
QCPN antibody Developmental Studies Hybridoma bank, Iowa University, Iowa, USA
Scissors Fine Science Tools 14058-11
Tungsten Needle Fine Science Tools 26000

References

  1. Waddington, C. Developmental Mechanics of Chicken and Duck Embryos. Nature. 125, 924-925 (1930).
  2. Noden, D. M. The role of the neural crest in patterning of avian cranial skeletal, connective, and muscle tissues. Developmental Biology. 96 (1), 144-165 (1983).
  3. Borue, X., Noden, D. M. Normal and aberrant craniofacial myogenesis by grafted trunk somitic and segmental plate mesoderm. Development. 131 (16), 3967-3980 (2004).
  4. Teillet, M. A., Ziller, C., Le Douarin, N. M. Quail-chick chimeras. Methods in Molecular Biology. 461, 337-350 (2008).
  5. Hu, D., Marcucio, R. S., Helms, J. A. A zone of frontonasal ectoderm regulates patterning and growth in the face. Development. 130 (9), 1749-1758 (2003).
  6. Hu, D., Marcucio, R. S. Assessing signaling properties of ectodermal epithelia during craniofacial development. Journal of Visualized Experiments. (49), (2011).
  7. Hu, D., Marcucio, R. S. Unique organization of the frontonasal ectodermal zone in birds and mammals. Developmental Biology. 325 (1), 200-210 (2009).
  8. Griffin, J. N., et al. Fgf8 dosage determines midfacial integration and polarity within the nasal and optic capsules. Developmental Biology. 374 (1), 185-197 (2013).
  9. Schneider, R. A., Helms, J. A. The cellular and molecular origins of beak morphology. Science. 299 (5606), 565-568 (2003).
  10. Tucker, A. S., Lumsden, A. Neural crest cells provide species-specific patterning information in the developing branchial skeleton. Evolution & Development. 6 (1), 32-40 (2004).
  11. Fish, J. L., Schneider, R. A. Assessing species-specific contributions to craniofacial development using quail-duck chimeras. Journal of Visualized Experiments. (87), (2014).
  12. Schneider, R. A. Neural crest and the origin of species-specific pattern. Genesis. 56 (6-7), 23219 (2018).
  13. Sohal, G. S. Effects of reciprocal forebrain transplantation on motility and hatching in chick and duck embryos. Brain Research. 113 (1), 35-43 (1976).
  14. Chen, C. C., Balaban, E., Jarvis, E. D. Interspecies avian brain chimeras reveal that large brain size differences are influenced by cell-interdependent processes. PLoS One. 7 (7), 42477 (2012).
  15. Hu, D., Marcucio, R. S. Neural crest cells pattern the surface cephalic ectoderm during FEZ formation. Developmental Dynamics. 241 (4), 732-740 (2012).
  16. Hu, D., et al. Signals from the brain induce variation in avian facial shape. Developmental Dynamics. 244 (9), 1133-1143 (2015).
  17. Hamburger, V., Hamilton, H. L. A series of normal stages in the development of the chick embryo. Journal of Morphology. 88 (1), 49-92 (1951).
  18. Xu, Q., et al. Correlations Between the Morphology of Sonic Hedgehog Expression Domains and Embryonic Craniofacial Shape. Evolutionary Biology. 42 (3), 379-386 (2015).
  19. Eames, B. F., Schneider, R. A. The genesis of cartilage size and shape during development and evolution. Development. 135 (23), 3947-3958 (2008).
  20. Merrill, A. E., Eames, B. F., Weston, S. J., Heath, T., Schneider, R. A. Mesenchyme-dependent BMP signaling directs the timing of mandibular osteogenesis. Development. 135 (7), 1223-1234 (2008).

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Cite This Article
Hu, D., Marcucio, R. S. Creating Avian Forebrain Chimeras to Assess Facial Development. J. Vis. Exp. (168), e62183, doi:10.3791/62183 (2021).

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