Summary

Imaging in vivo del calcio delle risposte del neurone ganglio genicolato di topo agli stimoli del gusto

Published: February 11, 2021
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Summary

Qui presentiamo come esporre il ganglio genicolato di un topo da laboratorio vivo e anestetizzato e come utilizzare l’imaging del calcio per misurare le risposte degli insiemi di questi neuroni agli stimoli del gusto, consentendo prove multiple con diversi stimolanti. Ciò consente confronti approfonditi di quali neuroni rispondono a quali tastants.

Abstract

Negli ultimi dieci anni, i progressi negli indicatori di calcio geneticamente codificati (GECI) hanno promosso una rivoluzione nell’imaging funzionale in vivo. Utilizzando il calcio come proxy per l’attività neuronale, queste tecniche forniscono un modo per monitorare le risposte delle singole cellule all’interno di grandi insiemi neuronali a una varietà di stimoli in tempo reale. Noi, e altri, abbiamo applicato queste tecniche per immaginare le risposte dei singoli neuroni gangliali genicolati agli stimoli gustavi applicati alle lingue di topi vivi anestetizzati. Il ganglio genicolato è composto dai corpi cellulari dei neuroni gustativi che innervano la lingua e il palato anteriori e da alcuni neuroni somatosensoriali che innervano la pinna dell’orecchio. L’imaging delle risposte evocate dal gusto dei singoli neuroni gangliosi genicolati con GCaMP ha fornito importanti informazioni sui profili di sintonizzazione di questi neuroni nei topi wild-type e un modo per rilevare i fenotipi di errore di gusto periferico nei topi geneticamente manipolati. Qui dimostriamo la procedura chirurgica per esporre il ganglio genicolato, l’acquisizione dell’immagine di fluorescenza GCaMP, i passaggi iniziali per l’analisi dei dati e la risoluzione dei problemi. Questa tecnica può essere utilizzata con GCaMP codificato transgenicamente o con espressione GCaMP mediata da AAV e può essere modificata per l’immagine di particolari sottoinsiemi genetici di interesse (ad esempio, espressione GCaMP mediata da Cre). Nel complesso, l’imaging del calcio in vivo dei neuroni gangliari genicolati è una tecnica potente per monitorare l’attività dei neuroni gustativi periferici e fornisce informazioni complementari alle registrazioni più tradizionali della corda timpani a nervi interi o ai saggi del comportamento del gusto.

Introduction

Un componente chiave del sistema gustatico periferico dei mammiferi è il ganglio genicolato. Oltre ad alcuni neuroni somatosensoriali che innervano la pinna dell’orecchio, il genicolato è costituito dai corpi cellulari dei neuroni gustativi che innervano la lingua e il palato anteriori. Simile ad altri neuroni sensoriali periferici, i neuroni gangliogenici sono pseudo-unipolari con un lungo assone che si proietta perifericamente verso le papille gustative e centralmente verso il nucleo del tronco cerebrale del tratto solitario1. Questi neuroni sono attivati principalmente dal rilascio di ATP da parte delle cellule del recettore del gusto che rispondono agli stimoli del gusto nella cavità orale2,3. L’ATP è un neurotrasmettitore essenziale per la segnalazione del gusto e i recettori P2rx espressi dai neuroni gangliari gustativi sono necessari per la loro attivazione4. Dato che le cellule recettrici del gusto esprimono specifici recettori del gusto per una particolare modalità di gusto (dolce, amaro, salato, umami o acido), è stato ipotizzato che le risposte dei neuroni gangliari gustativi agli stimoli del gusto sarebbero anche strettamente sintonizzate5.

Intere registrazioni nervose hanno mostrato che sia la chorda timone che i nervi petrosali superiori maggiori conducono segnali gustativi che rappresentano tutte e cinque le modalità di gusto al ganglio genicolato6,7. Tuttavia, questo ha ancora lasciato domande sulla specificità delle risposte neuronali a un dato tastant: se ci sono neuroni specifici della modalità di gusto, neuroni polimodali o una miscela di entrambi. Le registrazioni a fibra singola forniscono maggiori informazioni sull’attività delle singole fibre e sulle loro sensibilità chimiche8,9,10,ma questa metodologia è limitata alla raccolta di dati da un piccolo numero di fibre. Allo stesso modo, le registrazioni elettrofisiologiche in vivo di singoli neuroni gangliali genicolati di ratto forniscono informazioni sulle risposte dei singoli neuroni11,12,13, ma perde ancora l’attività della popolazione e produce relativamente poche registrazioni neuronali per animale. Al fine di analizzare i modelli di risposta degli insiemi neuronali senza perdere di vista l’attività dei singoli neuroni, è stato necessario impiegare nuove tecniche.

L’imaging del calcio, in particolare utilizzando indicatori di calcio geneticamente codificati come GCaMP, ha fornito questa svolta tecnica14,15,16,17,18. GCaMP utilizza il calcio come proxy per l’attività neuronale, aumentando la fluorescenza verde all’aumentare dei livelli di calcio all’interno della cellula. Nuove forme di GCaMP continuano ad essere sviluppate per migliorare il rapporto segnale/rumore, regolare la cinetica di legame e adattarsi per esperimenti specializzati19. GCaMP fornisce una risoluzione a singolo neurone, a differenza della registrazione dell’intero nervo, e può misurare contemporaneamente le risposte di insiemi di neuroni, a differenza della registrazione a fibra singola o singola cellula. L’imaging del calcio dei gangli genicolati ha già fornito importanti informazioni sui profili di sintonizzazione di questi neuroni nei topi wild-type16,20e ha identificato fenotipi di miswiring del gusto periferico nei topi geneticamente manipolati18.

Una delle maggiori difficoltà nell’applicare tecniche di imaging del calcio in vivo al ganglio genicolato è che è incapsulato all’interno della bolla timpanica ossea. Per ottenere l’accesso ottico al genicolato, è necessario un delicato intervento chirurgico per rimuovere gli strati di ossa, mantenendo intatto il ganglio. A tal fine, abbiamo creato questa guida per aiutare altri ricercatori ad accedere al ganglio genicolato e immaginare le risposte fluorescenti mediate da GCaMP di questi neuroni per gustare gli stimoli in vivo.

Protocol

I protocolli sugli animali sono stati esaminati e approvati dai comitati istituzionali per la cura e l’uso degli animali dell’Università del Texas a San Antonio. 1. Configurazione pre-operatoria NOTA: Si prega di notare che la configurazione iniziale dell’apparecchiatura non è affrontata qui, in quanto varierà in base al sistema di pompaggio, al microscopio, alla fotocamera e al software di imaging utilizzato. Per le istruzioni di configurazione, fare riferimento a…

Representative Results

Seguendo il protocollo, un animale transgenico Snap25-GCaMP6s è stato sedato, i gangli genicolati sono stati esposti e il tastant è stato applicato alla lingua durante la registrazione del video. Lo scopo dell’esperimento era quello di definire quali tastants hanno suscitato risposte da ciascuna cellula. I tanci (30 mM AceK, 5 mM chinino, 60 mM NaCl, 50 mM IMP + 1 mM MPG, 50 mM acido citrico)18 sono stati disciolti in acqua DI e sono stati applicati alla lingua per 2 s separati da 13 s di acqua …

Discussion

Questo lavoro descrive un protocollo passo-passo per esporre chirurgicamente il ganglio genicolato e registrare visivamente l’attività dei suoi neuroni con GCaMP6s. Questa procedura è molto simile a quella descritta in precedenza17, con alcune eccezioni degne di nota. In primo luogo, l’uso di un palo della testa consente una facile regolazione del posizionamento della testa durante l’intervento chirurgico. In secondo luogo, per quanto riguarda la consegna dello stimolo, l’approccio di Wu e Dvory…

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Gli autori ringraziano S. Humayun per l’allevamento dei topi. Il finanziamento per questo lavoro è stato fornito in parte dal Brain Health Consortium Graduate and Postdoctoral Seed Grant (B.E.F.) dell’UTSA e dal NIH-SC2-GM130411 a L.J.M.

Materials

1 x #5 Inox Forceps Fine Science Tools NC9792102
1ml Syringe with luer lock Fisher Scientific 14-823-30
2 x #3 Inox Forceps Fine Science Tools M3S 11200-10
27 Gauge Blunt Dispensing Needle Fisher Scientific NC1372532
3M Vetbond Fisher Scientific NC0398332
4-40 Machine Screw Hex Nuts Fastenere 3SNMS004C
4-40 Socket Head Cap Screw Fastenere 3SSCS04C004
Absorbent Points Fisher Scientific 50-930-668
Acesulfame K Fisher Scientific A149025G
Artificial Tears Akorn 59399-162-35
BD Allergist Trays with Permanently Attached Needle Fisher Scientific 14-829-6D
Blunt Retractors FST 18200-09
Breadboard Thor Labs MB8
Citric Acid Fisher Scientific A95-3
Cohan-Vannas Spring Scissors Fine Science Tools 15000-02
Contemporary Ortho-Jet Liquid Lang 1504
Contemporary Ortho-Jet Powder Lang 1520
Cotton Tipped Applicators Fisher 19-062-616
Custom Head Post Holder eMachineShop See attached file 202410.ems
Custom Metal Head Post eMachineShop See attached file 202406.ems
DC Temperature Controller FHC 40-90-8D
Digital Camera, sCMOS OrcaFlash4 Microscope Mounted Hamamatsu C13440
Disection Scope Leica M80
Hair Clippers Kent Scientific CL7300-Kit
IMP Fisher Scientific AAJ6195906
Ketamine Ketaved NDC 50989-996-06
LED Cold Light Source Leica Mcrosystems KL300LED
Luer Lock 1/16" Tubing Adapters Fisher 01-000-116
Microscope Olympus BX51WI
Mini-series Optical Posts Thorlabs MS2R
MPG Fisher Scientific AAA1723230
MXC-2.5 Rotatable probe Clamp Siskiyou 14030000E
NaCl Fisher Scientific 50-947-346
petri dishes Fisher Scientific FB0875713A
Pressurized air Airgas AI Z300
Quinine Fisher Scientific AC163720050
Self Sticking Labeling Tape Fisher Scientific 159015R
Silicone Pinch Valve Tubing 1/32" x 1/16" o.d. (per foot) Automate Scientific 05-14
Sola SM Light Engine Lumencor
Snap25-2A-GCaMP6s-D JAX 025111
Student Fine Scissors Fine Science Tools 91460-11
Surgical Probe Roboz Surgical Store RS-6067
Surgical Probe Holder Roboz Surgical Store RS-6061
Thread Gütermann 02776
BD Intramedic Tubing Fisher Scientific 22-046941
Two Stage Gas Regulator Airgas Y12FM244B580-AG
Tygon vinyl tubing – 1/16" Automate Scientific 05-11
Valvelink8.2 digital/manual controller Automate Scientific 01-18
Valvelink8.2 Pinch Valve Perfusion System Automate Scientific 17-pp-54
Xylazine Anased NADA# 139-236

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Cite This Article
Fowler, B. E., Macpherson, L. J. In vivo Calcium Imaging of Mouse Geniculate Ganglion Neuron Responses to Taste Stimuli. J. Vis. Exp. (168), e62172, doi:10.3791/62172 (2021).

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