JoVE Journal > Neuroscience
Summary
Abstract
Introduction
Protocol
Results
Discussion
Disclosures
Acknowledgements
Materials
References
עברית

Automatically Generated
Please note that all translations are automatically generated. Click here for the English version.
Neuroscience

בסיס בסיס צלחת למדידת שחרור מונואמין אנדוגני בפרוסות מוח חריפות

Published: August 11, 2021
doi:
10.3791/62127
, , ,
1Department of Medicine, School of Medicine,Universidad de Atacama, 2Department of Molecular, Cellular, and Biomedical Sciences,City University of New York School of Medicine at City College, 3Department of Pharmacology and Therapeutics,University of Florida College of Medicine

Summary

שיטה זו מציגה טכניקה פשוטה לזיהוי של שחרור מונואמין אנדוגני באמצעות פרוסות מוח חריפות. ההתקנה משתמשת בלוח 48 באר המכיל מחזיק רקמות לשחרור מונואמין. מונואמין ששוחרר מנותח על ידי HPLC יחד עם זיהוי אלקטרוכימי. בנוסף, טכניקה זו מספקת שיטת סינון לגילוי סמים.

Abstract

נוירוטרנסמיטורים מונואמין קשורים ל מחלות נוירולוגיות ופסיכיאטריות רבות. מודלים בעלי חיים של תנאים כאלה הראו שינויים בשחרור נוירוטרנסמיטר מונואמין דינמיקה ספיגה. שיטות מורכבות מבחינה טכנית כגון אלקטרופיזיולוגיה, סקירה מהירה ולטמטריה מחזורית (FSCV), הדמיה, מיקרודיאליזה ויוו, אופטוגנטיקה, או שימוש רדיואקטיביות נדרשים ללמוד תפקוד מונואמין. השיטה המוצגת כאן היא גישה דו-שלבית ממוטבת לזיהוי שחרור מונואמין בפרוסות מוח חריפות באמצעות צלחת 48 באר המכילה מחזיקי רקמות לבחינת שחרור מונואמין, וכרומטוגרפיה נוזלית בעלת ביצועים גבוהים בשילוב עם זיהוי אלקטרוכימי (HPLC-ECD) למדידת שחרור מונואמין. בקצרה, חלקים במוח חולדה המכילים אזורים של עניין, כולל קליפת המוח הקדם מצחית, היפוקמפוס, וסטריאטום שרירי אל-קדם הושגו באמצעות פורס רקמות או ויברטום. אזורים מעניינים אלה נותחו מכל המוח ודגרו במאגר פיזיולוגי מחומצן. הכדאיות נבדקה לאורך כל קורס הזמן הניסיוני, על ידי בדיקה 3-(4,5-דימתילתיאזול-2-yl)-2,5-דיפנילטטרזוליום ברומיד (MTT). אזורי המוח ניתחו באופן חריף דוגרו בתנאי סמים שונים הידועים כמזינים לשחרור מונואמין באמצעות המשגר (אמפטמין) או באמצעות הפעלה של שחרור אופניים אקסוציאוטיים (KCl). לאחר הדגירה, המוצרים שפורסמו בסופרנט נאספו ונותחו באמצעות מערכת HPLC-ECD. כאן, שחרור מונואמין בזאלי מזוהה על ידי HPLC מפרוסות מוח חריפות. נתונים אלה תומכים בתוצאות קודמות של vivo ו- in vitro המראים כי AMPH ו- KCl גורמים לשחרור מונואמין. שיטה זו שימושית במיוחד לחקר מנגנונים הקשורים לשחרור תלוי מונואמין טרנספורטר ומספקת הזדמנות לסנן תרכובות המשפיעות על שחרור מונואמין באופן מהיר ובעלות נמוכה.

Introduction

שפע של מחלות נוירולוגיות ופסיכיאטריות קשורות dysregulation או תחזוקה מספקת של נוירוטרנסמיטר מונואמין (דופמין [DA], סרוטונין [5-HT], נוראדרנלין [NE]) הומאוסטזיס1,2,3. תנאים אלה כוללים, אך אינם מוגבלים, דיכאון1,2, סכיזופרניה2, חרדה2, התמכרות4, גיל המעבר5,6,7, pain8, ומחלת פרקינסון3. לדוגמה, מספר מודלים חולדה של גיל המעבר הראו כי dysregulation או הפחתת מונומינים בתוך ההיפוקמפוס, קליפת המוח הקדם מצחית, סטריאטום עשוי להיות קשור הן דיכאון וירידה קוגניטיבית, אשר נראה אצל נשים חווה גיל המעבר. dysregulation של מונומינים בדגמים אלה נבדקו בהרחבה באמצעות HPLC-ECD, אם כי המחקרים לא להפלות בין תוכן נוירוטרנסמיטר נמדד לעומת שחרור נוירוטרנסמיטר 5,6,7. מונומינים משתחררים באופן קלאסי לחלל החוץ-תאי באמצעות שחרור רכבים תלוי Ca2+, והם ממוחזרים בחזרה דרך מערכת ספיגה מחדש של קרום הפלזמה שלהם (משגר דופמין, DAT; טרנספורטר סרוטונין, SERT; משגר נוראדרנלין, NET)10,11. לעומת זאת, הנתונים מצביעים על כך שמשגרים אלה מסוגלים לשחרר או efflux monoamines, שכן תרופות של התעללות כגון אמפטמין (AMPH) ו 3,4-מתילנדיוקסימטאמפטמין (MDMA) ידועים לשחרר DA ו 5-HT, בהתאמה באמצעות מערכות טרנספורטר שלהם12,13,14,15,16,17 . לכן, הבנה מכנית נכונה של דינמיקת שחרור מונואמין חיונית לפיתוח תרופות ספציפיות וממוקחות.

מגוון רחב של טכניקות שימשו לחקר שחרור מונואמין כגון Voltammetry מחזורי סריקה מהירה (FSCV)18, ב microdialysis vivo13, הדמיה19, דגירה מוקדמת עם מונומימינים radiolabeled20, אופטוגנטיקה, ולאחרונה, חיישנים פלואורסצנטיים מקודדים גנטית ו photometry21,22 . FSCV ו- in vivo microdialysis הן הטכניקות העיקריות המשמשות לחקר שחרור מונואמין. FSCV משמש לחקר שחרור אקסוציאוטי מגורה של, בעיקר, DA בפרוסות מוח חריפה ב- vivo23. מכיוון ש- FSCV משתמש באלקטרודות כדי לעורר או לעורר שחרור, המקור העיקרי לשחרור נוירוטרנסמיטר הוא שחרור רכבים תלוי Ca2+18,24,25,26,27,28,29,30,31 . במיקרודיאליזה של Vivo בשילוב עם HPLC מודדים שינויים ברמות הנוירוטרנסמיטר החוץ-תאי באמצעות בדיקה הממוקמת באזור מוח של עניין13,32. בדומה ל- FSCV, מגבלה מרכזית למיקרודיאליזה של ויוו היא הקושי לקבוע את מקור שחרור הנוירוטרנסמיטר: שחרור רכב תלוי Ca2+ או טרנספורטר תלוי. ראוי לציון, שתי השיטות מאפשרות מדידה ישירה של שחרור מונואמין. באמצעות ההתקדמות האחרונה של אופטוגנטיקה, המחקר מדגים זיהוי של שחרור 5-HT ו DA ב- תוחלת זמן קצרה עם ספציפיות מעולה סוג תא21,22. עם זאת, אסטרטגיות אלה דורשות טכניקות וציוד מורכבים ויקרים, ולמדוד בעקיפין שחרור מונואמין, במיוחד באמצעות מונואמין מחייב קולטנים. יתר על כן, מונמינים radiolabeled משמשים גם לחקר דינמיקת מונואמין. מונומינים Radiolabeled עשוי להיות טעון מראש לתוך מערכות מודל שונות כגון תאים הטרולוגיים overexpressing כל משגר מונואמין20,33,34,35,36,37,38,39,40, נוירונים ראשוניים20, synaptosomes33,39,41, 42, ופרוסות מוח חריפות43,44. עם זאת, רדיואקטיביות מהווה נזק פוטנציאלי לנסיין, וייתכן שהניתוחים המסומנים על ידי טריטיום לא יתמכו בנאמנות על דינמיקת מונואמין אנדוגני45,46. מערכות Superfusion בשילוב עם שיטות זיהוי לא קו כגון HPLC-ECD אפשרו זיהוי של מונומינים ממקורות רקמות מרובים. כאן, פרוטוקול זה מספק כשיטה ממוטבת ובעלות נמוכה, פשוטה ומדויקת באמצעות פרוסות מוח חריפות כדי למדוד ישירות את שחרור הבזל אנדוגני ומונואמין מגורה.

פרוסות מוח חריפות מאפשרות לבחון השערות מכאניסטיות, בעיקר כאשר הן משמרות את המיקרו-סביבה האנטומית, ושומרות על סינפסות שלמות47,48,49,50,51,52. במספר מחקרים, פרוסות מוח חריפות או רקמת מוח קצוצה שימשו בשילוב עם טכניקת superfusion באמצעות KCl כדי לעורר Ca2 + שחרור מתווך53,54,55,56. מערכות Superfusion היו קריטיות כדי לקדם את ההבנה של השדה של מנגנוני שחרור נוירוטרנסמיטר, כולל מונונמינים. עם זאת, מערכות אלה יקרות יחסית, ומספר התאים הזמינים לניתוח רקמות נע בין 4-12. לשם השוואה, השיטה המוצגת כאן היא זולה, מאפשרת מדידה של 48 דגימות רקמה, וניתן לזקק אותו לשימוש עד 96 דגימות רקמה. כל באר בתוך צלחת 48-well מכיל מחזיקי רקמות המשתמשים במסננים כדי להפריד את המוצר ששוחרר מן הרקמה, מונמינים משוחררים נאספים לאחר מכן מנותחים על ידי HPLC-ECD. חשוב לציין, שיטה זו מאפשרת מדידה סימולטנית של 5-HT, DA, ו- NE לשחרר מאזורים שונים במוח כגון קליפת המוח הקדם מצחית, ההיפוקמפוס, ואת סטריאטום געש לאחר טיפול עם סוכנים פרמקולוגיים המווסתים שחרור מונואמין. לכן, הנסיין יכול לענות על שאלות מרובות באמצעות מערכת רב-באר זולה המגבירה את מספר הדגימות שנבדקו ובכך מפחיתה את מספר בעלי החיים המשמשים.

Protocol

כל הניסויים, כולל טיפול בבעלי חיים ואיסוף רקמות, בוצעו בהתאם לאוניברסיטת פלורידה ולוועדת הטיפול והשימוש בבעלי חיים של המכללה העירונית של ניו יורק (IACUC), בעקבות הפרוטוקול המאושר 201508873 (UF) ו- 1071 (CCNY). עבור ריאגנטים ומאגר אנא עיין בקובץ המשלים. 1. הכן פרוסות מוח חולדה חריפה<…

Representative Results

טכניקה זו מתארת את השימוש בפרוסות המוח כדי למדוד את שחרורם של מונומינים אנדוגניים באמצעות HPLC עם זיהוי אלקטרוכימי המבוסס על צלחת 48 באר עם מחזיק רקמות פנימי. מערך ניסיוני מתואר באיור 1 ובאיור 2. בתחילה, כדי להבטיח את הכדאיות של הרקמה עד סוף הנ…

Discussion

מדידות שחרור מונואמין בוצעו במשך שנים במספר מערכות כגון תאים הטרולוגיים, תרביות עצביות, סינפטוזומים במוח, פרוסות מוח חריפות ex vivo, ובעלי חיים שלמים13,20,41,42,58,64,65,66,67,68</s…

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

עבודה זו נתמכה על ידי מענקים קרן ייזום Fondecyt N 11191049 J.A.P. ו NIH מענק DA038598 ל- G.E.T.

Materials

48 Well plate NA NA Assay
Acetonitrile Fischer Scientific A998-1 Mobile Phase
Calcium Chloride Ahydrous Sigma Aldrich C1016 Modified Artifical Cerebrospinal Fluid OR Efflux Buffer
Clarity Software Anetc
Citric Acid Sigma Aldrich Mobile Phase
D-(+)-Glucose Sigma 1002608421 Dissection Buffer
DMF Sigma Aldrich D4551 MTT Assay
EDTA-Na2 Sigma Aldrich Mobile Phase
GraphPad Software Graphpad Software, Inc Statistical Analysis
Glycerol Sigma Aldrich G5516 Lysis buffer
HEPES Sigma Aldrich H3375 Lysis buffer
HPLC, Decade Amperometric Anetc HPLC, LC-EC system
HPLC Amuza HPLC HTEC-510.
L-Asrobic Acid Sigma Aldrich A5960 Dissection Buffer
Magnesium Sulfate Sigma 7487-88-9 KH Buffer
Microcentrifuge Filter Units UltraFree Millipore C7554 Assay – 6 to fit in 48 well plate
MTT Thermo Fisher M6494 MTT Assay
Nanosep VWR 29300-606 Assay; protein assay
Octanesulfonic acid Sigma Aldrich V800010 Mobile Phase
Pargyline Clorohydrate Sigma Aldrich P8013 Modified Artifical Cerebrospinal Fluid OR Efflux Buffer
Phosphoric Acid Sigma Aldrich Mobile Phase
Potassium Chloride Sigma 12636 KH Buffer
Potassium Phosphate Monobasic Sigma 1001655559 KH Buffer
Precisonary VF-21-0Z Precissonary Compresstome
Protease Inhibitor Cocktail Sigma Aldrich P2714 Lysis buffer.
Sodium Bicarbonate Sigma S5761 Dissection Buffer
Sodium Bicarbonate Sigma Aldrich S5761 Dissection Buffer
Sodium Chloride Sigma S3014 KH Buffer
Sodium Dodecyl Sulfate Sigma Aldrich L3771 Lysis buffer
Triton X-100 Sigma Aldrich T8787 MTT Assay / Lysis buffer
DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Jesulola, E., Micalos, P., Baguley, I. J. Understanding the pathophysiology of depression: From monoamines to the neurogenesis hypothesis model – are we there yet. Behavioural Brain Research. 341, 79-90 (2018).
  2. Krystal, J. H., D’Souza, D. C., Sanacora, G., Goddard, A. W., Charney, D. S. Current perspectives on the pathophysiology of schizophrenia, depression, and anxiety disorders. Medical Clinics of North America. 85 (3), 559-577 (2001).
  3. Barone, P. Neurotransmission in Parkinson’s disease: beyond dopamine. European Journal of Neurology. 17 (3), 364-376 (2010).
  4. Howell, L. L., Kimmel, H. L. Monoamine transporters and psychostimulant addiction. Biochemical Pharmacology. 75 (1), 196-217 (2008).
  5. Kirshner, Z. Z., et al. Impact of estrogen receptor agonists and model of menopause on enzymes involved in brain metabolism, acetyl-CoA production and cholinergic function. Life Sciences. 256, 117975 (2020).
  6. Long, T., et al. Comparison of transitional vs surgical menopause on monoamine and amino acid levels in the rat brain. Molecular and Cellular Endocrinology. 476, 139-147 (2018).
  7. Long, T., et al. Estradiol and selective estrogen receptor agonists differentially affect brain monoamines and amino acids levels in transitional and surgical menopausal rat models. Molecular and Cellular Endocrinology. 496, 110533 (2019).
  8. Burke, N. N., et al. Enhanced nociceptive responding in two rat models of depression is associated with alterations in monoamine levels in discrete brain regions. Neuroscience. 171 (4), 1300-1313 (2010).
  9. Lane, J. D., Aprison, M. H. Calciumm-dependent release of endogenous serotonin, dopamine and norepinephrine from nerve endings. Life Sciences. 20 (4), 665-671 (1977).
  10. Ramamoorthy, S., Shippenberg, T. S., Jayanthi, L. D. Regulation of monoamine transporters: Role of transporter phosphorylation. Pharmacology and Therapeutics. 129 (2), 220-238 (2011).
  11. Torres, G. E., Gainetdinov, R. R., Caron, M. G. Plasma membrane monoamine transporters: structure, regulation and function. Nature Reviews. Neuroscience. 4 (1), 13-25 (2003).
  12. Hilber, B., et al. Serotonin-transporter mediated efflux: A pharmacological analysis of amphetamines and non-amphetamines. Neuropharmacology. 49 (6), 811-819 (2005).
  13. Mauna, J. C., et al. G protein βγ subunits play a critical role in the actions of amphetamine. Translational Psychiatry. 9 (1), 81 (2019).
  14. Sitte, H. H., Freissmuth, M. Amphetamines, new psychoactive drugs and the monoamine transporter cycle. Trends in Pharmacological Sciences. 36 (1), 41-50 (2015).
  15. Johnson, L. A., Guptaroy, B., Lund, D., Shamban, S., Gnegy, M. E. Regulation of amphetamine-stimulated dopamine efflux by protein kinase C β. Journal of Biological Chemistry. 280 (12), 10914-10919 (2005).
  16. Kahlig, K. M., et al. Amphetamine induces dopamine efflux through a dopamine transporter channel. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 102 (9), 3495-3500 (2005).
  17. Kantor, L., Hewlett, G. H. K., Gnegy, M. E. Enhanced amphetamine- and K+ -mediated dopamine release in rat striatum after repeated amphetamine: differential requirements for Ca 2+ – and calmodulin-dependent phosphorylation and synaptic vesicles. The Journal of Neuroscience. 19 (10), 3801-3808 (2018).
  18. Brodnik, Z. D., et al. Susceptibility to traumatic stress sensitizes the dopaminergic response to cocaine and increases motivation for cocaine. Neuropharmacology. 125, 295-307 (2017).
  19. Henke, A., et al. Toward serotonin fluorescent false neurotransmitters: development of fluorescent dual serotonin and vesicular monoamine transporter substrates for visualizing serotonin neurons. ACS Chemical Neuroscience. 9 (5), 925-934 (2018).
  20. Garcia-Olivares, J., et al. Gβγ subunit activation promotes dopamine efflux through the dopamine transporter. Molecular Psychiatry. 22 (12), 1673-1679 (2017).
  21. Xiao, N., Privman, E., Venton, B. J. Optogenetic control of serotonin and dopamine release in Drosophila larvae. ACS Chemical Neuroscience. 5 (8), 666-673 (2014).
  22. Bass, C. E., et al. Optogenetic control of striatal dopamine release in rats. Journal of Neurochemistry. 114 (5), 1344-1352 (2010).
  23. Stamford, J. A. Fast cyclic voltammetry: measuring transmitter release in “real time”. Journal of Neuroscience Methods. 34 (1-3), 67-72 (1990).
  24. Brodnik, Z. D., Ferris, M. J., Jones, S. R., España, R. A. Reinforcing doses of intravenous cocaine produce only modest dopamine uptake inhibition. ACS Chemical Neuroscience. 8 (2), 281-289 (2017).
  25. Brodnik, Z. D., España, R. A. Dopamine uptake dynamics are preserved under isoflurane anesthesia. Neuroscience Letters. 606, 129-134 (2015).
  26. Ferris, M. J., Calipari, E. S., Yorgason, J. T., Jones, S. R. Examining the complex regulation and drug-induced plasticity of dopamine release and uptake using voltammetry in brain slices. ACS Chemical Neuroscience. 4 (5), 693-703 (2013).
  27. Siciliano, C. A., Calipari, E. S., Ferris, M. J., Jones, S. R. Biphasic mechanisms of amphetamine action at the dopamine terminal. The Journal of Neuroscience The Official Journal of the Society for Neuroscience. 34 (16), 5575-5582 (2014).
  28. Rice, M. E., et al. Direct monitoring of dopamine and 5-HT release in substantia nigra and ventral tegmental area in vitro. Experimental Brain Research. 100 (3), 395-406 (1994).
  29. Bunin, M. A., Prioleau, C., Mailman, R. B., Wightman, R. M. Release and uptake rates of 5-hydroxytryptamine in the dorsal raphe and substantia nigra reticulata of the rat brain. Journal of Neurochemistry. 70 (3), 1077-1087 (1998).
  30. Park, J., Takmakov, P., Wightman, R. M. In vivo comparison of norepinephrine and dopamine release in rat brain by simultaneous measurements with fast-scan cyclic voltammetry. Journal of Neurochemistry. 119 (5), 932-944 (2011).
  31. Park, J., Bhimani, R. V., Bass, C. E. In vivo electrochemical measurements of norepinephrine in the brain: current status and remaining challenges. Journal of the Electrochemical Society. 165 (12), 3051-3056 (2018).
  32. Butcher, S. P., Fairbrother, I. S., Kelly, J. S., Arbuthnott, G. W. Amphetamine-induced dopamine release in the rat striatum: an in vivo microdialysis study. Journal of Neurochemistry. 50 (2), 346-355 (1988).
  33. Garcia-Olivares, J., et al. Inhibition of dopamine transporter activity by G protein βγ subunits. PLoS One. 8 (3), 1-9 (2013).
  34. Carneiro, A. M. D., Blakely, R. D. Serotonin-, protein kinase C-, and Hic-5-associated redistribution of the platelet serotonin transporter. Journal of Biological Chemistry. 281 (34), 24769-24780 (2006).
  35. Rajamanickam, J., et al. Akt-mediated regulation of antidepressant-sensitive serotonin transporter function, cell-surface expression and phosphorylation. The Biochemical Journal. 468 (1), 177-190 (2015).
  36. Egaña, L. A., et al. Physical and functional interaction between the dopamine transporter and the synaptic vesicle protein synaptogyrin-3. The Journal of Neuroscience The Official Journal of the Society for Neuroscience. 29 (14), 4592-4604 (2009).
  37. Guptaroy, B., Fraser, R., Desai, A., Zhang, M., Gnegy, M. E. Site-directed mutations near transmembrane domain 1 alter conformation and function of norepinephrine and dopamine transporters. Molecular Pharmacology. 79 (3), 520-532 (2011).
  38. Ordway, G. A., et al. Norepinephrine transporter function and desipramine: Residual drug effects versus short-term regulation. Journal of Neuroscience Methods. 143 (2), 217-225 (2005).
  39. Steinkellner, T., et al. Amphetamine action at the cocaine- and antidepressant-sensitive serotonin transporter is modulated by CaMKII. Journal of Neuroscience. 35 (21), 8258-8271 (2015).
  40. Guptaroy, B., et al. A juxtamembrane mutation in the N terminus of the dopamine transporter induces preference for an inward-facing conformation. Molecular Pharmacology. 75 (3), 514-524 (2009).
  41. Carpenter, C., et al. Direct and systemic administration of a CNS-permeant tamoxifen analog reduces amphetamine-induced dopamine release and reinforcing effects. Neuropsychopharmacology. 42 (10), 1940-1949 (2017).
  42. Aquino-Miranda, G., Escamilla-Sánchez, J., González-Pantoja, R., Bueno-Nava, A., Arias-Montaño, J. -. A. Histamine H3 receptor activation inhibits dopamine synthesis but not release or uptake in rat nucleus accumbens. Neuropharmacology. 106, 91-101 (2016).
  43. Reddy, I. A., et al. Glucagon-like peptide 1 receptor activation regulates cocaine actions and dopamine homeostasis in the lateral septum by decreasing arachidonic acid levels. Translational Psychiatry. 6 (5), 809 (2016).
  44. Koutzoumis, D. N., et al. Alterations of the gut microbiota with antibiotics protects dopamine neuron loss and improve motor deficits in a pharmacological rodent model of Parkinson’s disease. Experimental Neurology. 325, 113159 (2020).
  45. Herdon, H., Strupish, J., Nahorski, S. R. Differences between the release of radiolabelled and endogenous dopamine from superfused rat brain slices: Effects of depolarizing stimuli, amphetamine and synthesis inhibition. Brain Research. 348 (2), 309-320 (1985).
  46. Thongsaard, W., Kendall, D. A., Bennett, G. W., Marsden, C. A. A simple method for measuring dopamine release from rat brain slices. Journal of Pharmacological and Toxicological Methods. 37 (3), 143-148 (1997).
  47. Dorris, D. M., Hauser, C. A., Minnehan, C. E., Meitzen, J. An aerator for brain slice experiments in individual cell culture plate wells. Journal of Neuroscience Methods. 238, 1-10 (2014).
  48. Humpel, C. Organotypic brain slice cultures: a review. Neuroscience. 305, 86-98 (2015).
  49. Papouin, T., Haydon, P. Obtaining acute brain slices. BIO-PROTOCOL. 8 (2), 477-491 (2018).
  50. Collingridge, G. L. The brain slice preparation: a tribute to the pioneer Henry McIlwain. Journal of Neuroscience Methods. 59 (1), 5-9 (1995).
  51. Yamamoto, C., McIlwain, H. Electrical activities in thin sections from the mammalian brain maintained in chemically-defined media in vitro. Journal of Neurochemistry. 13 (12), 1333-1343 (1966).
  52. Buskila, Y., et al. Extending the viability of acute brain slices. Scientific Reports. 4, 4-10 (2014).
  53. Kako, H., Fukumoto, S., Kobayashi, Y., Yokogoshi, H. Effects of direct exposure of green odour components on dopamine release from rat brain striatal slices and PC12 cells. Brain Research Bulletin. 75 (5), 706-712 (2008).
  54. McBride, W. J., Murphy, J. M., Lumeng, L., Li, T. -. K. Effects of ethanol on monoamine and amino acid release from cerebral cortical slices of the alcohol-preferring P line of rats. Alcoholism: Clinical and Experimental Research. 10 (2), 205-208 (1986).
  55. Chen, J. C., Turiak, G., Galler, J., Volicer, L. Effect of prenatal malnutrition on release of monoamines from hippocampal slices. Life Sciences. 57 (16), 1467-1475 (1995).
  56. Becker, J. B., Castañeda, E., Robinson, T. E., Beer, M. E. A simple in vitro technique to measure the release of endogenous dopamine and dihydroxyphenylacetic acid from striatal tissue using high performance liquid chromatography with electrochemical detection. Journal of Neuroscience Methods. 11 (1), 19-28 (1984).
  57. Paxinos, G., Watson, C. . The Rat Brain in Stereotaxic Coordinates. , (2007).
  58. Dailey, J. W., Reith, M. E. A., Steidley, K. R., Milbrandt, J. C., Jobe, P. C. Carbamazepine-induced release of serotonin from rat hippocampus in vitro. Epilepsia. 39 (10), 1054-1063 (1998).
  59. Buskila, Y., et al. Extending the viability of acute brain slices. Scientific Reports. 4, 5309 (2014).
  60. Mewes, A., Franke, H., Singer, D. Organotypic brain slice cultures of adult transgenic P301S mice-A model for tauopathy studies. PLoS One. 7 (9), (2012).
  61. Rönicke, R., et al. AB mediated diminution of MTT reduction – An artefact of single cell culture. PLoS One. 3 (9), (2008).
  62. Ihalainen, J. A., Riekkinen, P., Feenstra, M. G. P. Comparison of dopamine and noradrenaline release in mouse prefrontal cortex, striatum and hippocampus using microdialysis. Neuroscience Letters. 277 (2), 71-74 (1999).
  63. Richards, D. A., Obrenovitch, T. P., Symon, L., Curzon, G. Extracellular dopamine and serotonin in the rat striatum during transient ischaemia of different severities: a microdialysis study. Journal of Neurochemistry. 60 (1), 128-136 (1993).
  64. Fog, J. U., et al. Calmodulin kinase II interacts with the dopamine transporter C terminus to regulate amphetamine-induced reverse transport. Neuron. 51 (4), 417-429 (2006).
  65. Balázsa, T., Bíró, J., Gullai, N., Ledent, C., Sperlágh, B. CB1-cannabinoid receptors are involved in the modulation of non-synaptic [3H]serotonin release from the rat hippocampus. Neurochemistry International. 52 (1), 95-102 (2008).
  66. Schechter, L. E. The potassium channel blockers 4-aminopyridine and tetraethylammonium increase the spontaneous basal release of [3H]5-hydroxytryptamine in rat hippocampal slices. The Journal of Pharmacology and Experimental Therapeutics. 282 (1), 262-270 (1997).
  67. Boudanova, E., Navaroli, D. M., Stevens, Z., Melikian, H. E. Dopamine transporter endocytic determinants: carboxy terminal residues critical for basal and PKC-stimulated internalization. Molecular and Cellular Neuroscience. 39 (2), 211-217 (2008).
  68. Bowyer, J. F., et al. Interactions of MK-801 with glutamate-, glutamine- and methamphetamine-evoked release of [3H]dopamine from striatal slices. The Journal of Pharmacology and Experimental Therapeutics. 257 (1), 262-270 (1991).
  69. Perszyk, R. E., et al. GluN2D-containing N-methyl-D-aspartate receptors mediate synaptic transmission in hippocampal interneurons and regulate interneuron activity. Molecular Pharmacology. 90 (6), 689-702 (2016).
  70. Jones, S. R., et al. Profound neuronal plasticity in response to inactivation of the dopamine transporter. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 95 (7), 4029-4034 (1998).
  71. Jedema, H. P., Narendran, R., Bradberry, C. W. Amphetamine-induced release of dopamine in primate prefrontal cortex and striatum: striking differences in magnitude and timecourse. Journal of Neurochemistry. 130, 490-497 (2014).
  72. Buchmayer, F., et al. Amphetamine actions at the serotonin transporter rely on the availability of phosphatidylinositol-4,5-bisphosphate. Proceedings of the National Academy of Sciences. 110 (28), 11642-11647 (2013).

Tags

Endogenous Monoamine ReleaseBrain SlicesPlate-based AssayDorsal StriatumHippocampusEfflux BufferPharmacological ConditionsVesicular ReleaseTransporter-mediated Release

Play Video
PDF
DOI
DOWNLOAD MATERIALS LIST
Cite This Article
Pino, J. A., Awadallah, N., Norris, A. M., Torres, G. E. A Plate-Based Assay for the Measurement of Endogenous Monoamine Release in Acute Brain Slices. J. Vis. Exp. (174), e62127, doi:10.3791/62127 (2021).
Download Citation
Reprints and Permissions

View Video

✖

To prove you're not a robot, please enter the text in the image below

CAPTCHA Image
Play CAPTCHA Audio
Refresh Image