Summary

Mantar Formu, Sirkülasyon ve Damak Tat Tomurcuklarının Bütün Montajlı Boyama, Görselleştirme ve Analizi

Published: February 11, 2021
doi:

Summary

Bu makalede, sürekli olarak bütün ve bozulmamış tat tomurcukları (içlerini saran sinir lifleri dahil) veren ve tat tomurcukları ile çevresindeki papilla içindeki yapılar arasındaki ilişkileri koruyan tüm mantar formu, sirküvallat ve damak tadı tomurcuklarının doku hazırlama, boyama ve analizi için yöntemler açıklanmaktadır.

Abstract

Tat tomurcukları, ağız boşluğundaki kimyasal uyaranların alt kümelerini tespit etmek için uzmanlaşmış tat dönüştürücü hücrelerin koleksiyonlarıdır. Bu transdüksiyon hücreleri, bu bilgiyi beyne taşıyan sinir lifleriyle iletişim kurar. Tat alıcı hücreler sürekli olarak öldüğünden ve yetişkinlik boyunca değiştirildiğinden, tat alma ortamı hem karmaşık hem de dinamiktir ve hücre türlerinin, konumlarının ve aralarındaki fiziksel ilişkilerin ayrıntılı analizlerini gerektirir. Ayrıntılı analizler, antikor geçirgenliğini önemli ölçüde azaltan dil-doku heterojenliği ve yoğunluğu ile sınırlanmıştır. Bu engeller, ölçümlerin yalnızca yaklaşık olması ve hücre ilişkilerinin kaybolması için tat tomurcuklarının bölümler arasında bölünmesiyle sonuçlanan bölümleme protokolleri gerektirir. Bu zorlukların üstesinden gelmek için, burada açıklanan yöntemler, üç tat bölgesinden tüm tat tomurcuklarını ve bireysel terminal çardaklarını toplamayı, görüntülemeyi ve analiz etmeyi içerir: mantar biçimi papilla, circumvallate papillae ve damak. Bütün tat tomurcuklarını toplamak önyargıyı ve teknik değişkenliği azaltır ve tat alma hacmi, toplam tat alma iç yüksekliği, dönüştürücü hücre sayıları ve bireysel terminal çardaklarının morfolojisi gibi özellikler için mutlak sayıları bildirmek için kullanılabilir. Bu yöntemin avantajlarını göstermek için, bu makale genel bir tat alma işareti ve tüm tat lifleri için bir etiket kullanarak mantar formu ve circumvallate tat tomurcukları arasındaki tat tomurcukları ve innervasyon hacimlerinin karşılaştırmalarını sağlar. Tat nöronlarının seyrek hücreli genetik etiketlemesinin (tat dönüştürücü hücrelerin etiketli alt kümeleri ile) kullanımı için bir iş akışı da sağlanmaktadır. Bu iş akışı, görüntü analizi yazılımı kullanarak bireysel tat-sinir çardaklarının yapılarını, hücre türü numaralarını ve hücreler arasındaki fiziksel ilişkileri analiz eder. Birlikte, bu iş akışları hem tüm tat tomurcuklarının hem de içsel çardaklarının tam morfolojisinin doku hazırlanması ve analizi için yeni bir yaklaşım sağlar.

Introduction

Tat tomurcukları, ağız boşluğunda bulunan kimyasal tat uyaranlarının alt kümelerini bağlayan 50-100 özel epitel hücresinin koleksiyonlarıdır. Tat dönüştürücü hücrelerin genellikle tip1, 2 ,3,4,5,6,7,8,9, başlangıçta daha sonra moleküler belirteçlerle ilişkili elektron mikroskopi kriterlerine dayanarak var olduğu düşünülmektedir. Tip II hücreleri fosfolipaz C-beta 2 (PLCβ2)2 ve geçici reseptör potansiyel katyon kanalını, M üyesi5 1 alt familyalarını ifade etmekte ve tatlı, acı ve umami 1,10’utransdüse eden hücreleri içerir. Tip III hücreler karbonik anhidraz 4 (Car4)11 ve sinaptozomal ilişkili protein 258’i ifade eder ve öncelikle ekşi tada yanıt veren hücreleri gösterir11. Tuzluluğu transdüse eden hücreler12 , 13,14kadar net bir şekilde tanımlanmış değildir, ancak Potansiyel olarak Tip I, Tip II ve Tip III hücreleri15 , 16,17,18,19içerebilir. Tat alma tomurcuk ortamı karmaşık ve dinamiktir, tat dönüştürücü hücrelerin yetişkinlik boyunca sürekli olarak ters dönmesi ve yerini bazal ataların3,20,21′e bırakmalarıdır. Bu tat dönüştürücü hücreler, beyin sapına tat bilgisi ileten genikül ve petrosal gangliyonlardan gelen sözde tek kutuplu sinir liflerine bağlanır. Bu nöronlar öncelikle taşıdıkları tat bilgilerine göre kategorize edilmiştir22,23 çünkü morfolojileri hakkındaki bilgiler yakın zamana kadarzor 24. Tip II hücreleri kalsiyum homeostaz modülatörü proteini 1 iyon kanalları25aracılığıyla sinir lifleri ile iletişim kurarken, Tip III hücreleri klasik sinapslar aracılığıyla iletişim kurar8,26. Transdükleme hücre tipi soyları, farklılaşmalarını etkileyen faktörler ve çardakların bağlanma yapıları dahil olmak üzere tat tomurcuk hücrelerinin daha fazla karakterizasyonu aktif araştırma alanlarıdır.

Tat alma tomurcukları çalışmaları çeşitli teknik zorluklarla engellenmiştir. Dili oluşturan heterojen ve yoğun dokular immünhistokimya için antikor geçirgenliğini önemli ölçüde azaltır27,28,29. Bu engeller, tat tomurcuklarının bölümler arasında bölünmesiyle sonuçlanan bölümleme protokollerini gerektirdi, böylece ölçümler temsili bölümlere göre yaklaşık olarak veya bölümler arasında toplanır. Daha önce, hem hacim değerlerini hem de dönüştürücü hücre sayılarını30’ayaklaşık olarak görmek için temsili ince bölümler kullanılmıştır. Daha kalın seri kesitleme, tüm tat alma bölümlerinin görüntülenmesini ve her bölümdeki ölçümlerin toplanmış olmasını sağlar31. Bu tür kalın bölümlerin kesilmesi ve sadece bütün tat tomurcuklarının seçilmesi, daha küçük tat tomurcuklarına doğru örneklemeönyargıları 32,33,34. Kesitli tat tomurcuklarından gelen sinir innervasyontahminleri,36 , 37,38‘in tamamında ölçülürse,13,35piksel numaralarının analizlerine dayanmaktadır. Bu ölçümler, tek tek sinir çardaklarının yapısını ve sayısını tamamen göz ardı eder, çünkü çardaklar bölünür (ve genellikle kötü etiketlenir). Son olarak, epitelin soyulması tüm tat tomurcuklarının lekeli olmasına izin verse de39,40, ayrıca tat tomurcuk sinir liflerini de giderir ve hücreler arasındaki normal ilişkileri bozabilir. Bu nedenle, lekeleme yaklaşımlarının neden olduğu bu bozulma nedeniyle tat tomurcukları içindeki yapısal ilişkilerin araştırılması sınırlanmıştır.

Tüm yapı koleksiyonu temsili bölümlere olan ihtiyacı ortadan kaldırır ve hacimlerin, hücre sayımlarının ve yapı morfolojilerinin mutlak değer ölçümlerinin belirlenmesine izin verir41. Bu yaklaşım aynı zamanda doğruluğu artırır, önyargıyı sınırlar ve teknik değişkenliği azaltır. Bu son element önemlidir, çünkü tat tomurcukları hem34 , 42hem de43 ,44bölgelerinde önemli biyolojik değişkenlik gösterir ve tüm tat alma tomurcukları analizleri mutlak hücre sayılarının kontrol ve deneysel koşullar arasında karşılaştırılmasını sağlar. Ayrıca, bozulmamış tat tomurcuklarını toplama yeteneği, farklı transdüksiyon hücreleri ve ilişkili sinir lifleri arasındaki fiziksel ilişkilerin analizine izin sağlar. Çünkü tat dönüştürücü hücreler birbirleriyle iletişim kurabilir45 ve sinir lifleri ile iletişim kurabilir46Bu ilişkiler normal fonksiyon için önemlidir. Bu nedenle, işlev kaybı koşulları hücre kaybından değil, hücre ilişkilerindeki değişikliklerden kaynaklanabilir. Burada, hem tat tomurcukları hem de içsellikleri, tat hücresi sayıları ve şekilleri için hacim analizlerini iyileştirmek ve dönüştürücü hücre ilişkilerinin ve sinir-çardak morfolojilerinin analizlerini kolaylaştırmak için mutlak ölçümlerin faydalarını elde etmek için bütün tat tomurcuklarını toplamak için bir yöntem verilmiştir. Doku hazırlama için bu yeni tam montaj yönteminin aşağı doğru iki iş akışı da sunulmaktadır: 1) tat tomurcuk hacmini ve toplam innervasyonu analiz etmek için ve 2) tat nöronlarının seyrek hücreli genetik etiketlemesi için (tat dönüştürücü hücrelerin alt kümeleri etiketli) ve daha sonra tat-sinir çardak morfolojisinin analizleri, tat hücresi türlerinin ve şekillerinin sayısı ve transdükleyici hücreler ile transdüksiyon arasındaki fiziksel ilişkileri analiz etmek için görüntü analizi yazılımının kullanılması hücreler ve sinir çardakları. Birlikte, bu iş akışları doku hazırlamaya ve tüm tat tomurcuklarının analizlerine ve içsel çardaklarının tam morfolojisine yeni bir yaklaşım sağlar.

Protocol

NOT: Tüm hayvanlar, LABORATUVAR HAYVANLARININ İnsani Bakımı ve Kullanımına ilişkin ABD Halk Sağlığı Hizmet Politikası ve Laboratuvar Hayvanlarının Bakımı ve Kullanımı için NIH Kılavuzu tarafından belirlenen yönergelere uygun olarak bakıldı. Phox2b-Cre fareleri (MMRRC suşu 034613-UCD, NP91Gsat/Mmcd) veya TrkBCreER fareleri (Ntrk2tm3.1 (cre /ERT2)Ddg) tdTomato muhabir fareleri (Ai14) ile yetiştirildi. AdvillinCreER47 Phox2b-flpo<sup…

Representative Results

Phox2b-Cre:tdTomato farelerinde 10,51(Şekil 3A)hem tüm tat tomurcuklarını hem de tüm tat tomurcuk innervasyonunu etiketleyen dsRed ve keratin-8 ‘e (genel bir tat alma tomurcukları) karşı antikorlarlalingual epitelin boyanmasını. Bu tat tomurcuklarını gözeneklerinden tabanlarına görüntüleme en yüksek çözünürlüklü x-y düzlem görüntülerini verdi (Şekil 3A,B). Pi…

Discussion

Üç ağız boşluğu tat bölgesinden (mantar formu, circumvallate ve damak) bütün tat tomurcuklarını sürekli olarak toplamak ve lekelendirmek için bir yaklaşımın geliştirilmesi, tat dönüştürücü hücreleri analiz etmek, yeni birleştirilmiş hücreleri izlemek, innervasyon ve bu yapılar arasındaki ilişkileri izlemek için önemli iyileştirmeler sağlar. Ek olarak, etiketli bir popülasyonun içinde veya dışında potansiyel bir ikincil nöron işaretleyicisinin lokalizasyonunu kolaylaştırır<sup c…

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Doku lekeleme ve circumvallate tat tomurcuklarının görüntülenmesine yaptığı katkılar için Kavisca Kuruparanantha’ya, papillaya innervasyon lekesi ve görüntülemesi için Jennifer Xu’ya, hayvan bakımı ve genotipleme için Kaytee Horn’a ve yumuşak damak tadı tomurcuklarının doku lekesi için Liqun Ma’ya teşekkür ederiz. Bu proje R21 DC014857 ve R01 DC007176 tarafından R.F.K ve F31 DC017660 için L.O.

Materials

2,2,2-Tribromoethanol ACROS Organics AC421430100
2-Methylbutane ACROS 126470025
AffiniPure Fab Fragment Donkey Anti-Rabbit IgG Jackson ImmunoResearch 711-007-003 15.5μL/mL
Alexa Fluor® 647 AffiniPure Donkey Anti-Rat IgG Jackson Immuno Research 712-605-150 (1:500)
AutoQuant X3 software  Media Cybernetics
Blunt End Forceps Fine Science Tools  FST 91100-12
Click-iT™ Plus EdU Cell Proliferation Kit Molecular Probes C10637 Follow kit instructions 
Coverglass Marienfeld 107242
Cytokeratin-8 Developmental Studies Hybridoma Bank (DSHB), (RRID: AB_531826)  Troma1 supernatant (1:50, store at 4°C)
Dissection Scissors (coarse) Roboz RS-5619
Dissection Scissors (fine) Moria MC19B
Donkey anti-Rabbit IgG (H+L) Highly Cross-Adsorbed Secondary Antibody, Alexa Fluor 488 ThermoFisher Scientific A21206 (1:500)
Donkey anti-Rabbit, Alexa Fluor® 555 ThermoFisher Scientific A31572 (1:500)
DyLight™ 405 AffiniPure Fab Fragment Bovine Anti-Goat IgG Jackson Immuno Research 805-477-008 (1:500)
Fluoromount G Southern Biotech 0100-01
Glass slides Fisher Scientific (Superfrost Plus Miscroscope Slides) 12-550-15
Goat anti-Car4 R&D Systems  AF2414 (1:500)
Imaris  Bitplane  pixel-based image analysis software
Neurolucida 360 + Explorer MBF Biosciences 3D vector based image analysis software
Normal Donkey Serum Jackson Immuno Research 017-000-121
Normal Rabbit Serum  Equitech-Bio, Inc SR30
Olympus FV1000 (multi-Argon laser with wavelengths 458, 488, 515 and additional HeNe lasers emitting 543 and 633)
Paraformaldehyde EMD PX0055-3 4% in 0.1M PB
Rabbit anti-dsRed Living Colors DsRed Polyclonal Antibody; Clontech Clontech Laboratories, Inc. (632496) 632496 (1:500)
Rabbit anti-PLCβ2  Santa Cruz Biotechnology Cat# sc-206 (1:500)
Sodium Phosphate Dibasic Anhydrous Fisher Scientific BP332-500
Sodium Phosphate Monobasic Fisher Scientific BP330-500
tert-Amyl alcohol Aldrich Chemical Company 8.06193
Tissue Molds Electron Microscopy Sciences 70180
Tissue-Tek® O.C.T. Compound Sakura 4583
Triton X-100 BIO-RAD #161-0407
Zenon™ Alexa Fluor™ 555 Rabbit IgG Labeling Kit ThermoFisher Scientific Z25305 Follow kit instructions 

References

  1. Clapp, T. R., Medler, K. F., Damak, S., Margolskee, R. F., Kinnamon, S. C. Mouse taste cells with G protein-coupled taste receptors lack voltage-gated calcium channels and SNAP-25. BMC Biology. 4 (1), 7 (2006).
  2. Clapp, T. R., Yang, R., Stoick, C. L., Kinnamon, S. C., Kinnamon, J. C. Morphologic characterization of rat taste receptor cells that express components of the phospholipase C signaling pathway. The Journal of Comparative Neurology. 468 (3), 311-321 (2004).
  3. Delay, R. J., Roper, S. D., Kinnamon, J. C. Ultrastructure of mouse vallate taste buds: II. Cell types and cell lineage. The Journal of Comparative Neurology. 253 (2), 242-252 (1986).
  4. Finger, T. E. Cell types and lineages in taste buds. Chemical Senses. 30, 54-55 (2005).
  5. Kataoka, S., et al. The candidate sour taste receptor, PKD2L1, is expressed by type III taste cells in the mouse. Chemical Senses. 33 (3), 243-254 (2008).
  6. Murray, R. Fine structure of gustatory cells in rabbit taste buds. Journal of Ultrastructure Research. 27 (5-6), 444 (1969).
  7. Murray, R. G., Murray, A. Fine structure of taste buds of rabbit foliate papillae. Journal of Ultrastructure Research. 19 (3), 327-353 (1967).
  8. Yang, R., Crowley, H. H., Rock, M. E., Kinnamon, J. C. Taste cells with synapses in rat circumvallate papillae display SNAP-25-like immunoreactivity. The Journal of Comparative Neurology. 424 (2), 205-215 (2000).
  9. Yee, C. L., Yang, R., Böttger, B., Finger, T. E., Kinnamon, J. C. “Type III” cells of rat taste buds: Immunohistochemical and ultrastructural studies of neuron-specific enolase, protein gene product 9.5, and serotonin. Journal of Comparative Neurology. 440 (1), 97-108 (2001).
  10. Zhang, Y., et al. Coding of sweet, bitter, and umami tastes. Cell. 112 (3), 293-301 (2003).
  11. Chandrashekar, J., et al. The taste of carbonation. Science. 326 (5951), 443-445 (2009).
  12. Oka, Y., Butnaru, M., Von Buchholtz, L., Ryba, N. J. P., Zuker, C. S. High salt recruits aversive taste pathways. Nature. 494 (7438), 472-475 (2013).
  13. Stratford, J. M., Larson, E. D., Yang, R., Salcedo, E., Finger, T. E. 5-HT3A-driven green fluorescent protein delineates gustatory fibers innervating sour-responsive taste cells: A labeled line for sour taste. Journal of Comparative Neurology. 525 (10), 2358-2375 (2017).
  14. Baumer-Harrison, C., et al. Optogenetic stimulation of type I GAD65(+) cells in taste buds activates gustatory neurons and drives appetitive licking behavior in sodium-depleted mice. The Journal of Neuroscience. 40 (41), 7795-7810 (2020).
  15. Nomura, K., Nakanishi, M., Ishidate, F., Iwata, K., Taruno, A. All-electrical Ca(2+)-independent signal transduction mediates attractive sodium taste in taste buds. Neuron. 106 (5), 816-829 (2020).
  16. Ohmoto, M., Jyotaki, M., Foskett, J. K., Matsumoto, I. Sodium-taste cells require Skn-1a for generation and share molecular features with sweet, umami, and bitter taste cells. eneuro. 7 (6), (2020).
  17. Roebber, J. K., Roper, S. D., Chaudhari, N. The role of the anion in salt (NaCl) detection by mouse taste buds. The Journal of Neuroscience. 39 (32), 6224-6232 (2019).
  18. Oka, Y., Butnaru, M., von Buchholtz, L., Ryba, N. J., Zuker, C. S. High salt recruits aversive taste pathways. Nature. 494 (7438), 472-475 (2013).
  19. Lewandowski, B. C., Sukumaran, S. K., Margolskee, R. F., Bachmanov, A. A. Amiloride-insensitive salt taste is mediated by two populations of type III taste cells with distinct transduction mechanisms. The Journal of Neuroscience. 36 (6), 1942-1953 (2016).
  20. Beidler, L. M., Smallman, R. L. Renewal of cells within taste buds. The Journal of Cell Biology. 27 (2), 263-272 (1965).
  21. Hamamichi, R., Asano-Miyoshi, M., Emori, Y. Taste bud contains both short-lived and long-lived cell populations. Neuroscience. 141 (4), 2129-2138 (2006).
  22. Yarmolinsky, D. A., Zuker, C. S., Ryba, N. J. P. Common sense about taste: from mammals to insects. Cell. 139 (2), 234-244 (2009).
  23. Spector, A. C., Travers, S. P. The representation of taste quality in the mammalian nervous system. Behavoiral and Cognitive Neuroscience Reviews. 4 (3), 143-191 (2005).
  24. Huang, T., Ohman, L. C., Clements, A. V., Whiddon, Z. D., Krimm, R. F. Variable branching characteristics of peripheral taste neurons indicates differential convergence. bioRxiv. , (2020).
  25. Taruno, A., et al. CALHM1 ion channel mediates purinergic neurotransmission of sweet, bitter and umami tastes. Nature. 495 (7440), 223-226 (2013).
  26. Kinnamon, J. C., Taylor, B. J., Delay, R. J., Roper, S. D. Ultrastructure of mouse vallate taste buds. I. Taste cells and their associated synapses. The Journal of comparative neurology. 235 (1), 48-60 (1985).
  27. Dando, R., et al. A permeability barrier surrounds taste buds in lingual epithelia. American Journal of Physiology. Cell Physiology. 308 (1), 21-32 (2015).
  28. Mistretta, C. M. Permeability of tongue epithelium and its relation to taste. American Journal of Physiology. 220 (5), 1162-1167 (1971).
  29. Michlig, S., Damak, S., Le Coutre, J. Claudin-based permeability barriers in taste buds. The Journal of Comparative Neurology. 502 (6), 1003-1011 (2007).
  30. Kinnamon, S. C., Finger, T. E. Recent advances in taste transduction and signaling. F1000Research. 8, 2117 (2019).
  31. Meng, L., Huang, T., Sun, C., Hill, D. L., Krimm, R. BDNF is required for taste axon regeneration following unilateral chorda tympani nerve section. Experimental Neurology. 293, 27-42 (2017).
  32. Meng, L., Ohman-Gault, L., Ma, L., Krimm, R. F. Taste bud-derived BDNF is required to maintain normal amounts of innervation to adult taste buds. eneuro. 2 (6), (2015).
  33. Tang, T., Rios-Pilier, J., Krimm, R. Taste bud-derived BDNF maintains innervation of a subset of TrkB-expressing gustatory nerve fibers. Molecular and Cellular Neuroscience. 82, 195-203 (2017).
  34. Zhang, G. H., Zhang, H. Y., Deng, S. P., Qin, Y. M. Regional differences in taste bud distribution and -gustducin expression patterns in the mouse fungiform papilla. Chemical Senses. 33 (4), 357-362 (2008).
  35. Huang, T., Ma, L., Krimm, R. F. Postnatal reduction of BDNF regulates the developmental remodeling of taste bud innervation. Developmental Biology. 405 (2), 225-236 (2015).
  36. Nosrat, I. V., Margolskee, R. F., Nosrat, C. A. Targeted taste cell-specific overexpression of brain-derived neurotrophic factor in adult taste buds elevates phosphorylated TrkB protein levels in taste cells, increases taste bud size, and promotes gustatory innervation. Journal of Biological Chemistry. 287 (20), 16791-16800 (2012).
  37. Liebl, D. J., Mbiene, J. -. P., Parada, L. F. NT4/5 mutant mice have deficiency in gustatory papillae and taste bud formation. Developmental Biology. 213 (2), 378-389 (1999).
  38. Kumari, A., Yokota, Y., Li, L., Bradley, R. M., Mistretta, C. M. Species generalization and differences in Hedgehog pathway regulation of fungiform and circumvallate papilla taste function and somatosensation demonstrated with sonidegib. Scientific Reports. 8 (1), (2018).
  39. Venkatesan, N., Boggs, K., Liu, H. X. Taste bud labeling in whole tongue epithelial sheet in adult mice. Tissue Engineering. Part C, Methods. 22 (4), 332-337 (2016).
  40. Meisel, C. T., Pagella, P., Porcheri, C., Mitsiadis, T. A. Three-dimensional imaging and gene expression analysis upon enzymatic isolation of the tongue epithelium. Frontiers in Physiology. 11, 825 (2020).
  41. Schmitz, C., Hof, P. R. Design-based stereology in neuroscience. Neuroscience. 130 (4), 813-831 (2005).
  42. Guagliardo, N. A., Hill, D. L. Fungiform taste bud degeneration in C57BL/6J mice following chorda-lingual nerve transection. The Journal of Comparative Neurology. 504 (2), 206-216 (2007).
  43. Ohtubo, Y., Yoshii, K. Quantitative analysis of taste bud cell numbers in fungiform and soft palate taste buds of mice. Brain Research. 1367, 13-21 (2011).
  44. Ogata, T., Ohtubo, Y. Quantitative analysis of taste bud cell numbers in the circumvallate and foliate taste buds of mice. Chemical Senses. 45 (4), 261-273 (2020).
  45. Tomchik, S. M., Berg, S., Kim, J. W., Chaudhari, N., Roper, S. D. Breadth of tuning and taste coding in mammalian taste buds. Journal of Neuroscience. 27 (40), 10840-10848 (2007).
  46. Finger, T. E. ATP signaling is crucial for communication from taste buds to gustatory nerves. Science. 310 (5753), 1495-1499 (2005).
  47. Lau, J., et al. Temporal control of gene deletion in sensory ganglia using a tamoxifen-inducible Advillin-CreERT2 recombinase mouse. Molecular Pain. 7 (1), 100 (2011).
  48. Hirsch, M. -. R., D’Autréaux, F., Dymecki, S. M., Brunet, J. -. F., Goridis, C. APhox2b::FLPotransgenic mouse line suitable for intersectional genetics. genesis. 51 (7), 506-514 (2013).
  49. Perea-Martinez, I., Nagai, T., Chaudhari, N. Functional cell types in taste buds have distinct longevities. PLoS ONE. 8 (1), 53399 (2013).
  50. Ohman-Gault, L., Huang, T., Krimm, R. The transcription factor Phox2b distinguishes between oral and non-oral sensory neurons in the geniculate ganglion. Journal of Comparative Neurology. 525 (18), 3935-3950 (2017).
  51. Dvoryanchikov, G., et al. Transcriptomes and neurotransmitter profiles of classes of gustatory and somatosensory neurons in the geniculate ganglion. Nature Communications. 8 (1), (2017).
  52. Whitehead, M. C., Ganchrow, J. R., Ganchrow, D., Yao, B. Organization of geniculate and trigeminal ganglion cells innervating single fungiform taste papillae: a study with tetramethylrhodamine dextran amine labeling. Neuroscience. 93 (3), 931-941 (1999).
  53. Suemune, S., et al. Trigeminal nerve endings of lingual mucosa and musculature of the rat. Brain Research. 586 (1), 162-165 (1992).
  54. Rutlin, M., et al. The cellular and molecular basis of direction selectivity of Aδ-LTMRs. Cell. 159 (7), 1640-1651 (2014).
  55. Abraira, V. E., Ginty, D. D. The sensory neurons of touch. Neuron. 79 (4), 618-639 (2013).
  56. Feng, P., Huang, L., Wang, H. Taste bud homeostasis in health, disease, and aging. Chemical Senses. 39 (1), 3-16 (2014).
  57. Cooper, K. W., et al. COVID-19 and the chemical senses: supporting players take center stage. Neuron. 107 (2), 219-233 (2020).
  58. Barlow, L. A. Progress and renewal in gustation: new insights into taste bud development. Development. 142 (21), 3620-3629 (2015).
  59. Roper, S. D. Taste buds as peripheral chemosensory processors. Seminars in Cell & Developmental Biology. 24 (1), 71-79 (2013).
  60. Ma, H., Yang, R., Thomas, S. M., Kinnamon, J. C. BMC. Neuroscience. 8 (1), 5 (2007).
  61. Kinnamon, J. C., Sherman, T. A., Roper, S. D. Ultrastructure of mouse vallate taste buds: III. Patterns of synaptic connectivity. The Journal of Comparative Neurology. 270 (1), 1-10 (1988).
  62. Romanov, R. A., et al. Chemical synapses without synaptic vesicles: Purinergic neurotransmission through a CALHM1 channel-mitochondrial signaling complex. Science Signaling. 11 (529), 1815 (2018).
  63. Dani, A., Huang, B., Bergan, J., Dulac, C., Zhuang, X. Superresolution imaging of chemical synapses in the brain. Neuron. 68 (5), 843-856 (2010).
  64. Vandenbeuch, A., Clapp, T. R., Kinnamon, S. C. Amiloride-sensitive channels in type I fungiform taste cells in mouse. BMC Neuroscience. 9 (1), 1 (2008).
  65. Bartel, D. L., Sullivan, S. L., Lavoie, &. #. 2. 0. 1. ;. G., Sévigny, J., Finger, T. E. Nucleoside triphosphate diphosphohydrolase-2 is the ecto-ATPase of type I cells in taste buds. The Journal of Comparative Neurology. 497 (1), 1-12 (2006).
  66. Wilson, C. E., Vandenbeuch, A., Kinnamon, S. C. Physiological and behavioral responses to optogenetic stimulation of PKD2L1+ type III taste cells. eneuro. 6 (2), (2019).

Play Video

Cite This Article
Ohman, L. C., Krimm, R. F. Whole-Mount Staining, Visualization, and Analysis of Fungiform, Circumvallate, and Palate Taste Buds. J. Vis. Exp. (168), e62126, doi:10.3791/62126 (2021).

View Video