Cet article décrit des méthodes de préparation des tissus, de coloration et d’analyse des papilles gustatives fongiformes, circonvallates et palatines entières qui produisent systématiquement des papilles gustatives entières et intactes (y compris les fibres nerveuses qui les innervent) et maintiennent les relations entre les structures des papilles gustatives et de la papille environnante.
Les papilles gustatives sont des collections de cellules transductrices du goût spécialisées dans la détection de sous-ensembles de stimuli chimiques dans la cavité buccale. Ces cellules transductrices communiquent avec les fibres nerveuses qui transportent cette information vers le cerveau. Parce que les cellules transductrices du goût meurent continuellement et sont remplacées tout au long de l’âge adulte, l’environnement des papilles gustatives est à la fois complexe et dynamique, nécessitant des analyses détaillées de ses types de cellules, de leur emplacement et de toute relation physique entre elles. Les analyses détaillées ont été limitées par l’hétérogénéité et la densité du tissu de la langue qui ont considérablement réduit la perméabilité des anticorps. Ces obstacles nécessitent des protocoles de sectionnement qui entraînent la division des papilles gustatives entre les sections afin que les mesures ne soient qu’approximatives et que les relations cellulaires soient perdues. Pour surmonter ces défis, les méthodes décrites ici impliquent la collecte, l’imagerie et l’analyse de papilles gustatives entières et de tonnelles terminales individuelles de trois régions gustatives: papilles fongiformes, papilles circumvallates et palais. La collecte de papilles gustatives entières réduit les biais et la variabilité technique et peut être utilisée pour indiquer des chiffres absolus pour des caractéristiques telles que le volume des papilles gustatives, l’innervation totale des papilles gustatives, le nombre de cellules transductrices et la morphologie des tonnelles terminales individuelles. Pour démontrer les avantages de cette méthode, cet article fournit des comparaisons des volumes de papilles gustatives et d’innervation entre les papilles gustatives fongiformes et circumvallates à l’aide d’un marqueur général des papilles gustatives et d’une étiquette pour toutes les fibres gustatives. Un flux de travail pour l’utilisation du marquage génétique des neurones du goût à cellules clairsemées (avec des sous-ensembles marqués de cellules transductrices du goût) est également fourni. Ce flux de travail analyse les structures des tonnelles individuelles goût-nerf, les numéros de type de cellule et les relations physiques entre les cellules à l’aide d’un logiciel d’analyse d’images. Ensemble, ces flux de travail offrent une nouvelle approche pour la préparation des tissus et l’analyse des papilles gustatives entières et de la morphologie complète de leurs tonnelles innervantes.
Les papilles gustatives sont des collections de 50 à 100 cellules épithéliales spécialisées qui se lient à des sous-ensembles de stimuli chimiques et gustatifs présents dans la cavité buccale. On pense généralement que les cellules transductrices de goût existent en tant que types1,2,3,4,5,6,7,8,9,initialement sur la base de critères de microscopie électronique qui ont ensuite été corrélés avec des marqueurs moléculaires. Les cellules de type II expriment la phospholipase C-beta 2 (PLCβ2)2 et le canal cationique potentiel récepteur transitoire, sous-famille M membre 51 et comprennent les cellules qui transduisent le sucré, l’amer etl’umami1,10. Les cellules de type III expriment l’anhydrase carbonique 4 (Car4)11 et la protéine associée synaptomomique 258 et désignent les cellules qui répondent principalement au goût aigre11. Les cellules qui transduisent la salinité n’ont pas été aussi clairement délimitées12,13,14, mais pourraient potentiellement inclure les cellules de type I, de type II et de type III15,16,17,18,19. L’environnement des papilles gustatives est complexe et dynamique, étant donné que les cellules transductrices de goût se retournent continuellement tout au long de l’âge adulte et sont remplacées par des progéniteurs basaux3,20,21. Ces cellules transductrices du goût se connectent aux fibres nerveuses pseudo-unipolaires des ganglions géniculés et pétrosaux, qui transmettent des informations gustatives au tronc cérébral. Ces neurones ont principalement été classés en fonction du type d’informations gustatives qu’ils portent22,23 parce que les informations sur leur morphologie ont été insaisissables jusqu’à récemment24. Les cellules de type II communiquent avec les fibres nerveuses via les canaux ioniques 25 de la protéine modulatrice de l’homéostasiecalcique 1,tandis que les cellules de type III communiquent via les synapses classiques8,26. La caractérisation plus poussée des cellules des papilles gustatives, y compris les lignées de type cellulaire transductrices, les facteurs qui influencent leur différenciation et les structures des tonnelles de connexion, sont tous des domaines d’investigation actifs.
Les études sur les papilles gustatives ont été entravées par plusieurs défis techniques. Les tissus hétérogènes et denses qui composent la langue réduisent considérablement la perméabilité des anticorps pour l’immunohistochimie27,28,29. Ces obstacles ont nécessité des protocoles de sectionnement qui entraînent la division des papilles gustatives entre les sections afin que les mesures soient soit approximatives en fonction de sections représentatives, soit additionnées entre les sections. Auparavant, des sections minces représentatives ont été utilisées pour approximer à la fois les valeurs de volume et le nombre de cellules de transduction30. Une section série plus épaisse permet l’imagerie de toutes les sections de papilles gustatives et la somme des mesures de chaque section31. Couper de telles sections épaisses et ne sélectionner que des papilles gustatives entières biaise l’échantillonnage vers des papilles gustatives plus petites32,33,34. Les estimations de l’innervation nerveuse à partir de papilles gustatives sectionnées ont été basées sur des analyses de nombres de pixels13,35, si quantifiés au tout36,37,38. Ces mesures ignorent complètement la structure et le nombre de tonnelles nerveuses individuelles, car les tonnelles sont divisées (et généralement mal étiquetées). Enfin, bien que le pelage de l’épithélium permette de colorer des papilles gustatives entières39,40, il élimine également les fibres nerveuses des papilles gustatives et pourrait perturber les relations normales entre les cellules. Par conséquent, les recherches sur les relations structurelles au sein des papilles gustatives ont été limitées en raison de cette perturbation causée par les approches de coloration.
La collection de structures entières élimine le besoin de sections représentatives et permet de déterminer des mesures en valeur absolue des volumes, du nombre de cellules et des morphologies de structure41. Cette approche augmente également la précision, limite les biais et réduit la variabilité technique. Ce dernier élément est important car les papilles gustatives présentent une variabilité biologique considérable à la fois dans les régions34,42 et entre les régions43,44,et les analyses des papilles gustatives entières permettent de comparer le nombre absolu de cellules entre les conditions témoins et expérimentales. De plus, la capacité de recueillir des papilles gustatives intactes permet d’analyser les relations physiques entre les différentes cellules transductrices et leurs fibres nerveuses associées. Parce que les cellules transductrices de goût peuvent communiquer entre elles45 et communiquer avec les fibres nerveuses46, ces relations sont importantes pour le fonctionnement normal. Ainsi, les conditions de perte de fonction peuvent ne pas être dues à une perte de cellules, mais plutôt à des changements dans les relations cellulaires. Voici une méthode de collecte des papilles gustatives entières afin d’obtenir les avantages des mesures absolues pour affiner les analyses de volume pour les papilles gustatives et leurs innervations, le nombre et les formes des cellules gustatives, et pour faciliter les analyses des relations entre les cellules transductrices et les morphologies nerf-arbre. Deux flux de travail sont également présentés en aval de cette nouvelle méthode de préparation des tissus à montage entier : 1) pour analyser le volume des papilles gustatives et l’innervation totale et 2) pour l’étiquetage génétique des neurones du goût à cellules clairsemées (avec des sous-ensembles de cellules transductrices du goût marquées) et les analyses ultérieures de la morphologie de la tonnelle goût-nerf, du nombre de types de cellules gustatives et de leurs formes, et l’utilisation d’un logiciel d’analyse d’images pour analyser les relations physiques entre les cellules transductrices et celles entre la transduction les cellules et leurs tonnelles nerveuses. Ensemble, ces flux de travail offrent une nouvelle approche de la préparation des tissus et de l’analyse des papilles gustatives entières et de la morphologie complète de leurs tonnelles innervantes.
Le développement d’une approche pour collecter et colorer de manière cohérente les papilles gustatives entières de trois régions gustatives de la cavité buccale (fongiforme, circumvallate et palais) apporte des améliorations significatives pour l’analyse des cellules transductrices du goût, le suivi des cellules nouvellement incorporées, l’innervation et les relations entre ces structures. De plus, il facilite la localisation d’un marqueur neuronal secondaire potentiel à l’intérieur ou à l’extéri…
The authors have nothing to disclose.
Nous remercions Kavisca Kuruparanantha pour ses contributions à la coloration des tissus et à l’imagerie des papilles gustatives circumvallates, Jennifer Xu pour la coloration et l’imagerie de l’innervation de la papille, Kaytee Horn pour les soins aux animaux et le génotypage, et Liqun Ma pour sa coloration tissulaire des papilles gustatives du palais mou. Ce projet a été soutenu par R21 DC014857 et R01 DC007176 à R.F.K et F31 DC017660 à L.O.
2,2,2-Tribromoethanol | ACROS Organics | AC421430100 | |
2-Methylbutane | ACROS | 126470025 | |
AffiniPure Fab Fragment Donkey Anti-Rabbit IgG | Jackson ImmunoResearch | 711-007-003 | 15.5μL/mL |
Alexa Fluor® 647 AffiniPure Donkey Anti-Rat IgG | Jackson Immuno Research | 712-605-150 | (1:500) |
AutoQuant X3 software | Media Cybernetics | ||
Blunt End Forceps | Fine Science Tools | FST 91100-12 | |
Click-iT™ Plus EdU Cell Proliferation Kit | Molecular Probes | C10637 | Follow kit instructions |
Coverglass | Marienfeld | 107242 | |
Cytokeratin-8 | Developmental Studies Hybridoma Bank (DSHB), (RRID: AB_531826) | Troma1 supernatant | (1:50, store at 4°C) |
Dissection Scissors (coarse) | Roboz | RS-5619 | |
Dissection Scissors (fine) | Moria | MC19B | |
Donkey anti-Rabbit IgG (H+L) Highly Cross-Adsorbed Secondary Antibody, Alexa Fluor 488 | ThermoFisher Scientific | A21206 | (1:500) |
Donkey anti-Rabbit, Alexa Fluor® 555 | ThermoFisher Scientific | A31572 | (1:500) |
DyLight™ 405 AffiniPure Fab Fragment Bovine Anti-Goat IgG | Jackson Immuno Research | 805-477-008 | (1:500) |
Fluoromount G | Southern Biotech | 0100-01 | |
Glass slides | Fisher Scientific (Superfrost Plus Miscroscope Slides) | 12-550-15 | |
Goat anti-Car4 | R&D Systems | AF2414 | (1:500) |
Imaris | Bitplane | pixel-based image analysis software | |
Neurolucida 360 + Explorer | MBF Biosciences | 3D vector based image analysis software | |
Normal Donkey Serum | Jackson Immuno Research | 017-000-121 | |
Normal Rabbit Serum | Equitech-Bio, Inc | SR30 | |
Olympus FV1000 | (multi-Argon laser with wavelengths 458, 488, 515 and additional HeNe lasers emitting 543 and 633) | ||
Paraformaldehyde | EMD | PX0055-3 | 4% in 0.1M PB |
Rabbit anti-dsRed | Living Colors DsRed Polyclonal Antibody; Clontech Clontech Laboratories, Inc. (632496) | 632496 | (1:500) |
Rabbit anti-PLCβ2 | Santa Cruz Biotechnology | Cat# sc-206 | (1:500) |
Sodium Phosphate Dibasic Anhydrous | Fisher Scientific | BP332-500 | |
Sodium Phosphate Monobasic | Fisher Scientific | BP330-500 | |
tert-Amyl alcohol | Aldrich Chemical Company | 8.06193 | |
Tissue Molds | Electron Microscopy Sciences | 70180 | |
Tissue-Tek® O.C.T. Compound | Sakura | 4583 | |
Triton X-100 | BIO-RAD | #161-0407 | |
Zenon™ Alexa Fluor™ 555 Rabbit IgG Labeling Kit | ThermoFisher Scientific | Z25305 | Follow kit instructions |