Summary

Étude de la calcification de la valve aortique par isolement et culture de lymphocytes T à l’aide de cellules nourricières de Buffy Coat irradié

Published: February 04, 2021
doi:

Summary

Dans cette étude, nous décrivons le processus d’isolement des lymphocytes T à partir d’échantillons frais de valves aortiques calcifiées et les étapes analytiques du clonage des lymphocytes T pour la caractérisation des sous-ensembles de leucocytes adaptatifs à l’aide de l’analyse par cytométrie en flux.

Abstract

La maladie valvulaire aortique calcifiante (MCDA), un processus pathologique actif allant d’un léger épaississement de la valve à une calcification sévère, est associée à une mortalité élevée, malgré de nouvelles options thérapeutiques telles que le remplacement valvulaire aortique transcathéter (RVAC).

Les voies complètes qui commencent par la calcification valvulaire et conduisent à une sténose aortique sévère ne restent que partiellement comprises. En fournissant une représentation proche des cellules valvulaires aortiques in vivo, le dosage des lymphocytes T à partir du tissu valvulaire sténotique pourrait être un moyen efficace de clarifier leur rôle dans le développement de la calcification. Après l’excision chirurgicale, l’échantillon de valve aortique fraîche est disséqué en petits morceaux et les lymphocytes T sont cultivés, clonés puis analysés à l’aide du tri cellulaire activé par fluorescence (FACS).

La procédure de coloration est simple et les tubes colorés peuvent également être fixés à l’aide de 0,5% de paraformaldéhyde et analysés jusqu’à 15 jours plus tard. Les résultats générés par le panneau de coloration peuvent être utilisés pour suivre les changements dans les concentrations de lymphocytes T au fil du temps par rapport à l’intervention et pourraient facilement être développés pour évaluer les états d’activation de sous-types de lymphocytes T spécifiques d’intérêt. Dans cette étude, nous montrons l’isolement des lymphocytes T, effectué sur des échantillons frais de valve aortique calcifiée et les étapes d’analyse des clones de lymphocytes T à l’aide de la cytométrie en flux pour mieux comprendre le rôle de l’immunité adaptative dans la physiopathologie de la MCDA.

Introduction

La maladie valvulaire aortique calcifique (MCDA) est l’un des troubles valvulaires cardiaques les plus courants, avec un impact important sur les soins de santé. La fréquence du remplacement valvulaire aortique au cours des dernières années a considérablement augmenté et devrait encore augmenter, en raison de la croissance de la population âgée1.

La physiopathologie sous-jacente de la MCDA n’est que partiellement connue et les stratégies thérapeutiques actuelles se limitent à des mesures conservatrices ou à un remplacement valvulaire aortique, que ce soit par des procédures chirurgicales ou percutanées. À ce jour, aucun traitement médical efficace ne peut entraver ou inverser la progression de la MCDA et une mortalité élevée est associée à l’apparition précoce des symptômes, à moins qu’un remplacement valvulaire aortique (AVR) ne soit effectué2. Chez les patients présentant une sténose aortique symptomatique sévère, la survie sans symptôme à 3 ans a été rapportée aussi faible que 20%3. Le remplacement valvulaire aortique transcathéter (RVAC) représente une nouvelle option, révolutionnant le traitement des patients à haut risque, en particulier chez les personnes âgées, et a considérablement réduit la mortalité, qui était intrinsèquement élevée dans cette population4,5,6. Malgré les résultats prometteurs du RVAC, d’autres recherches sont nécessaires pour comprendre la physiopathologie de la MCDA afin d’identifier de nouvelles cibles thérapeutiques précoces7,8,9.

Auparavant considéré comme un processus passif et dégénératif, le CAVD est maintenant reconnu comme une maladie progressive active, caractérisée par un changement de phénotype ostéoblastique des cellules interstitielles de la valve aortique10. Cette maladie implique une minéralisation progressive, des changements fibrocalciques et une motilité réduite des folioles valvulaires aortiques (sclérose), ce qui obstrue finalement le flux sanguin conduisant à un rétrécissement (sténose) de l’ouverture de la valve aortique11.

L’inflammation est considérée comme un processus clé dans la physiopathologie de la MCDA, similaire au processus d’athérosclérose vasculaire. Les lésions endothéliales permettent le dépôt et l’accumulation d’espèces lipidiques, en particulier de lipoprotéines oxydées dans la valve aortique12. Ces lipoprotéines oxydées provoquent une réponse inflammatoire, car elles sont cytotoxiques, l’activité inflammatoire conduisant à la minéralisation. Le rôle de l’immunité innée et adaptative dans le développement de la MCDA et la progression de la maladie a récemment été souligné13. L’activation et l’expansion clonale de sous-ensembles spécifiques de lymphocytes T mémoire ont été documentées chez des patients atteints de MCDA et de feuillets valvulaires aortiques minéralisés, de sorte que les processus inflammatoires sont supposés être impliqués au moins dans le développement de la MCDA et probablement aussi dans la progression de la maladie14. En fait, bien que les cellules présentatrices d’antigènes et les macrophages soient présents à la fois dans la valve saine et malade, la présence de lymphocytes T indique une valve aortique âgée et malade. Cet infiltrat lymphocytaire ainsi qu’une augmentation de la néovascularisation et de la métaplasie sont des signes histologiques caractéristiques de CAVD15.

Nous émettons l’hypothèse de l’existence d’une interaction entre les cellules interstitielles de la valve aortique et l’activation du système immunitaire, ce qui déclenche potentiellement l’initiation d’un processus inflammatoire chronique dans la valve aortique. Le dosage des lymphocytes T à partir du tissu valvulaire aortique sténotique pourrait être un moyen efficace de clarifier leur rôle dans le développement de la calcification, car il peut fournir une représentation proche des cellules valvulaires aortiques in vivo. Dans les travaux actuels, en utilisant du tissu valvulaire aortique, nous isolons les lymphocytes T, les cultivons et les clonons, puis les caractérisons à l’aide du tri cellulaire activé par fluorescence (FACS). Des échantillons frais de valve aortique ont été excisés chez des patients atteints de MCDA qui ont reçu un remplacement valvulaire chirurgical pour une sténose aortique sévère. Après l’excision chirurgicale, l’échantillon de valve fraîche a été disséqué en petits morceaux et les cellules T ont été cultivées, clonées puis analysées à l’aide de la cytométrie en flux. La procédure de coloration est simple et les tubes colorés peuvent être fixés à l’aide de 0,5% de paraformaldéhyde et analysés jusqu’à 15 jours plus tard. Les données générées par le panneau de coloration peuvent être utilisées pour suivre les changements dans la distribution des lymphocytes T au fil du temps par rapport à l’intervention et pourraient facilement être développées pour évaluer les états d’activation de sous-ensembles spécifiques de lymphocytes T d’intérêt.

L’extraction de tissus calcifiés, l’isolement des leucocytes à partir de tissus calcifiés et en particulier l’utilisation de la cytométrie en flux sur ce type de tissu peuvent être difficiles, en raison de problèmes tels que l’autofluorescence. Il existe peu de publications contenant des protocoles à cette fin spécifique16,17,18. Nous présentons ici un protocole conçu spécifiquement pour l’isolement direct et la culture de lymphocytes T à partir d’échantillons de valves aortiques humaines. L’expansion clonale des lymphocytes est une caractéristique de l’immunité adaptative. L’étude de ce processus in vitro fournit des informations perspicaces sur le niveau d’hétérogénéité des lymphocytes19. Après une période d’incubation de trois semaines, les clones de lymphocytes T sont prêts à être explantés, car une quantité suffisante de lymphocytes T de chaque clone a été obtenue, afin de permettre l’étude phénotypique et fonctionnelle. Par la suite, le phénotype des clones T est étudié par cytofluorométrie.

Ce protocole immunologique est une adaptation d’une méthode précédemment développée par Amedei et al. pour l’isolement et la caractérisation des lymphocytes T à partir de tissus humains, spécialement conçue pour les tissus humains calcifiés, comme dans CAVD20,21,22. Le protocole ici pour l’isolement des PBMC (cellules mononucléaires du sang périphérique) à l’aide d’une couche bouffante irradiée décrit un moyen efficace d’obtenir des cellules nourricières (FC), spécifiquement ajustées pour la phase de clonage des lymphocytes T isolés des cellules interstitielles valvulaires. La couche nourricière est constituée de cellules arrêtées par la croissance, qui sont encore viables et bioactives. Le rôle des cellules nourricières est important pour soutenir la survie in vitro et la croissance des lymphocytes T isolés des cellules interstitielles valvulaires23. Afin d’éviter la prolifération des cellules nourricières en culture, ces cellules doivent subir un arrêt de croissance. Cela peut être réalisé de deux manières: par des méthodes physiques telles que l’irradiation, ou par un traitement avec des produits chimiques cytotoxiques, tels que la mitomycine C (MMC), un antibiotique antitumoral qui peut être appliqué directement à la surface de la culture24. Ici, nous montrons l’arrêt de la croissance des cellules nourricières réalisé par irradiation cellulaire.

Cette méthode présente un moyen efficace et rentable d’isoler et de caractériser les lymphocytes T du tissu valvulaire aortique, contribuant ainsi à élargir le spectre des méthodes immunologiques pour explorer la physiopathologie de la MCDA.

Protocol

L’étude a été menée conformément au Statut de la Charité pour assurer les bonnes pratiques scientifiques et les directives légales et les dispositions sur la vie privée et l’éthique ont été respectées. Le comité d’éthique a approuvé toutes les expériences humaines et la vie privée et l’anonymat des patients ont été maintenus conformément aux règles énoncées sur le formulaire d’éthique. REMARQUE: Pour le protocole décrit ci-dessous, des échantillons de valve …

Representative Results

Nous avons utilisé une méthode simple et rentable pour caractériser la population leucocytaire d’échantillons valvulaires aortiques frais provenant de patients humains atteints de sténose valvulaire aortique sévère (voir protocole). La méthode d’isolement des PBMC est une étape essentielle dans l’obtention de cellules nourricières, qui sont utilisées à chaque étape de l’expérience (phases de clonage, de réalimentation et de fractionnement) et permettent la détection et la caractérisation des leuc…

Discussion

Nous présentons ici une méthode pour caractériser des sous-populations de lymphocytes T isolées à partir d’échantillons de valves aortiques sténotiques, en utilisant la cytométrie en flux. Cette méthode nécessite l’utilisation d’une couche bouffante irradiée pour isoler les PBMC. La fréquence de rayonnement à laquelle les sacs à manteau bouffant doivent être soumis est de 9000 Rad/90 Gray (Gy) et représente une étape cruciale pour arrêter la prolifération des cellules nourricières. Le rôle des …

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Tous les sacs à manteaux bouffants utilisés pour ce protocole ont été irradiés grâce à la disponibilité du Dr Peter Rosenthal, du Dr Dirk Böhmer et de toute l’équipe du département de radiologie de la Charité Benjamin Franklin. Boursière /Mary Roxana Christopher, ce travail est soutenu par une bourse de la Société allemande de cardiologie (DGK).

Materials

50 mL plastic syringes Fisherbrand 9000701
96- well U- bottom Multiwell plates Greiner Bio-One 10638441
Bag Spike (needle free) Sigma P6148 Dilute to 4% with PBS
CD14 Brilliant violet 421  Biolegend 560349
CD25 PE  Biolegend 302621
CD3 PE/Cy7  Biolegend 300316
CD4 Alexa Fluor 488  Biolegend 317419
CD45 Brilliant violet 711  Biolegend 304137
CD8 Brilliant violet 510  Biolegend 301047
Eppendorf tube 1.5 mL Eppendorf 13094697
Eppendorf tube 0.5 mL Thermo Scientific AB0533
Falcon 15 mL conical centrifuge tube Falcon 10136120
Falcon 50 mL conical centrifuge tubes Falcon 10788561
Falcon Round-Bottom Polystyrene Tubes BD 2300E
Fast read 102 plastic counting chamber KOVA INTERNATIONAL 630-1893
Filters for culture medium 250 mL NalgeneThermo Fisher Scientific 168-0045
Filters for culture medium 500 mL NalgeneThermo Fisher Scientific 166-0045
HB 101 Lyophilized Supplement Irvine Scientific T151
HB Basal Medium Irvine Scientific T000
Heat-Inactivated FBS (Fetal Bovine Serum) Euroclone ECS0180L
HS (Human serum) Sigma Aldrich H3667
Human IL-2 IS Miltenyi Biotec 130-097-744
L-Glutamine Gibco 11140050
Lymphoprep Falcon 352057
Non-essential amino acids solution Sigma 11082132001
Paraformaldehyde Thermo Fisher Scientific 10538931
PBS (Phosphate-buffered saline) Thermo Fisher Scientific 10010023
Penicillin/Streptomycin Gibco 15070063 10000 U/mL
PHA (phytohemagglutinin) Stem Cell Technologies 7811
Plastic Petri dishes Thermo Scientific R80115TS 10 0mm x 15 mm
RPMI 1640 Media HyClone 15-040-CV
Sodium pyruvate Gibco by Life technologies 11360070
Syringe Filters 0,45µl Rotilabo-Spritzenfilter P667.1
T-25 Cell culture flasks InvitrogenThermo Fisher Scientific AM9625
T-75 Cell culture flask Thermo Fisher Scientific 10232771
β- Mercaptoethanol Gibco A2916801

References

  1. Nkomo, V. T., et al. Burden of valvular heart diseases: a population-based study. Lancet. 368 (9540), 1005-1011 (2006).
  2. Clavel, M. A., et al. Impact of aortic valve calcification, as measured by MDCT, on survival in patients with aortic stenosis: results of an international registry study. Journal of the American College of Cardiology. 64 (12), 1202-1213 (2014).
  3. Rosenhek, R., et al. Predictors of outcome in severe, asymptomatic aortic stenosis. The New England Journal of Medicine. 343 (9), 611-617 (2000).
  4. Alushi, B., et al. Pulmonary Hypertension in Patients With Severe Aortic Stenosis: Prognostic Impact After Transcatheter Aortic Valve Replacement: Pulmonary Hypertension in Patients Undergoing TAVR. JACC: Cardiovascular Imaging. 12 (4), 591-601 (2019).
  5. Figulla, H. R., Franz, M., Lauten, A. The History of Transcatheter Aortic Valve Implantation (TAVI)-A Personal View Over 25 Years of development. Cardiovascular Revascularization Medicine. 21 (3), 398-403 (2020).
  6. Lauten, A., et al. TAVI for low-flow, low-gradient severe aortic stenosis with preserved or reduced ejection fraction: a subgroup analysis from the German Aortic Valve Registry (GARY). Euro Intervention Journal. 10 (7), 850-859 (2014).
  7. Mirna, M., et al. Multi-biomarker analysis in patients after transcatheter aortic valve implantation (TAVI). Biomarkers. 23 (8), 773-780 (2018).
  8. Wernly, B., et al. Transcatheter aortic valve replacement for pure aortic valve regurgitation: “on-label” versus “off-label” use of TAVR devices. Clinical Research in Cardiology. 108 (8), 921-930 (2019).
  9. Wernly, B., et al. Transcatheter valve-in-valve implantation (VinV-TAVR) for failed surgical aortic bioprosthetic valves. Clinical Research in Cardiology. 108 (1), 83-92 (2019).
  10. Mathieu, P., Bouchareb, R., Boulanger, M. C. Innate and Adaptive Immunity in Calcific Aortic Valve Disease. Journal of Immunology Research. 2015, 851945 (2015).
  11. Lerman, D. A., Prasad, S., Alotti, N. Calcific Aortic Valve Disease: Molecular Mechanisms and Therapeutic Approaches. European Cardiology. 10 (2), 108-112 (2015).
  12. Olsson, M., Thyberg, J., Nilsson, J. Presence of oxidized low density lipoprotein in nonrheumatic stenotic aortic valves. Arteriosclerosis, Thrombosis, and Vascular Biology. 19 (5), 1218-1222 (1999).
  13. Mazzone, A., et al. T-lymphocyte infiltration, and heat shock protein-60 are biological hallmarks of an immunomediated inflammatory process in end-stage calcified aortic valve stenosis. Journal of the American College of Cardiology. 43 (9), 1670-1676 (2004).
  14. Wu, H. D., et al. The Lymphocytic Infiltration in Calcific Aortic Stenosis Predominantly Consists of Clonally Expanded T Cells. The Journal of Immunology. 178 (8), 5329-5339 (2007).
  15. Raddatz, M. A., Madhur, M. S., Merryman, W. D. Adaptive immune cells in calcific aortic valve disease. American Journal of Physiology-Heart and Circulatory Physiology. 317 (1), 141-155 (2009).
  16. Galkina, E., et al. Lymphocyte recruitment into the aortic wall before and during development of atherosclerosis is partially L-selectin dependent. The Journal of Experimental Medicine. 203 (5), 1273-1282 (2006).
  17. Poursaleh, A., et al. Isolation of intimal endothelial cells from the human thoracic aorta: Study protocol. Medical journal of the Islamic Republic of Iran. 33, 51 (2019).
  18. Yun, T. J., Lee, J. S., Shim, D., Choi, J. H., Cheong, C. Isolation and Characterization of Aortic Dendritic Cells and Lymphocytes in Atherosclerosis. Methodsin Molecular Biology. 11559, 419-437 (2017).
  19. Adams, N. M., Grassmann, S., Sun, J. C. Clonal expansion of innate and adaptive lymphocytes. Nature Reviews Immunology. 20 (11), 694-707 (2020).
  20. Amedei, A., et al. Characterization of tumor antigen peptide-specific T cells isolated from the neoplastic tissue of patients with gastric adenocarcinoma. Cancer Immunology & Immunotherapy. 58 (11), 1819-1830 (2009).
  21. Niccolai, E., et al. Intra-tumoral IFN-gamma-producing Th22 cells correlate with TNM staging and the worst outcomes in pancreatic cancer. Clinical Science (London). 130 (4), 247-258 (2016).
  22. Niccolai, E., et al. The Different Functional Distribution of “Not Effector” T Cells (Treg/Tnull) in Colorectal Cancer. Frontiers in Immunology. 8, 1900 (2017).
  23. Llames, S., Garcia-Perez, E., Meana, A., Larcher, F., del Rio, M. Feeder Layer Cell Actions and Applications. Tissue Engineering Part B: Reviews. 21 (4), 345-353 (2015).
  24. Ponchio, L., et al. Mitomycin C as an alternative to irradiation to inhibit the feeder layer growth in long-term culture assays. Cytotherapy. 2 (4), 281-286 (2000).
  25. Delso-Vallejo, M., Kollet, J., Koehl, U., Huppert, V. Influence of Irradiated Peripheral Blood Mononuclear Cells on Both Ex Vivo Proliferation of Human Natural Killer Cells and Change in Cellular Property. Frontiers in Immunology. 8, 854 (2017).
  26. Amedei, A., et al. Molecular mimicry between Helicobacter pylori antigens and H+, K+ –adenosine triphosphatase in human gastric autoimmunity. Journal of Experimental Medicine. 198 (8), 1147-1156 (2003).
  27. Lienhardt, C., et al. Active tuberculosis in Africa is associated with reduced Th1 and increased Th2 activity in vivo. European Journal of Immunology. 32 (6), 1605-1613 (2002).
  28. Benagiano, M., et al. Chlamydophila pneumoniae phospholipase D (CpPLD) drives Th17 inflammation in human atherosclerosis. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 109 (4), 1222-1227 (2012).
  29. Benagiano, M., et al. Human 60-kDa heat shock protein is a target autoantigen of T cells derived from atherosclerotic plaques. Journal of Immunology. 174 (10), 6509-6517 (2005).
  30. Benagiano, M., et al. T helper type 1 lymphocytes drive inflammation in human atherosclerotic lesions. Procceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 100 (11), 6658-6663 (2003).

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Curini, L., Christopher, M. R., Grubitzsch, H., Landmesser, U., Amedei, A., Lauten, A., Alushi, B. Investigating Aortic Valve Calcification via Isolation and Culture of T Lymphocytes using Feeder Cells from Irradiated Buffy Coat. J. Vis. Exp. (168), e62059, doi:10.3791/62059 (2021).

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