JoVE Journal > Genetics
Summary
Abstract
Introduction
Protocol
Results
Discussion
Disclosures
Acknowledgements
Materials
References
Türkçe

Automatically Generated
Please note that all translations are automatically generated. Click here for the English version.
Genetics

CRISPR/Cas9 C. elegans rbm-3.2 Geninin dpy-10 Co-CRISPR Tarama İşaretçisi ve Monte Edilmiş Ribonikleoprotein Kompleksleri kullanılarak düzenlenmesi.

Published: December 11, 2020
doi:
10.3791/62001
, , , ,
1Department of Chemistry and Biochemistry,The University of Tulsa

Summary

Bu protokolün amacı, C. elegans genomunun monte edilmiş ribonikleoprotein kompleksleri ve tarama için dpy-10 co-CRISPR işaretleyicisi kullanılarak sorunsuz CRISPR/Cas9 düzenlemesini sağlamaktır. Bu protokol, C. elegans’ta eklemeler, silmeler, gen değiştirmeleri ve kodon ikameleri de dahil olmak üzere çeşitli genetik değişiklikler yapmak için kullanılabilir.

Abstract

Bakteri kümelenmiş düzenli aralıklı kısa palindromik tekrar (CRISPR)/Streptococcus pyogenes CRISPR ilişkili protein (Cas) sistemi, biyolojik olarak ilgili önemli sorunları incelemek için araştırmacılar tarafından kullanılmıştır. CRISPR/Cas genom düzenleme yönteminin benzersiz gücü, araştırmacıların seçtikleri herhangi bir çekirgeyi hassas bir şekilde düzenlemelerini sağlar, böylece gen fonksiyonunun daha fazla anlaşılmasını kolaylaştırır. C. elegans genomunu CRISPR/Cas9 ile düzenlemek için daha önce çeşitli yöntemler tanımlanmıştır. Burada, in vitro monte riboniklioprotein komplekslerini ve tarama için dpy-10 co-CRISPR işaretleyicisini kullanan bir yöntemi tartışıyor ve gösteriyoruz. Özellikle, bu makalede, bu CRISPR / Cas9 düzenleme yöntemini kullanarak homolojiye yönelik onarım ile C. elegans rbm-3.2 genine prematüre durdurma kodonlarını sokmanın adım adım sürecinden geçiyoruz. Bu nispeten basit düzenleme yöntemi, herhangi bir ilgi geninin işlevini incelemek için kullanılabilir ve crispr / cas9 düzenleme tarafından homozygous-edited C. elegans üretimine izin verir iki haftadan az bir sürede.

Introduction

Kümelenmiş Düzenli Aralıklı Kısa Palindromik Tekrar (CRISPR)/ Streptococcus pyogenes CRISPR ilişkili protein (Cas)teknolojisi,çok çeşitli organizmalarda verimli hedefli genom düzenleme sağlar 1 ,2,3,4. CRISPR sistemi ilk olarak prokaryotik antiviral immün yanıt5,6,7‘nin bir parçası olarak keşfedilmiştir. Type II CRISPR sistemi Cas9 gibi bir endonuclease kullanır, bir “NGG” Protospacer Bitişik Motifi (PAM) tanımak ve hedef DNA5,6, 7 ,8,9, 10 ,11,12‘de çift iplikli bir kırılma yapmak için transaktive RNA(tracrRNA)vekısa,hedef DNA özgü20nükleotid uzun kılavuz CRISPR RNA (crRNA). Bu çift iplikli kırılma hücresel DNA onarım makineleri tarafından lezyon olarak kabul edilir. Sonuç olarak, oluşturulan çift iplikli mola iki yoldan biri tarafından onarılabilir- i) Homolog olmayan uç birleştirme (NHEJ) veya ii) Homolojiye yönelik onarım (HDR)13. NHEJ genellikle hataya eğilimlidir ve bu nedenle, bu yol hedef DNA’daki çift iplikli kırılmayı onarmak için kullanıldığında, genellikle ilgi geninde mutasyonların (eklemeler, silmeler) inaktive olmasına neden olur. Öte yandan, çift iplikçik kırılmasının her iki tarafına homoloji ile eksojen bir onarım şablonu sağlayarak, hücresel DNA onarım makineleri molayı onarmak için HDR kullanmaya yönlendirilebilir13. HDR yöntemi böylece ilgi çekici herhangi bir çekirgenin hassas bir şekilde düzenlenmesini sağlar.

C. elegans14 , 15 , 16 , 17,18,19,20için çeşitli CRISPR/Cas9 gen düzenleme protokolleritanımlanmıştır. C. elegans’ta en sık kullanılan CRISPR/Cas9 düzenleme yöntemleri, CRISPR/Cas9 düzenleme 14 , 15 ,16 , 17 , 18,19,20için onarım şablonları oluşturmak için hem klonlama tabanlı hem de klonlama içermeyen protokolleri içerir. Bu protokol, tarama için dpy-10’u ortak CRISPR işaretçisi olarak kullanmaya dayalı klonlama içermeyen crispr/cas9 düzenleme protokolünü ayrıntılı olarak ele alınır. Şimdiye kadar, mevcut olan tek ayrıntılı C. elegans odaklıCRISPR / Cas9 düzenleme video protokolü tarama için bir floresan işaretleyici kullanır21. Bununla birlikte, tarama için floresan bir işaretleyici kullanmak, küçük Öncelikle Lisans Kurumlarındaki (PUI’ ler) birçok laboratuvarın erişmekte zorlanabileceği bir floresan mikroskobuna erişim gerektirir. Floresan belirteçleri taşıyan solucanlar ile düzenlemenin varlığı arasında önceki çalışmalarda pozitif korelatif sonuçların elde edildiğini belirtmek cesaretvericidir 21,22. Bununla birlikte, farklı kılavuz RNA’lar ve onarım şablonları ile çok çeşitli locileri düzenlemek için floresan bazlı tarama yönteminin genel verimliliğini belirlemek için ek çalışmalar gereklidir. Son olarak, bu floresan belirteçler için kodlanan plazmidler ekstrakromosomal diziler oluşturduğundan, değişken floresan genellikle pozitiflerin tanımlanmasını zorlaştırabilecek bu dizilerden üretilir23. Bu nedenle, floresan bazlı tarama yönteminin benimsenmesi yararlı olsa da, yukarıda belirtilen konular uygulanabilirliğini sınırlayabilir.

Görünür bir fenotip üreten bir co-CRISPR işaretçisi kullanmak, olumlu düzenlenmiş bir solucan bulmak için taranan soy sayısını büyük ölçüde azaltır23 , 24,25,26,27,28. Daha da önemlisi, bu belirteçler tarafından üretilen fenotipler basit bir diseksiyon mikroskobu 23 , 24 ,25,26,27,28,29,30,31,32,33,34altında kolayca tespit edilebilir. dpy-10 co-CRISPR markörü, C. elegans CRISPR/Cas9 genom düzenleme24, 27gerçekleştirmek için en iyi karakterize edilen ve yaygın olarak kullanılan ortak CRISPR işaretleyicilerindenbiridir. Bu nedenle, bu makalede, ribonikleoprotein komplekslerinin dpy-10 ile doğrudan teslimini kullanarak C. elegans’ta CRISPR/Cas9 düzenleme yönteminin ortak CRISPR işaretleyicisi olarak27,35. Bu yöntemde, hazırlanan düzenleme enjeksiyon karışımı, dpy-10 geni24 , 27,29 içinde bilinen bir heterozip dpy-10 (cn64) mutasyonu ile verilen gözlemlenebilir bir baskın “silindir” (Rol) fenotipinin üretilmesine aracılık etmek için iyi karakterize edilmiş bir dpy-10 crRNA vedpy-10onarım şablonundan oluşur. Homozigot durumunda mevcut olduğunda, dpy-10(cn64) mutasyonu, daha kısa ve stouter solucanları üreten dumpy (Dpy) fenotipine neden olur24,29. Rol fenotipi, birlikte sağlanan dpy-10 onarım şablonunun HDR aracılı CRISPR/Cas9 düzenlemesi ile dpy-10 geninin tek bir kopyasına doğru bir şekilde yerleştirilmesiyle aracılık eder. Bu nedenle, Rol C. elegans’ın ortaya çıkması, enjekte edilen solucanın hücrelerinde başarılı bir enjeksiyonun yanı sıra başarılı bir HDR aracılı düzenleme olayına işaret eder. CrRNA ve ilgi çekici hedef genin onarım şablonu dpy-10 crRNA ve dpy-10 onarım şablonu ile aynı enjeksiyon karışımında olduğundan, tanımlanan Rol solucanlarının da aynı anda ilgi çekici hedef gende düzenlenmiş olma olasılığı yüksektir. Bu nedenle, bu Rol solucanları daha sonra polimeraz zincir reaksiyonu (PCR) (50 bp’den büyük düzenlemeler için) veya PCR ve ardından kısıtlama sindirimi (50 bp’den küçük düzenlemeler için) gibi tekniklerle ilginin düzenlenmesi için taranır.

Genom düzenleme için bu yöntemi kullanmanın avantajları şunlardır: i) CRISPR düzenlemeleri bu yöntem kullanılarak nispeten yüksek bir verimlilikte (%2 ila% 70) oluşturulabilir27; ii) bu yöntemde kullanılan onarım şablonları ve kılavuz RNA’lar klonlama içermez, böylece nesilleri için gereken süreyi azaltır; iii) ribonucleoprotein komplekslerinin in vitroolarak birleştirilmesiyle, monte edilen düzenleme komplekslerinin konsantrasyonları nispeten sabit tutulabilir, böylece tekrarlanabilirliği arttırır; iv) plazmidlerden ifade edildiğinde düzenleme oluşturamayan bazı kılavuz RNA’ların, in vitro transkript crRNA’lar27olarak sağlandığında CRISPR/Cas9 genom düzenlemesi için çalıştığı gösterilmiştir; v) dpy-10 co-CRISPR işaretleyicisi dahil olmak üzere, bir diseksiyon mikroskobu kullanılarak kolay tarama sağlar ve pozitifleri bulmak için taranan soy sayısını azaltır24,27; ve vi) DNA dizilimi doğrulanmış homozigöz düzenlemeli solucan çizgileri bu yöntemle birkaç hafta içinde elde edilebilir19,27.

Birçok farklı C. elegans CRISPR yöntemi ile ilgili mükemmel kitap bölümleri yayınlanmıştır14,15,16,17,18,19,20,43. Bununla birlikte, dpy-10 co-CRISPR yönteminin laboratuvar ortamında bir video formatında gösterilmesi şu anda eksiktir. Bu makalede, putatif bir RNA bağlayıcı protein olan rbm-3.2 adlı temsili bir hedef geni düzenlemek için dpy-10 co-CRISPR yöntemini kullanma sürecini açıklar ve gösteririz (WormBase: https://wormbase.org/species/c_elegans/gene/WBGene00011156#0-9fcb6d-10).  Özellikle, burada in vitro monte ribonükleoprotein kompleksleri ve eksojen olarak sağlanan doğrusal tek iplikli onarım şablonu kullanarak C. elegans rbm-3.2 geni içinde üç prematüre durdurma kodonunun tanıtılması yöntemini ayrıntılı olarak açıklıyoruz. Bu çalışmalar rbm-3.2 geninde erken stop kodonları ile ilk C. elegans CRISPR suşunu üretmede başarılı olmuştur. C. elegans’ta bu genin işlevi ile ilgili şu anda çok fazla şey bilinmediğinden, bu suş RMB-3.2’nin işlevinin parçalanmasında yararlı bir araç olarak hizmet edecektir. Bu yöntem, C. elegans genomu içindeki herhangi bir çekirgeye eklemeler, ikameler ve silmeler yapmak için de benimsenebilir.

Protocol

CRISPR/Cas9 genom düzenleme protokolü, NIH yönergelerine uyarak Tulsa Üniversitesi Kurumsal Biyogüvenlik Komitesi tarafından onaylanmıştır. Bu protokol boyunca steril teknik uygulandı. Bu protokolün tüm adımları çekirdek içermeyen reaktifler kullanılarak gerçekleştirildi. RNase arındırıcı bir çözelti ile temizlik eldivenlerinin yanı sıra çalışma alanları ve ekipmanlar (örneğin pipetler, cam eşyaların dış cephesi vb.) gibi RNaze kontaminasyonunun önlenmesine özel özen sunuludur. 1. crRNA tasarımı Cas9’un düzenleme sitesine en yakın kesimi yapmasına olanak sağlayan PAM’yi bulun. PAM sitesi 5′-NGG-3′. PAM’nin DNA’nın her iki ipinde de olabileceğini unutmayın. CRRNA dizisi olarak PAM’nin 5′ ucunda 20 bp seçin.NOT: Ticari şirketler tarafından sentezlenen gerçek crRNA dizisi, sentezleme şirketi tarafından hedefe özgü 20 bp crRNA dizisine otomatik olarak eklenen ek bir genel sıraya sahip olduğundan 20 bp’den daha uzundur. Hedef dışı etkilerle ilgili olarak, son çalışmalar C. elegans36 , 37 , 38,39,40’taCas9’unhedef dışı etkilerinibulamadı. Ayrıca, CRISPR tarafından düzenlenen suşlar aşilir. Bu nedenle, tasarlanan CRRNA’ların hedef dışı etkileri konusunda çok endişeli değiliz. Bununla birlikte, http://genome.sfu.ca/crispr/ ve http://crispor.tefor.net/ dahil olmak üzere çevrimiçi web siteleri, en az hedef dışı efektlere sahip CRRNA’ları bulmak ve seçmek için kullanılabilir38,41. G veya GG ile biten crRNA’lar ve ‘den fazla GC içeriğine sahip olanların daha verimli olacağı tahmin edilmektedir19,23,42. Bir şirketten en az 10 nmol crRNA sipariş edin (örneğin IDT, Horizon Discovery, vb.). Liyofilize crRNA geldiğinde, mikroenjeksiyon gününe kadar -30 ° C’de saklayın. Mikroenjeksiyonun gerçekleştirildilmesi gününde, liyofilize crRNA’yı bir dakika boyunca maksimum hızda (17.000 x g) döndürün ve crRNA’nın 8 μg/μL stoğunu yapmak için 5 mM Tris-Cl (pH 7.4) olarak yeniden depolanın. Kullanılmayan crRNA stoğunu -80 °C’de dondurarak saklayın. 2. Şablon tasarımını onarın Bir dizi düzenleme yazılımı indirin (örneğin CLC sıra görüntüleyici, APE, Snapgene, Vector NTI, vb.). ClC sıra görüntüleyici sürüm 8.0’ı (Qiagen) kullanıcı dostu olduğu ve ücretsiz olarak indirilebildiği için kullanıyoruz. İlgi çekici hedef DNA’nın dizisini dizi görüntüleyiciye yapıştırın. Onarım şablonunun yönü düzenleme verimliliğini etkiler28. PAM’nin 5′ ucuna bir onarım dizisi eklemek için, PAM dizisinin bulunduğu DNA ipliğine ait DNA dizisine sahip tek iplikli bir onarım şablonu tasarlayın (protospacer strand)28. PAM’nin 3′ ucuna bir onarım dizisi eklemek için, PAM dizisini (ara iplikçik) taşımayan DNA iplikçiğinden DNA dizisi ile tek iplikli bir onarım şablonu tasarlayın28. Düzenlemenin her iki tarafında (5′ ve 3′ ucunda) kesintisiz homolojiye sahip 35 baz sıra çifti seçin. Onarım şablonunun veya düzenlenmiş genomik DNA’nın Cas9 tarafından kesilmesini önlemek için PAM’yi mutasyona uğratın veya silin. PAM’nin mutasyonu mümkün değilse, onarım şablonunun veya düzenlenmiş genomik DNA’nın kesilmesini önlemek için PAM’nin 5’ ucuna yakın birkaç sessiz mutasyon tanıtın. PAM’nin sessiz mutasyonlarını yalnızca şeytani bir bölgede mevcutsa ortaya çıkarmakta olduğundan emin olun. Mutasyona uğramış kodon’un orijinal mutasyona uğramamış kodonla karşılaştırılabilir bir frekansta tanıtıldığından emin olmak için kodon kullanım sıklığını kontrol edin (örneğin https://www.genscript.com/tools/codon-frequency-table). Bazı durumlarda, mutasyona uğramış kodon’u, mutasyona uğramamış kodonla benzer bir frekansta tanıtmak mümkün olmayabilir. Bununla birlikte, birkaç amino asidin mutasyonlarını yapmak için, mutant proteinin ifade seviyesinin önemli ölçüde değiştirilmesini beklemiyoruz. Düzenleme küçükse (örneğin birkaç tabanın mutasyonu), sessiz mutagenezi tarafından düzenlemeye yakın benzersiz bir kısıtlama sitesi tanıtın. Sessiz mutajeniz tarafından getirilebilecek kısıtlama sitelerini bulmak için http://heimanlab.com/cut2.html kullanıyoruz. Mutasyona uğramış kodon’un orijinal mutasyona uğramamış kodonla karşılaştırılabilir bir frekansta tanıtıldığından emin olmak için kodon kullanım sıklığını kontrol edin. Yukarıda belirtildiği gibi, bu her zaman mümkün değildir. Bununla birlikte, birkaç amino asidin mutasyonlarını içeren deneyler için mutant proteinin ifade seviyesinin önemli ölçüde değiştirilmesini beklemiyoruz. HDR için doğrusal tek iplikli onarım şablonlarını 4 nmol ultramer oligos olarak sentezle ve satın al. Onarım şablonunun 1 μg/μL stoğunu yapmak için nükleaz içermeyen suda liyofilize oligonükleotid onarım şablonunu yeniden depolayın ve bir sonraki kullanıma kadar -30 °C’de saklayın. 3. Astar tasarımının taranır CLC sıra görüntüleyici veya diğer benzer uygulamaları kullanarak, sırasıyla düzenlemenin her iki tarafında 20 ila 23 baz çifti ileri ve ters astarlar tasarlayın, böylece PCR amplifikasyonu üzerine 400 ila 600 baz çift arasında bir bant üretirler. Birkaç kilobases boyutunda daha büyük eklemeler için, ileri astarı onarım şablonunun sol homoloji kolunun hemen dışında yer olacak şekilde tasarlayın. Ters astarı onarım şablonlarının içinde yerleştirilecek şekilde tasarlayın. Bu durumda, bir PCR ürünü yalnızca olumlu düzenlenmiş solucanlar durumunda elde edilecektir. Daha uzun eklemeler için homozigous tarafından düzenlenmiş solucanları tanımlamak için, ekleme bağlantı noktaları dışında bulunan ileri ve ters astarlar tasarlayarak eklemenin tüm bölgesini güçlendirin. Astarları test edin ve genotipleme için astarları kullanmadan önce vahşi tip genomik DNA ile PCR koşullarını optimize edin. Genomik DNA’nın PCR amplifikasyonu sırasında (varsa) beklenen boyutta tek bir bant üretildiğinden emin olun. 4. Genç yetişkin solucanların enjeksiyona hazırlanması L2-L3 evre C. elegans’ı MYOB plakasında taze bir bakteri çimine alın ve bir gecede 20 °C’de kuluçkaya yatırın.NOT: MYOB plakaları yapma protokolüne buradan ulaşabilirsiniz: http://www.wormbook.org/wli/wbg13.2p12a/ Mikroenjeksiyon gününde, enjekte etmek için uterusta 10’dan az embriyo olan genç yetişkin solucanları seçin. 5. Enjeksiyon karışımının hazırlanması Enjeksiyon karışımını steril nükleaz içermeyen tüplerde Tablo 1’de gösterildiği gibi hazırlayın.NOT: Enjeksiyon karışımının bileşenleri, bu karışımla gelecekteki enjeksiyonlar öngörülmezse 5 μL enjeksiyon karışımları (20 μL yerine) yapmak için ölçeklendirilebilir. Enjeksiyon karışımını pipetleme ile karıştırın. Ribonokleoprotein komplekslerini monte etmek için enjeksiyon karışımını 37 °C’de 15 dakika kuluçkaya bırakın. Enjeksiyon karışımını 4 °C’de 17.000 x g’da 5 dakika döndürün. 6. C. elegans gonad içine mikroenjeksiyon CRISPR enjeksiyon karışımının Iyer ve ark. 201943’teaçıklandığı gibi C. elegans gonadına mikroenjeksiyonu gerçekleştirin. CRISPR enjeksiyon karışımı ile yaklaşık 30 solucan enjekte edin. Kullanılmayan enjeksiyon karışımı, verim kaybı olmadan yaklaşık 6 ay boyunca 4 °C’de depolanarak yeniden kullanılabilir49. Mümkünse her iki gonad kolunu da enjekte edin. Enjekte edilen solucanlar P0 kuşağı olarak kabul edilir. 7. Enjekte solucan kurtarma ve transfer Mikroenjeksiyondan sonra, mikroenjeksiyonlu P0 solucanlarını bir solucan çekme kullanarak OP50 E. coli ile tohumlanmış 60 mm MYOB agar plakasına taşıyın ve yaklaşık bir saat oda sıcaklığında iyileşmelerini bırakın. Geri kazanım sıcaklığının enjekte edilen solucanların genotipine bağlı olacağını unutmayın. Örneğin, sıcaklığa duyarlı suşlar için farklı bir sıcaklıkta solucan geri kazanımı gerekebilir. Platin tel solucan toplama kullanarak, enjekte edilen her solucanı tek bir tohumlu 35 mm MYOB agar petri plakasına aktarın ve ertesi güne kadar 20 ° C’de yumurta bırakmalarına izinverin. Bazı solucanların mikroenjeksiyon prosedüründen kaynaklanan yaralanma sonucu öleceğini unutmayın. Sadece hayatta olan solucanları toplar ve hareket sergiler. 24 saat sonra, enjekte edilen solucanları yeni bireysel plakalara aktarın (plaka başına 1 solucan). 8. C’ninseçilmesi. tarama için eleganlar Enjeksiyon yapıldıktan sonra 20 °C’de 3 ila 4 gün, bir diseksiyon mikroskobu kullanarak enjekte edilen solucanların soylarını içeren tüm plakaları izleyin. Silindir (Rol) ve dumpy (Dpy) fenotipleri sergileyen F1 soyuna sahip plakaları tanımlayın. Dpy fenotipi, solucanların aynı gelişim aşamasındaki kontrol solucanlarından daha kısa ve stouter göründüğü yerdir (WormBase: https://wormbase.org/species/all/phenotype/WBPhenotype:0000583#0–10). Rol ve Dpy solucanlarına sahip plakalar,sırasıyla heterozipöz veya homozig durumunda mevcut olacak dpy-10 (cn64) mutasyonu ile F 1 soylarının başarıyla düzenlendiği plakaları temsil eder. Tarama için en silindirli ve dumpy solucanlara sahip plakaları seçin. Bu plakalardan kendi bireysel plakalarına (plaka başına1 solucan) 50 ila 100 F 1 Rol solucanı ayırır ve yumurta bırakmalarına izin verir. L4 aşamalı F 1 Rol solucanlarının1 ila 2 gün boyunca yumurta bırakmasına ve soy (F2)üretmesine izin verin. 9. Tek solucan lizisi ve PCR F2’yi 1 ila 2 gün ürettikten sonra, her bir F1 Rol annesini 20 mg/ mL Proteinaz K’nin 1:100 seyreltilmesiyle 2,5 μL lizis tamponuna (Tablo 2) aktarın. Tüpleri -30 °C’de 20 dakika dondurun. Solucanlar bu aşamada bir sonraki analize kadar uzun bir süre saklanabilir. Aşağıdaki koşullarla bir PCR termosikörü üzerinde tek solucan lizisi yapın: 1 saat için 60 °C, 15 dakika 95 °C ve 4 °C’de tutun. Pcr tüpü içeren lysed solucanın 2,5 μL’sine doğrudan aşağıdaki reaktifleri ekleyin: dNTP’ler içeren 12,5 μL 2x PCR karışımı, DNA polimeraz, MgCl2 ve yükleme boyası, 1 μL 10 μM ileri astar, 1 μL 10 μM ters astar ve steril su 22,5 μL’ye. Her PCR reaksiyonunun toplam hacmi 25 μL’dir.NOT: Birden fazla F1 solucanının taranması durumunda, birden fazla reaksiyon için bir PCR master-mix yapmak ve her liziz tüpüne 22,5 μL ana karışım eklemek daha hızlı ve daha uygundur. Pcr reaksiyonlarını aşağıdaki koşullarla bir termosikçi üzerinde ayarlayın: 1 dakika için 95 °C, 15 s için 95 °C 35 döngü, 15 s için 55 °C (her astar seti için optimize), 1 dakika için 72 °C (her hedef DNA için optimize edin)44. Reaksiyonları 4 °C’de tutun. 10. Kısıtlama sindirimi ve agarose jel elektroforezi NOT: Kısıtlama sindirimi yalnızca küçük düzenlemeleri (50 bp’den az) tararken gereklidir. PCR DNA’sının 10 μL’lik kısmını 9. 15 μL reaksiyon başına 2 ila 4 birim kısıtlama enzimi ve 1x kısıtlama enzim tamponu (1,5 μL 10x reaksiyon tamponu) ekleyin. 37 °C’de (veya enzime özgü diğer sıcaklıkta) 2 saat kuluçkaya yatırın (hızlı etkili enzimlerle daha kısa kuluçka süreleri mümkün olabilir). Isı, PCR tüplerini 65 °C’de (veya enzime özgü diğer sıcaklıkta) 10 ila 15 dakika ısıtarak kısıtlama sindirimini devre dışı bırakın. Her PCR tüpünden gelen tüm reaksiyonun tamamını% 1-2 agarose jelin tek bir kuyusuna yükleyin ve uygun bant ayrımı elde edilene kadar jeli 110 mA’da çalıştırın.NOT: Agarose jel üzerinde çalışırken görselleştirme için zaten bir yükleme boyası olan bir PCR karışımı kullanıyoruz. Bu karışım kısıtlama sindirim reaksiyonunu engellemez ve bu nedenle aynı anda birçok solucanı taramak için kullanılması uygundur. 11. Olumlu düzenlenmiş solucanları tanımlayın DNA bant boyutlarını tespit etmek için agarose jellerini UV ışığı altında (ethidium bromür jelleri için) görselleştirin.NOT: Pozitif olarak düzenlenmiş solucanlar, solucan genomunda istenen çekirgede kısıtlama alanını taşıyan onarım şablonunu kullanarak düzenleme nedeniyle beklenen boyutta ekstra bir DNA bandı gösterecektir. F1 silindir solucanlarının düzenleme için heterozygous olması ve bu nedenle üç bant (bir vahşi tip kesilmemiş PCR ürünü ve düzenlenmiş kesilmiş PCR ürününden iki küçük parça) sergilemesi beklenir. Nadir olmasına rağmen, homozigotların ara sıra ortaya çıktığı belirtilmelidir. Düzenlemenin varlığı Sanger dizilimi tarafından doğrulanana kadar tüm orijinal olumlu düzenlenmiş plakaları kaydedin. 12. İlginin homozigoz düzenlemesi İlgili olumlu düzenlenmiş F 1 Rol solucan plakalarından 8 ila12 arasında vahşi tip görünümlü yuvarlanmayan F 2 solucanı seçin ve1 ila 2 gün boyunca yumurta bırakmalarına ve soy üretmelerine izin verin.NOT: C. eleganlar kendi kendine döllenen hermafroditler olduğundan, düzenlenmiş alel canlılığı veya gelişimi etkilemiyorsa, beklenen homozigöz mutantların oranı yaklaşık% 25 olmalıdır. Yuvarlanmayan F2 solucanları dpy-10 locus için vahşi tip olmalıdır. Yuvarlanmayan solucanları toplamak, dpy-10 (cn64) mutasyonunu kaybetmiş ve yalnızca ilgi geninizde mutasyona sahip olan düzenlenmiş solucanların üretilmesini sağlar. Dpy-10 geninin kromozom II’de mevcut olduğunu unutmayın. İlgi geniniz dpy-10ile bağlantılıysa, dpy-10 mutasyonunu ilgi geninizden kolayca ayıramayabilirsiniz. Homozigöz solucan çizgilerini tanımlamak için 9 ile 11 arasında adımlar gerçekleştirin. 13. Sıralama yaparak düzenlemeyi onaylayın Homozigöz solucanlar tanımlandıktan sonra, adım 9’da açıklandığı gibi lizis ve PCR gerçekleştirin. Sıralanacak her homozigöz hat için en az 3 PCR reaksiyonları ayarlayın. PCR arıtma kiti kullanarak PCR reaksiyonlarını arındırın. Nanodrop spektrofotometre kullanarak DNA konsantrasyonunu ölçün. Sanger dizilimi için ilgili ileri astar ile örnek gönderin. İleri astarın sıralanacak düzenlemeden en az 50 taban uzakta olacak şekilde tasarlandığından emin olun. Düzenlemenin varlığını onaylamak için sıra analiz yazılımını kullanarak sıralama sonuçlarını analiz edin.

Representative Results

rbm-3.2, insan dekolte stimülasyon faktörü alt birimi 2 tau varyantı (WormBase: https://wormbase.org/species/c_elegans/gene/WBGene00011156#0-9fcb6d-10) için homolojiye sahip putatif bir RNA bağlayıcı proteindir. RBM-3.2 proteini, protein fosfataz 1 (GSP-1) ve düzenleyicileri Inhibitör-2 (I-2SZY-2)ve SDS-22’nin bağlayıcı bir ortağı olarak tanımlanmıştır. Şu anda, C. elegans rbm-3.2 geninin işlevi hakkında çok az şey bilinmektedir. Bu nedenle, C. elegans rbm-3.2 geninin biyolojik rolünü daha fazla araştırmak için, rbm-3.2-null allele rbm-3.2 (ok688) Caenorhabditis Genetics Center’dan (CGC) eldeedildi. Ne yazık ki, tüm rbm-3.2 geninin silinmesine ek olarak, rbm-3.2 (ok688) alelesi de üst üste binen bir genin kısmi olarak silinmesine neden olur, rbm-3.1, böylece genetik analizi karmaşıklaştırır. Bu nedenle, RBM-3.2 geninin C. elegans’taki rolünü doğru bir şekilde araştırmak için CRISPR/Cas9 düzenlemesini kullanarak C. elegans rbm-3.2 kodlama bölgesinin başlangıcına çok yakın üç erken durdurma kodonunu tanıttık ve üst üste gelen rbm-3.1 geni bozulmadan bıraktık. Bu erken durdurma kodonlarını C. elegans rbm-3.2 genine tanıtmak için, DNA’nın karşı teli (şablon iplikçik) üzerinde bulunan pam motifli bir crRNA tasarladık (Şekil 1A). Cas9 kesim alanı, rbm-3.2 başlangıç kodon ATG’sinden 6 taban uzakta bulunuyordu. RBM-3.2 genine erken durdurma kodonları sokmak, Aşağıdaki beş ana özelliğe sahip bir onarım şablonu tasarladık: 1) RBM-3.2 başlangıç kodonunun (sol homoloji kolu) rbm-3.2 yukarı akışına 35 kesintisiz homoloji tabanı 2 ) PAM motifini içeren kısa bir taban alanı silindi 3) Tarama için başlangıç kodonunun hemen ardından bir EcoRI kısıtlama sitesi tanıtıldı 4) RBM-3.2’nin ikinci ve üçüncü kodonları silindi ve rbm-3.2 mRNA 5’in çevirisini durdurmak için beşinci RBM-3.2 kodon’dan sonra üç stop codon tanıtıldı) Rbm-3.2’nin ilk intronuna 35 kesintisiz homoloji tabanı edit’in aşağı akışına dahil edildi (sağ homoloji kolu) ( Şekil1B). Bu CRISPR deneyi için enjeksiyon karışımı Tablo I’debelirtildiği gibi hazırlanmıştır. Enjeksiyon karışımı ribonokleoprotein komplekslerini monte etmek için 15 dakika boyunca 37 °C’de inkübe edildi. Karışım daha sonra santrifüjlendi ve çekilen mikroenjeksiyon iğnesine yüklendi. C. elegangonad içine mikroenjeksiyon Iyer ve ark. 201943’teaçıklandığı gibi gerçekleştirildi. Şekil 2, bu protokolü kullanarak düzenlenmiş C. elegans oluşturmak için deneysel zaman çizelgesini tasvir eder. Her CRISPR deneyi için tipik olarak 30 solucan enjekte etsek de, bazı laboratuvarlar her CRISPR deneyi için daha az solucan (10 ila 20 arasında) enjekte eder. Daha fazla solucan enjekte etmek olumlu düzenlemeler bulma olasılığını artırdığından, daha fazla sayıda solucan enjekte etmeyi tercih ediyoruz. Birçok laboratuvar tarama için “jackpot” kuluçkalarını (‘den fazla Rol ve Dpy soyuna sahip plakalar) seçer. Birkaç CRISPR deneyi yaptıktan sonraki deneyimimizde, jackpot yavruları ara sıra ortaya çıksa da, çoğu zaman, tarama için seçilen Rol solucanları genellikle her biri birkaç Rol soyundan oluşan birçok farklı P0 plakasından gelir. Bu deneyde büyük ikramiye yavruları elde edildi. Toplamda, düzenlemenin varlığı için 7 enjekte edilen P0 solucanından elde edilen 73 F1 Rol solucanının genomik DNA’sını taradık. Rbm-3.2 geninin başlangıç kodonlarına göre tarama astarlarının dizileri ve konumları Şekil 3A’datemsil edilmektedir. Analizimiz sayesinde, 73 F1 solucandan 7’sinin düzenleme için olumlu olduğu bulundu (%9,5) (Şekil 3B). Düzensiz solucanlar EcoRI sindirimi üzerine 445 bp’lik tek bir DNA parçası gösterdi. Rbm-3.2 geninde prematüre stop codon taşıyan solucanlar EcoRI sindirimi üzerine sırasıyla 265 bp ve 166 bp’lik iki parça sergilediler. Heterozipöz olarak düzenlenmiş solucanlar EcoRI sindirimi üzerine üç parça gösterdi: rbm-3.2 geninin düzenlenmiş kopyasından sırasıyla 445 bp’lik bir vahşi tip düzenlenmemiş DNA parçası ve sırasıyla 265 bp ve 166 bp’lik iki DNA parçası. Homozigot düzenleri taşıyan solucanları tanımlamak için, tanımlanan pozitif F 1 heterozygotlardan12 F2 solucanını yeni bireysel plakalara aktardık ve soy üretmelerine izin verdik (F3). F2 solucanları daha önce açıklandığı gibi homozigozite taramasından geçirildi. 12 üzerinden 6 () taranmış solucanların ilgi alanı düzenlememiz için homozigous olduğu bulunmuştur (Şekil 4A). Tanımlanan homozigöz düzenlemeli bir solucan hattının genomik DNA’sı DNA dizileme reaksiyonunun kurulmasında kullanıldı. DNA dizileme analizi, düzenlemenin homozig durumunda varlığını doğruladı (Şekil 4B). Genel olarak, tüm homozygous tarafından düzenlenmiş solucan çizgilerinin aynı fenotipi (null mutasyon belirli bir fenotip üretiyorsa) sergilediğini sağlamak için birden fazla homozigöz solucan çizgisini sıralamak faydalıdır. Ayrıca, batı şişkinliği veya RT-PCR gibi ifade tabanlı bir test kullanarak veya fenotip analizi yoluyla gen nakavtlarını doğrulamak da gerekebilir. Bunun nedeni, genin başlangıcında erken durdurma kodonlarının tanıtılmasına rağmen, prematüre durdurma kodonlarının aşağı akışlarında alternatif bir ATG’nin mevcut olması mümkündür. Bu ATG protein ekspresyon başlatmak için kullanılabilir, bu da kısmen fonksiyonel bir kesilmiş protein ile sonuçlanır. Reaktif Konsantrasyon Eklenecek Birim gliserol ile çekirdeksiz suda CAS9 proteini 2 μg/μL 5 μL 5 mM Tris-Cl pH 7,5’te tracrRNA 4 μg/μL 5 μL dpy-5 mM Tris-Cl pH 7,5’te 10 crRNA 8 μg/μL 0,4 μL rbm-3.2 crRNA içinde 5 mM Tris-Cl pH 7.5 8 μg/μL 1 μL steril nükleaz içermeyen suda dpy-10 onarım şablonu 500 ng/μL 0,55 μL rbm-3.2 steril nükleaz içermeyen suda onarım şablonu 1 μg/μL 2,2 μL Steril nükleaz içermeyen suda KCl 1 M 0,5 μL steril nükleaz içermeyen su – 5,35 μL Tablo 1: Riboncleoprotein kompleksleri ve dpy-10’u ortak CRISPR işaretleyicisi olarak kullanarak CRISPR/Cas9 düzenlemesi için enjeksiyon karışımının bileşenleri. Enjeksiyon karışımını yaparken steril teknikler ve RNase içermeyen reaktifler kullanın. Enjeksiyon karışımını yapmak için steril, DEPC arıtılmamış nükleaz içermeyen su kullanıldığını lütfen unutmayın. Reaktif Konsantrasyon Eklenecek birim Kartal 1 M 5 mL Tris-HCl pH 8.3 1 M 1 mL MgCl2 1 M 250 μL NP-40 (veya IGEPAL CA-630) 100% 450 μL Ara-20 100% 450 μL Jelatin 2% 500 μL Su – 92,35 mL Tablo 2: Solucan liziz tampon tarifi. Solucan liziz tamponu uzun süreli depolama için toplu, otoklavlı, filtrelenmiş ve aliquoted yapılabilir (NOT: lizis tamponu oda sıcaklığında bir yıldan fazla saklanabilir). Her kullanımdan hemen önce solucan liziz tamponu için 20 mg/mL proteinaz K 1:100 seyreltme ekleyin. Şekil 1: RBM-3.2 prematüre stop CRISPR için crRNA ve onarım şablonu tasarımını gösteren şematik. A. rbm-3.2 geninin kodlama ve şablon iplikçiklerini crRNA dizisi ve şablon dizisinde bulunan PAM motif dizisi ile gösteren şematik. B. RBM-3.2 genine üç erken durdurma kodon tanıtmak için sentezlenen onarım şablonunun farklı özelliklerini temsil eden şematik. Bu rakamın daha büyük bir sürümünü görüntülemek için lütfen buraya tıklayın. Şekil 2: Önceden monte edilmiş ribonucleoprotein kompleksleri ve ortak CRISPR işaretçisi olarak dpy-10 kullanarak CRISPR/Cas9 düzenlemesi ilehomozygous-edited C. elegans oluşturmak için deneysel zaman çizelgesi. CRISPR/Cas9 düzenleme yöntemini kullanarak homozigous-edited C. elegans oluşturmak için gerçekleştirilmesi gereken adımların günlük dökümü. Kısaca, 30 solucan mikroenjeksiyon kullanılarak CRISPR düzenleme karışımı ile enjekte edildi ve OP50 E. coliile tohumlanmış bireysel MYOB plakalarına ayrıştırıldı. 24 saat sonra, enjekte edilen P0 solucanları taze yeni MYOB plakalarına aktarıldı ve yumurta bırakmaya devam etmesine izin verildi. Mikroenjeksiyondan sonraki 3. ve 4. günlerde plakalarda Rol F1 solucanlarının varlığı incelendi. Maksimum Rol ve Dpy F1 solucan sayısına sahip plakalar seçildi ve 73 F1 Rol solucanı (CRISPR deneyi başına genellikle 50 ila 100 F1 Rol solucanı topluyoruz) yeni bireysel MYOB plakalarına (plaka başına 1 solucan) tek tek verildi ve yaklaşık 2 gün boyunca yumurta bırakmasına izin verildi. Mikroenjeksiyondan sonraki 6. günde, progeny (F2)üreten F1 solucanlarından solucan lizazları hazırlandı ve PCR tarafından düzenlemenin varlığı ve ardından EcoRI ve agarose jel elektroforezi ile kısıtlama sindirimi için tarandı. 7. Günde, Rol olmayan 12, Dpy olmayan F2 solucanları pozitif plakalardan yeni bireysel plakalara aktarıldı ve soy üretmesine izin verildi (F3). 9. günde, F2 solucanları daha önce açıklandığı gibi düzenlemenin homozigozitesi için tarandı. 10. günde homozigous F3 solucanları için solucan lizisi, PCR ve PCR temizliği yapıldı ve DNA konsantrasyonu NanoDrop spektrofotometre kullanılarak ölçüldü. 11. günde, Sanger dizileme reaksiyonları pozitif örnekler için kuruldu ve reaksiyonlar DNA dizilemesi için gönderildi. 12. günde sıralama sonuçları analiz edildi ve düzenlemenin varlığı bir sıra analiz yazılımı (örneğin CLC sıra görüntüleyici) kullanılarak doğrulandı. Bu rakamın daha büyük bir sürümünü görüntülemek için lütfen buraya tıklayın. Şekil 3: Rbm-3.2 prematüre stop kodonları için heterozipöz olan C. eleganların taranır. EcoRI ile sindirilen C. elegans genomik PCR DNA’sının agarose jel elektroforezi görüntüleri. 73 bireysel F1 solucanı genotiplendi ve rbm-3.2 düzenlemesinin varlığı için tarandı. Kırmızı sayılar ve yıldız işaretleri pozitif düzenlenmiş solucanları gösterir. Pozitif olarak düzenlenmiş 7 C. elegans’ın tümü, EcoRI sindirimi üzerine rbm-3.2 geninin düzenlenmiş kopyasından sırasıyla 445 bp’lik bir vahşi tip düzenlenmemiş DNA parçası ve 265 bp ve 166 bp’lik iki DNA parçası sergiledikleri için düzenleme için heterozygous oldu. Bu rakamın daha büyük bir sürümünü görüntülemek için lütfen buraya tıklayın. Şekil 4: Rbm-3.2 prematüre stop kodonlarını taşıyan homozygous düzenlemeli C. eleganların tanımlanması ve doğrulanması. A. RBM-3.2 prematüre stop codons için homozigous C. elegans içintarama. EcoRI ile sindirilen C. elegans genomik DNA’sının agarose jel elektroforezi görüntüleri. Pozitif plakalardan12 ayrı F 2 solucanı genotiplendi ve rbm-3.2 düzenlemesinin homozigozitesi açısından tarandı. Kırmızı: homozigous-düzenlenmiş solucanlar. Taranan 12 F2 solucanının 6’sı () rbm-3.2 prematüre stop kodonları için homozigous idi. Solucan 7 için PCR ürünü yoktu. B. ERKEN DURDURMA KODONLARININ RBM-3.2’ye yerleştirilmesi dna dizilimi ile doğrulanıyor. Düzenlenmemiş ve düzenlenmiş homozigotların DNA ve protein dizilerinin karşılaştırılını gösteren şematik. Homozigöz düzenlemeli solucanlardan elde edilen genomik DNA’nın DNA dizileme sonuçlarının analizi CRISPR/Cas9 düzenlemesi üzerine rbm-3.2 geninde üç erken durdurma kodonunun varlığını doğruladı. CRISPR/Cas9 düzenlemesinden sonra ortaya çıkan tüm amino asit değişiklikleri kırmızı harflerle veya kırmızı yıldızlarla gösterilir. Bu rakamın daha büyük bir sürümünü görüntülemek için lütfen buraya tıklayın.

Discussion

Yukarıdaki protokolü rbm-3.2 dışında birkaç geni düzenlemek için kullandık. Farklı loci, kılavuz RNA’lar ve onarım şablonları (tek telli ve çift telli) için düzenleme verimliliklerimiz% 2 ila% 58 arasında değişmektedir (veriler gösterilmemektedir). Gözlemlenen düzenleme verimlilikleri, bu protokol için daha önce bildirilen% 2 ila% 70 düzenleme verimliliği ile karşılaştırılabilir27. Gen silmede de bu tekniği kullanmada başarılı olduk. İki crRNA kullanarak, 6 kb uzunluğa yakın bir geni yeşil floresan protein (GFP) kodlama dizisiyle değiştirdik (veriler gösterilmedi). Bu deney için, analiz edilen Rol F1 solucanlarının yaklaşık% 14’ünün gen silme ve GFP ile değiştirme için pozitif olduğu bulunmuştur (veriler gösterilmemektedir). Bununla birlikte, bu teknik kullanılarak gerçekleştirilebilecek maksimum gen silme ve değiştirme uzunluğunu belirlemek için ek deneyler gereklidir.

Bu teknik,19uzunluğunda yaklaşık 1,6 kb uzunluğunda eklemeler yapmak için kullanılabilir. Yeni bir çalışma, bu protokolü kullanarak 1,6 kb’ın üzerinde eklemeler yapmak için, iki çift iplikçik molası oluşturmak ve daha uzun homoloji kollarına sahip onarım şablonları kullanmak, çok daha büyük DNA parçalarının yerleştirilmesini sağlayabilir (~10 Kb)28. Alternatif olarak, daha büyük düzenlemeler oluşturmak için bu protokolle birden fazla gen düzenleme turu gerçekleştirilebilir. 1.6 kb46, 47,48’denbüyük DNA parçalarının yerleştirilmesini içeren CRISPR deneyleri için diğer plazmid tabanlı C. elegans CRISPR/Cas9 gen düzenleme protokolleri de benimsenebilir.

Gen düzenleme için bu protokolü kullanmadan önce, ilgi geninin kromozom II’deki dpy-10 lokusu ile bağlantılı olmadığından emin olmak gerekir. Bir hedef genin dpy-10’abağlanması durumunda, dpy-10 mutasyonunu ilgi alanı düzenlemenizden ayırmak sorunlu olabilir. Bu nedenle, ilgi geninin dpy-10 çekirgesine bağlanması durumunda, unc-58 (X kromozomu), unc-22 veya zen-4 (kromozomIV) ve ben-1 veya pha-1 (kromozom III) gibi farklı kromozomlar üzerinde bulunan diğer co-CRISPR belirteçlerikullanılabilir 24,25,26,28. Meyer laboratuvarından elde edilen veriler, ben-1 ve zen-4 mutasyonlarının bu yöntemle tarama için başarılı co-CRISPR belirteçleri olarak kullanılabileceğini göstermektedir28. Bununla birlikte, zen-4 ve pha-1’in co-CRISPR işaretleyicileri olarak kullanılmasının CRISPR deneyini vahşi olmayan zen-4 (cle10ts) veya pha-1(e2123ts) arka planlarında sırasıyla26,28. Ayrıca, ben-1 gibi bazı co-CRISPR işaretleyicilerini içeren CRISPR deneyleri, özel plakaların (örneğin benzimidazol içeren plakalar) hazırlanmasını gerektirebilir28. Unc-58 co-CRISPR işaretçisini, bu yöntemi kullanarak dpy-10’a bağlı bir gen için olumlu düzenlemeleri taramak için başarıyla kullandık (veriler gösterilmedi). Unc-58(e665) mutasyonu, pozitif olarak düzenlenmiş solucanları taramak için etkili bir şekilde kullanılabilecek görünür bir fenotip (felç) sağlar24. Alternatif olarak, floresan mikroskop erişimi varsa, floresan etiketli bir gtbp-1 geni de bu protokol19için ortak CRISPR işaretleyicisi olarak kullanılabilir.

Bu genom düzenleme yöntemini kullanırken yüksek düzenleme verimliliği için, düzenleme sitesinin Cas9 kesme sitesinden 10 ila 30 baz içinde olması gerekir. Düzenleme sitesi Cas9 kesme sitesinden 30 tabandan fazla uzaktaysa, düzenleme verimliliği büyük ölçüde19,35,37düşer. Bununla birlikte, Meyer laboratuvarından yapılan yeni bir çalışma, bir birinden uzak bir mesafede iki çift iplikçik molası oluşturmanın, bu protokolü kullanarak Cas9 kesim bölgesinden çok uzakta düzenlemelerin eklenmesini sağlayabileceğinigöstermiştir 28.

Geçerli protokolde, onarım şablonu, eklenen üç durdurma kodonunu aynı okuma çerçevesinde görünecek şekilde tasarlanmıştır. Ancak, null mutantlar oluşturmak için alternatif bir strateji, daha önce50olarak açıklanan evrensel bir 43 tabanlı uzun knock-in STOP-IN kaseti kullanmak olacaktır. Daha da önemlisi, bu kaset olası üç okuma karesinde de kodonları durdurur ve karektöz mutasyonlara neden olur. Bu, düzenleme sitesinde yanlış veya eksik onarım oluştuğunda null mutantlar oluşturmak için özellikle yararlı bir stratejidir.

Sonuç olarak, kısa süresi ve bu yöntemdeki son gelişmeler nedeniyle, bu, kısa immünojenik epitop etiketlerinin, floresan etiketlerin eklenmesini, gen silmeleri, gen değiştirmeleri ve kodon ikamelerinin eklenmesini içeren rutin laboratuvar deneyleri için mükemmel bir yöntemdir.

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Bu çalışma Tulsa Üniversitesi (TU) başlangıç fonları ve Jyoti Iyer’e verilen TU Fakültesi Geliştirme Yaz Bursu tarafından desteklendi. Kimya Yaz Lisans Araştırma Programı (CSURP) ve Tulsa Lisans Araştırma Yarışması’na (TURC) bu çalışmada yer alan öğrencilere burs verdirilenler için teşekkür ederiz. Bayan Caroline Dunn’a teknik yardımı için teşekkür ederiz. Son olarak, Dr. Jordan Ward, Aimee Jaramillo-Lambert, Anna Allen, Robert Sheaff, William Potter ve Saili Moghe’ye bu makale hakkındaki eleştirel yorumları için teşekkür ederiz.

Materials

Barcoded DNA sequencing tubes Eurofins Genomics SimpleSeq Kit Premixed N/A
Cas9 protein PNA Bio CP01 Lyophilized Cas9 protein was resuspended in 20%glycerol containing nuclease-free water, aliquoted and stored at -80 °C
crRNAs Horizon Discovery/ GE Dharmacon N/A Lyophilized crRNAs were resuspended in 5 mM Tris-Cl pH 7.5, aliquoted and stored at -80 °C
ECoRI New England Biolabs R3101S Stored at -30 °C
Minelute PCR purification kit Qiagen 28004 Spin columns stored at 4 °C
MyTaq Redmix Meridian Bioscience BIO-25043 Stored at -30 °C
Primers IDT N/A Standard 20 nmol oligos were synthesized, resuspended in sterile nuclease-free water and stored at -30 °C
Proteinase K Gold Bio P-480-SL4 Stored at -30 °C
Repair template oligos IDT N/A 4 nmol Ultramer oligos were synthesized, resuspended in sterile nuclease-free water and stored at -30 °C
tracrRNA Horizon Discovery/ GE Dharmacon U-002005-50 Lyophilized tracrRNA was resuspended in 5 mM Tris-Cl pH 7.5, aliquoted and stored at -80 °C
DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Sander, J. D., Joung, J. K. CRISPR-Cas systems for editing, regulating and targeting genomes. Nature Biotechnology. 32 (4), 347-355 (2014).
  2. Carroll, D. Genome engineering with targetable nucleases. Annual Review of Biochemistry. 83, 409-439 (2014).
  3. Chandrasegaran, S., Carroll, D. Origins of Programmable Nucleases for Genome Engineering. Journal of Molecular Biology. 428 (5), 963-989 (2016).
  4. Knott, G. J., Doudna, J. A. CRISPR-Cas guides the future of genetic engineering. Science. 361 (6405), 866-869 (2018).
  5. Barrangou, R., et al. CRISPR provides acquired resistance against viruses in prokaryotes. Science. 315 (5819), 1709-1712 (2007).
  6. Marraffini, L. A., Sontheimer, E. J. CRISPR interference limits horizontal gene transfer in staphylococci by targeting DNA. Science. 322 (5909), 1843-1845 (2008).
  7. Brouns, S. J., et al. Small CRISPR RNAs guide antiviral defense in prokaryotes. Science. 321 (5891), 960-964 (2008).
  8. Mojica, F. J., Díez-Villaseñor, C., García-Martínez, J., Almendros, C. Short motif sequences determine the targets of the prokaryotic CRISPR defence system. Microbiology. 155 (3), 733-740 (2009).
  9. Garneau, J. E., et al. The CRISPR/Cas bacterial immune system cleaves bacteriophage and plasmid DNA. Nature. 468 (7320), 67-71 (2010).
  10. Gasiunas, G., Barrangou, R., Horvath, P., Siksnys, V. Cas9-crRNA ribonucleoprotein complex mediates specific DNA cleavage for adaptive immunity in bacteria. Proceedings of the National Academy of Sciences. 109 (39), 2579-2586 (2012).
  11. Jinek, M., et al. A programmable dual-RNA-guided DNA endonuclease in adaptive bacterial immunity. Science. 337 (6096), 816-821 (2012).
  12. Makarova, K. S., Koonin, E. V. Annotation and classification of CRISPR-Cas systems. CRISPR, Methods in Molecular Biology. 1311, 7-75 (2015).
  13. Pawelczak, K. S., Gavande, N. S., VanderVere-Carozza, P. S., Turchi, J. J. Modulating DNA Repair Pathways to Improve Precision Genome Engineering. ACS Chemical Biology. 13 (2), 389-396 (2018).
  14. Frøkjær-Jensen, C. Exciting prospects for precise engineering of Caenorhabditis elegans genomes with CRISPR/Cas9. Genetics. 195 (3), 635-642 (2013).
  15. Waaijers, S., Boxem, M. Engineering the Caenorhabditis elegans genome with CRISPR/Cas9. Methods. 68 (3), 381-388 (2014).
  16. Xu, S. The application of CRISPR-Cas9 genome editing in Caenorhabditis elegans. Journal of Genetics and Genomics. 42 (8), 413-421 (2015).
  17. Dickinson, D. J., Goldstein, B. CRISPR-based methods for Caenorhabditis elegans genome engineering. Genetics. 202 (3), 885-901 (2016).
  18. Nance, J., Frøkjær-Jensen, C. The Caenorhabditis elegans transgenic toolbox. Genetics. 212 (4), 959-990 (2019).
  19. Paix, A., Folkmann, A., Seydoux, G. Precision genome editing using CRISPR-Cas9 and linear repair templates in C. elegans. Methods. 121, 86-93 (2017).
  20. Kim, H. M., Colaiácovo, M. P. CRISPR-Cas9-Guided Genome Engineering in Caenorhabditis elegans. Current Protocols in Molecular Biology. 129 (1), 106 (2019).
  21. Prior, H., MacConnachie, L., Martinez, J. L., Nicholl, G. C., Beg, A. A. A Rapid and Facile Pipeline for Generating Genomic Point Mutants in C. elegans Using CRISPR/Cas9 Ribonucleoproteins. Journal of Visualized Experiments. (134), e57518 (2018).
  22. Prior, H., Jawad, A. K., MacConnachie, L., Beg, A. A. Highly efficient, rapid and Co-CRISPR-independent genome editing in Caenorhabditis elegans. G3: Genes, Genomes, Genetics. 7 (11), 3693-3698 (2017).
  23. Farboud, B., Meyer, B. J. Dramatic enhancement of genome editing by CRISPR/Cas9 through improved guide RNA design. Genetics. 199 (4), 959-971 (2015).
  24. Arribere, J. A., Bell, R. T., Fu, B. X., Artiles, K. L., Hartman, P. S., Fire, A. Z. Efficient marker-free recovery of custom genetic modifications with CRISPR/Cas9 in Caenorhabditis elegans. Genetics. 198 (3), 837-846 (2014).
  25. Kim, H., et al. A co-CRISPR strategy for efficient genome editing in Caenorhabditis elegans. Genetics. 197 (4), 1069-1080 (2014).
  26. Ward, J. D. Rapid and precise engineering of the Caenorhabditis elegans genome with lethal mutation co-conversion and inactivation of NHEJ repair. Genetics. 199 (2), 363-377 (2015).
  27. Paix, A., Folkmann, A., Rasoloson, D., Seydoux, G. High efficiency, homology-directed genome editing in Caenorhabditis elegans using CRISPR-Cas9 ribonucleoprotein complexes. Genetics. 201 (1), 47-54 (2015).
  28. Farboud, B., Severson, A. F., Meyer, B. J. Strategies for efficient genome editing using CRISPR-Cas9. Genetics. 211 (2), 431-457 (2019).
  29. Levy, A. D., Yang, J., Kramer, J. M. Molecular and genetic analyses of the Caenorhabditis elegans dpy-2 and dpy-10 collagen genes: a variety of molecular alterations affect organismal morphology. Molecular Biology of the Cell. 4 (8), 803-817 (1993).
  30. Kramer, J. M., Johnson, J. J., Edgar, R. S., Basch, C., Roberts, S. The sqt-1 gene of C. elegans encodes a collagen critical for organismal morphogenesis. Cell. 55 (4), 555-565 (1988).
  31. Schnabel, H., Schnabel, R. An organ-specific differentiation gene, pha-1, from Caenorhabditis elegans. Science. 250 (4981), 686-688 (1990).
  32. Granato, M., Schnabel, H., Schnabel, R. pha-1, a selectable marker for gene transfer in C. elegans. Nucleic Acids Research. 22 (9), 1762-1763 (1994).
  33. Chalfie, M., Thomson, J. N. Structural and functional diversity in the neuronal microtubules of Caenorhabditis elegans. Journal of Cell Biology. 93 (1), 15-23 (1982).
  34. Severson, A. F., Hamill, D. R., Carter, J. C., Schumacher, J., Bowerman, B. The aurora-related kinase AIR-2 recruits ZEN-4/CeMKLP1 to the mitotic spindle at metaphase and is required for cytokinesis. Current Biology. 10 (19), 1162-1171 (2000).
  35. Paix, A., Schmidt, H., Seydoux, G. Cas9-assisted recombineering in C. elegans: genome editing using in vivo assembly of linear DNAs. Nucleic Acids Research. 44 (15), 128 (2016).
  36. Chiu, H., Schwartz, H. T., Antoshechkin, I., Sternberg, P. W. Transgene-free genome editing in Caenorhabditis elegans using CRISPR-Cas. Genetics. 195 (3), 1167-1171 (2013).
  37. Paix, A., et al. Scalable and versatile genome editing using linear DNAs with microhomology to Cas9 Sites in Caenorhabditis elegans. Genetics. 198 (4), 1347-1356 (2014).
  38. Au, V., et al. CRISPR/Cas9 methodology for the generation of knockout deletions in Caenorhabditis elegans. G3: Genes, Genomes, Genetics. 9 (1), 135-144 (2019).
  39. Dickinson, D. J., Ward, J. D., Reiner, D. J., Goldstein, B. Engineering the Caenorhabditis elegans genome using Cas9-triggered homologous recombination. Nature Methods. 10 (10), 1028-1034 (2013).
  40. Friedland, A. E., Tzur, Y. B., Esvelt, K. M., Colaiácovo, M. P., Church, G. M., Calarco, J. A. Heritable genome editing in C. elegans via a CRISPR-Cas9 system. Nature Methods. 10 (8), 741-743 (2013).
  41. Haeussler, M., et al. Evaluation of off-target and on-target scoring algorithms and integration into the guide RNA selection tool CRISPOR. Genome Biology. 17 (1), 148 (2016).
  42. Gagnon, J. A., et al. Efficient mutagenesis by Cas9 protein-mediated oligonucleotide insertion and large-scale assessment of single-guide RNAs. PloS One. 9 (5), e98186 (2014).
  43. Iyer, J., DeVaul, N., Hansen, T., Nebenfuehr, B. Using microinjection to generate genetically modified Caenorhabditis elegans by CRISPR/Cas9 editing. Microinjection, Methods in Molecular Biology. 1874, 431-457 (2019).
  44. JoVE Science Education Database. Basic Methods in Cellular and Molecular Biology. PCR: The Polymerase Chain Reaction. Journal of Visualized Experiments. , (2017).
  45. Peel, N., Iyer, J., Naik, A., Dougherty, M. P., Decker, M., O’Connell, K. F. Protein phosphatase 1 down regulates ZYG-1 levels to limit centriole duplication. PLoS Genetics. 13 (1), 1006543 (2017).
  46. Dickinson, D. J., Pani, A. M., Heppert, J. K., Higgins, C. D., Goldstein, B. Streamlined genome engineering with a self-excising drug selection cassette. Genetics. 200 (4), 1035-1049 (2015).
  47. Norris, A. D., Kim, H. M., Colaiácovo, M. P., Calarco, J. A. Efficient genome editing in Caenorhabditis elegans with a toolkit of dual-marker selection cassettes. Genetics. 201 (2), 449-458 (2015).
  48. Schwartz, M. L., Jorgensen, E. M. SapTrap, a toolkit for high-throughput CRISPR/Cas9 gene modification in Caenorhabditis elegans. Genetics. 202 (4), 1277-1288 (2016).
  49. Ghanta, K. S., Mello, C. C. Melting dsDNA Donor Molecules Greatly Improves Precision Genome Editing in Caenorhabditis elegans. Genetics. 216 (2), (2020).
  50. Wang, H., Park, H., Liu, J., Sternberg, P. W. An efficient genome editing strategy to generate putative null mutants in Caenorhabditis elegans using CRISPR/Cas9. G3: Genes, Genomes, Genetics. 8 (11), 3607-3616 (2018).

Tags

CRISPR/Cas9C. ElegansRbm-3.2 GeneDpy-10 Co-CRISPRRibonucleoprotein ComplexesGenome EditingMicroinjectionRoller PhenotypeDumpy Phenotype

Play Video
PDF
DOI
DOWNLOAD MATERIALS LIST
Cite This Article
Smith, A., Bergwell, M., Smith, E., Mathew, D., Iyer, J. CRISPR/Cas9 Editing of the C. elegans rbm-3.2 Gene using the dpy-10 Co-CRISPR Screening Marker and Assembled Ribonucleoprotein Complexes.. J. Vis. Exp. (166), e62001, doi:10.3791/62001 (2020).
Download Citation
Reprints and Permissions

View Video

✖

To prove you're not a robot, please enter the text in the image below

CAPTCHA Image
Play CAPTCHA Audio
Refresh Image